诱发肺水肿动物模型方法及评价

张丹参 王非凡

河北科技大学，石家庄，050018，中国

肺水肿是指肺毛细血管内液体渗入肺间质和肺泡，使肺血管外液量增多的病理状态。急性肺水肿的临床表现为突然发病、呼吸困难、紫绀、咳嗽、咳无色或粉红色泡沫，肺有弥漫性湿啰音，重者因呼吸衰竭而死亡，X线检查表现呈两肺蝶形模糊阴影，是呼吸系统临床急症之一［1］。引起肺水肿的原因虽然各种各样，但大多数是由于肺毛细血管壁通透性增加或毛细血管内血压升高所致。肺水肿动物模型的复制，常采用注射一定的化学物质（如硝酸银、氯化铵）或吸入一定量的化学毒气（如氯气、双光气）等方法。肺水肿的典型表现有呼吸急促、呼吸困难，听诊有湿啰音，气管插管口有粉红色泡沫痰溢出。

1 诱发肺水肿动物模型方法

1.1 氯气吸入法致肺水肿模型

小鼠体重25 g 左右，用1 g 重铬酸钾加5 mL 浓氯化氢，使瓶中生成薄薄一层云雾状气体后，将动物投于瓶中，小鼠吸入氯气而致肺水肿。

高浓度的氯气可引起严重的呼吸系统损伤。关于氯气的致伤机制目前主要认为是氯气与呼吸道黏膜接触后发生如下反应：Cl2+H2O→HOCl+HCl。其中HOCl是主要的致伤物质，可引起黏膜上皮细胞和肺泡上皮的坏死脱落，且可直接导致肺微血管通透性增加。此外，HCl 也可使肺泡微血管对蛋白质的通透性增加［2］。

1.1.1 小鼠氯气吸入法致肺水肿模型

张洪伟等［2］建立了鼠的实验性肺水肿动物模型，取小白鼠一只，称体质量，计数呼吸频率及观察呼吸深度。将鼠放入广口瓶中慢慢通入氯气，待瓶中生成一层薄薄云雾状气体后中止通气。观察动物一般表现及呼吸变化。动物死后即解剖，切开胸腔观察肺组织变化，然后用线结扎气管下端，在结扎的上端剪断气管取出全肺，清除肺周围的其他组织。将肺放在玻璃培养皿内，用纸吸去其外表水分，称取肺的质量，计算肺占体重的百分数，与正常动物对照［2］。

1.2 甲醛吸入法致肺水肿模型

通过自制封闭装置，连续通气促进甲醛挥发并结合间歇喷雾，给大鼠持续吸 入高浓度甲醛挥发气体制作肺水肿动物模型［3］。

甲醛吸入致大鼠急性肺水肿动物模型的制作关键在几个方面：即控制好甲醛浓度、染毒温度、染毒时间和鼠均吸毒流量以及动物年龄等，若甲醛浓度过低，如染毒装置敞开或染毒空间小而鼠密度过大，染毒需要时间延长且效果不理想［4］；相反，如果一次放入大鼠数量过少，导致鼠均吸入毒气浓度高流量过大，除非缩短染毒时间，否则动物肺水肿严重，死亡率增高。如果温度过高，如35℃，则动物易中毒且较深，温度低如 18～20℃则中毒较温和。染毒时间则与中毒成正相关，时间长染毒深。成年鼠或许比未成年鼠更能耐受。以上各因素恰当搭配，才能做出理想的动物模型［5］。

1.2.1 大鼠甲醛吸入法致肺水肿模型

梁志锋等［5］建立了鼠的实验性肺水肿动物模型。大鼠按随机数字表分对照组（10只）和甲醛组（14只）。称量，标记，装入大鼠笼中，置于染毒箱正中，启动加氧泵并盖好箱盖，动物出现明显症状时开始计时，让大鼠在箱内连续吸入甲醛染毒素2 h，密切观察大鼠的一般反应情况并记录，期间每隔 25～30 min 给箱内喷入雾化甲醛1次，每次约10 mL 。染毒结束后取出大鼠，放室外通风处，禁食不禁水，过5 h 后大鼠 颈椎脱臼处死，称体质量及心脏和肺脏湿质量，计算心肺系数、肺指数［6］。

1.3 双光气吸入致肺水肿模型

将12 mg·L-1双光气滴在滤纸上，干后放入密闭容器内，将小鼠置于容器内15 min，即可形成肺水肿，全部操作应在通风橱进行数［7］。

双光气主要作用于呼吸器官，认为是刺激呼吸道感受器，通过迷走神经将冲动传入四叠体以下中枢，再通过交感神经将冲动传至肺血管，使其通透性增高，而发生肺水肿。

1.3.1 大鼠双光气吸入法致肺水肿模型

刘瑞等［5］建立了鼠的实验性肺水肿动物模型。小鼠50只，雌雄各半，体质量为18～23 g，随机分为5组：正常对照组、光气染毒剂量32、39、46、53 mg·L-1组，每组小鼠各10只。正常对照组小鼠放入动态染毒柜中 5 min，染毒组小鼠放入染毒柜中，分别给予 32、39、46 和53 mg·L-1的光气，染毒 5 min［8］。

指标测定染毒后4 h 断头取血，分离血清，测定血清丙二醛（malonic dialdehyde，MDA）含量。取肺脏，称量肺脏湿重，放入75℃ 烤箱烘烤 24 h，直至恒重，称量肺脏干重，计算肺脏湿干比。取肝脏，左下叶用体积分数为 4%的甲醛固定HE 染色；其余肝脏加生理盐水制成1∶5 的匀浆液，3 000 g 离心 10 min，取上清测定 MDA 含量、总超氧化物歧化酶（total superoxide dismutase，T-SOD）活力。血清和肝匀浆MDA 含量测定，采用改进的硫代巴比妥酸荧光法，T-SOD 活力测定，采用改良盐酸羟胺法［9］。

1.4 氯化铵中毒致肺水肿模型

动物选大鼠、小鼠、豚鼠，分别于腹腔注射氯化铵0.6 mL·100g-1（大鼠）、0.15 mL·10 g-1（小鼠）和0.5～0.7 mL·kg-1（豚鼠），使其药液浓度分别达6%，3%，6%［10］。

氯化铵中毒性肺水肿，认为是通过神经系统选择性地对肺毛细血管起作用，使毛细血管扩张、通透性增加，而致肺水肿。

1.4.1 大鼠氯化铵中毒致肺水肿模型

薛敬礼等［10］建立了鼠的实验性肺水肿动物模型。称重实验组大鼠腹腔注射6%氯化铵，然后观察一般情况和呼吸，存活时间。对照组不作任何处理，对动物实行安乐死。解剖，先结扎气管以免液体外溢，将肺和心脏一起取出，剪除心脏和其它脂肪组织，用滤纸吸去肺表面的液体，用天平称两肺质量，计算肺质量系数，若肺质量系数＞1%，证明肺水肿已形成［10］。

1.5 快速生理盐水输液致肺水肿模型

家兔或犬，静脉快速输入大量生理盐水，按每分钟40 mL·kg-1注入动物全血量1～1.5 倍时即可发生肺水肿［11］。

在大量快速输液基础上，输注肾上腺素，可引起外周血管广泛收缩，导致血液由体循环急速转移到肺循环，加之毛细血管通透性增高，未能为左心所代偿，结果使左心房压力和肺毛细血管流体静压突然升高，液体进入肺泡及间质增多，影响肺呼吸功能，而出现肺水肿。

1.5.1 家兔快速输液致肺水肿模型

陈德森等［9］建立了家兔的实验性肺水肿动物模型。称重家兔2%普鲁卡因局部麻醉，将动物仰卧固定于实验台上，分离一侧颈总动脉以备取血，用BL-410生物机能实验系统记录心率及呼吸频率。注入生理盐水（10 mL·kg-1），迷走神经组切断家兔颈部两侧迷走神经。各组动物以出现进行性呼吸困难、发绀、鼻溢出粉红色泡沫样痰，可闻及湿性啰音并逐渐增强为建模成功［13］。

1.5.2 家养鸭快速输液致肺水肿模型

邹亚超等［1］建立了家鸭的实验性肺水肿动物模型。准确称重后将鸭仰卧固定于动物手术台上，1%普鲁卡因局麻下切颈前皮肤，分离和插管气管、一侧动脉和另一侧静脉。记录正常的呼吸，血压和肺部呼吸音。按160 mL·kg-1输入37℃生理盐水，输液浓度150～180 滴·min-1，当输液达总量2/3 时，注入肾上腺素0.5 mL·kg-1，观察呼吸，血压和肺部呼吸音的变化。当肺部出现湿性罗音和气管插管出现粉红分泡沫溢液时，证明动物出现急性肺水肿。剪开胸前壁、结扎气管取出肺，准确称取肺重量，计算肺系数［1］。

1.5.3 猫快速输液致肺水肿模型

何建宇等［14］建立了家猫的实验性肺水肿动物模型。快速输液致心衰模型造模：家猫以20% 乌拉坦1.2 mg·kg-1腹腔麻醉，仰卧手术台固定。分离气管及颈总动脉，分别行气管及颈总动脉插管。气管插管连接HX-200 动物呼吸机机械通气，颈总动脉插管连接YH-4 型生理压力传感器，将换能器信号输入微机BL-420 生物机能实验系统。沿胸骨中线打开胸腔，剪开心包，暴露心脏。缝制心包床后，再将一内径约0.20 cm的心室导管插入左心室，连接YH-4 型生理压力传感器，测量左室内压（left ventricular pressure，LVP），将LVP 信号输入微机BL-420 生物机能实验系统，测定左室舒张末期压（left ventricular end-diastolic pressure，LVEDP）。同时，对LVP 上升速度进行微分计算，得到±dp/dtmax。动物麻醉开胸后，股静脉给予生理盐水20 mL·h-1以补充血容量。淘汰LVEDP＞1.6 kPa 者。待血流动力学各项指标稳定30 min 后，描记一段正常图形和各种指标的数值作为基础值。先静脉快速输入生理盐水250～300 mL，至LVEDP 达到或超过造模前值的150%并稳定 30 min 后，确定为急性肺水肿模型造模成功［14］。

1.6 高渗葡萄糖输注致肺水肿模型

动物麻醉后，气管插管，抬高固定台头端成30°角，保持气管位于正中位，10%葡萄糖（1 mL·kg-1），将针头插入气管插管分叉处，在5 min 内缓慢匀速地将葡萄糖液滴入气管内，以造成渗透性肺水肿。

大量快速输液时，血容量明显增加，血液稀释而致血管内流体静压上升，胶体渗透压下降，有利于水肿的发生。

1.6.1 犬高渗葡萄糖输注致肺水肿模型

本地犬6只，雌雄各半，2月龄，体质量（3±0.5）kg，将葡萄糖氯化钠注射液按每千克体质量100 mL 静脉滴注，速度控制在 60 滴·min-1，对犬心率和呼吸音进行监测。待两肺区湿啰音出现后，Xray 胸片检查，观察双肺野阴影大小和程度。病理模型成功复制 后采用药物进行对症治疗，观察动物的各种表现并做好相关记录。

1.7 肾上腺素静脉输注致肺水肿模型

沿家兔耳缘静脉注入1∶5 000 肾上腺素0.4～0.6 mg·kg-1；或在快速输入大量生理盐水后，将0.1%肾上腺素0.5 mg·kg-1用生理盐水稀释10 倍后加入输液瓶中，继续滴注，可造成肺水肿［15］。

肾上腺素复制肺水肿模型简单、易操作、临床症状典型，经济易行且重复性好，有关检测指标的变化充分体现了该型肺水肿的许多临床特点。在注入后5 min可听及湿啰音，30 min 后即出现粉红色样痰，所测得的肺系数大于正常值约3倍左右。

1.7.1 大鼠肾上腺素静脉输注致肺水肿模型

薛敬礼等［10］建立了大鼠的实验性肺水肿动物模型。大鼠称质量后，用20%乌拉坦（5 mL·kg-1）腹腔注射麻醉或1%戊巴比妥钠5 mL·kg-1肌肉注射麻醉，背位固定，做颈部正中纵切口（长2 cm），分离气管、左侧颈总动脉及右侧颈浅静脉。插入气管插管固定，然后将其的一端与压力换能器相连并连接在微机记录系统，描记呼吸曲线。

结扎颈浅静脉远心端，在近心端插入静脉插管（内充0.1%的肝素化生理盐水）结扎固定，注入0.5%肝素（0.01 mL·kg-1）抗凝。结扎颈总动脉远心端，动脉夹夹闭近心端，插入充满0.1%肝素的动脉插管结扎固定，将动脉插管经压力换能器连于记录仪或微机系统上，记录一段正常血压曲线。经颈浅静脉推注0.01%的肾上腺素（0.1 mL·100 g-1），观察动物的表现及存活时间。动物死亡或处死后，同上取出肺脏，称重并计算肺质量系数［10］。

1.7.2 家兔肾上腺素静脉输注致肺水肿模型

李灿等［15］建立了家兔的实验性肺水肿动物模型。家兔称重后耳缘静脉注入20%乌拉坦（5 mL·kg-1）麻醉，背位固定，在颈部正中做长6 cm 的纵切口，钝性分离气管和一侧的颈浅静脉。气管插管用粗棉线结扎固定，然后将其一端与压力换能器相连并连接在微机记录系统上，描记呼吸曲线［15］。

结扎颈浅静脉远心端，在近心端插入连有输液装置的静脉插管，打开输液装置检查是否通畅，然后将输液滴数调到每分钟10～15 滴，以防止血液凝固，观察并描记正常呼吸曲线。

输入生理盐水100 mL·kg-1，输液速度控制在每分钟150～180 滴，输完后，将0.1%肾上腺素0.5 mg·kg-1用生理盐水稀释10 倍后加入输液瓶中，继续滴注。肾上腺素输完后，可给少量生理盐水，以每分钟10～15 滴速度维持通道，以便必要时第二次给药。

当动物出现肺水肿典型表现时，用止血钳夹闭气管，剪开胸前壁，然后用粗棉线在气管分叉处结扎，防止水肿液溢出，小心分离心脏和血管，将肺取出，用滤纸吸干肺表面水分后，准确称取肺质量，计算肺质量系数。

1.8 油酸致肺水肿模型

家兔耳缘静脉注射油酸0.08 mL·kg-1，30 min 出现气促、唇舌发绀，1 h 后即可发生肺水肿。

油酸复制肺水肿模型方法简便、成功率高。但剂量小，症状不典型；大剂量，症状典型，但治疗效果差，且病因与临床差距甚远［16］。

1.8.1 大鼠油酸静脉注射致肺水肿模型

张青峰等［17］建立了大鼠的实验性肺水肿动物模型。将试验动物大鼠随机分成 2组，A组8只，B组12只。A组为正常对照组，不作任何处理；B组（试验组）为油酸致伤组，称质量，并沿大鼠尾静脉注射油酸0.2 mL·kg-1，推注后观察大鼠呼吸频率、湿啰音、咳血、身体抽搐等体征变化出现的时间，并与 A组进行比较。1.5 h 后处死，A组动物也在同一时间处死。解剖时，先结扎气管以免液体外溢，然后将肺和心脏一起取出，剪除心脏和脂肪组织，并用滤纸吸去肺表面的液体，最后用天平分别称量 A、B组大鼠的肺质量，计算肺质量系数，若肺质量系数＞1%，证明肺水肿形成［17］。

1.8.2 家兔油酸静脉注射致肺水肿模型

李灿等［15］建立了家兔的实验性肺水肿动物模型。称重，用25%乌拉坦100 mg·kg-1耳缘静脉注射麻醉家兔，固定手术台上。剪去颈部被毛，分离气管，行气管插管术。沿家兔耳缘静脉注入油酸0.08 mL·kg-1，对照组不作任何处理。观察家兔的呼吸及一般情况改变，通过计算机生物信号分析记录系统描记呼吸曲线。若呼吸曲线明显变浅变快或气管内涌出粉红色泡沫样液体，则提示肺水肿已形成，记录肺水肿形成的时间。如有家兔死亡，记录死亡时间。放血处死家兔，取气管—支气管—肺。用粗线自气管下方结扎气管，自上而下打开胸腔，将肺和心脏一起取出，剪去心脏，用滤纸吸去肺表现的水分，天平称两肺质量，计算肺质量系数，若肺质量系数＞5.0，证明肺水肿已形成［18］。

1.8.3 小型猪油酸静脉注射致肺水肿模型

赵进等［19］建立了小型猪的实验性肺水肿动物模型。将实验动物随机分成 2组。A组为正常对照组，B组为油酸致伤组，每组10只。两组动物在实验前均禁食12 h。将动物用 3%的戊巴比妥钠5 mL 和速眠新1 mL 肌注麻醉后，俯卧位固定于手术台。3%的戊巴比妥钠 5 mL·h-1维持麻醉。A组（对照组）不作任何处理，B组沿小型猪耳缘静脉缓慢注入油酸0.15 mL·kg-1，30 min 内注完。观察两组动物的呼吸及一般情况改变。B组动物均以油酸推注4 h 后放血处死，A组动物在同一时间放血处死，打开胸腔，分离出气管，于环状软骨下结扎，在结扎处以上切断气管。B组动物用线在气管分叉处结扎以防止肺水肿液渗出，将气管连同整个肺脏取出，小心剔除肺外组织。

1.9 氯仿静脉注射致肺水肿模型

家兔耳缘静脉注射10%的氯仿0.1 mL·kg-1，10 min后呼吸变浅快，逐渐发展为呼吸困难、紫绀，发生肺水肿［15］。

氯仿复制肺水肿起效快，症状典型，所测得的肺质量系数大于正常值1 倍左右，但氯仿不稳定，见光易分解，不易保存；且氯仿的毒性较大，容易损伤实验动物。

1.9.1 大鼠氯仿静脉注射致肺水肿模型

薛敬礼［10］等采用大鼠，称重，实验组大鼠腹腔注射25%氯仿12 mL·kg-1，然后观察一般情况和呼吸，存活时间。对照组不作任何处理，对动物实行安乐死。解剖，先结扎气管以免液体外溢，将肺和心脏一起取出，剪除心脏和其它脂肪组织，用滤纸吸去肺表面的液体，用天平称两肺质量，计算肺质量系数，若肺质量系数＞1%，证明肺水肿已形成［10］。

1.9.2 家兔氯仿静脉注射致肺水肿模型

李灿等［15］采用家兔，称重，用25%乌拉坦100 mg·kg-1耳缘静脉注射麻醉家兔，固定手术台上。剪去颈部被毛，分离气管，行气管插管术。沿家兔耳缘静脉注入10%氯仿（0.1 mL·kg-1），对照组不作任何处理。观察家兔的呼吸及一般情况改变，通过计算机生物信号分析记录系统描记呼吸曲线。若呼吸曲线明显变浅变快或气管内涌出粉红色泡沫样液体，则提示肺水肿已形成，记录肺水肿形成的时间。如有家兔死亡，记录死亡时间。放血处死家兔，取气管—支气管—肺。用粗线自气管下方结扎气管，自上而下打开胸腔，将肺和心脏一起取出，剪去心脏，用滤纸吸去肺表面的水分，天平称两肺质量，计算肺质量系数，若肺质量系数＞5.0，证明肺水肿已形成［15］。

1.10 高原反应致肺水肿动物模型

利用低压氧舱减压大鼠，观察大鼠在复合缺氧寒冷运动条件下的肺血流动力学、肺组织病理形态学改变。

高原肺水肿的发生主要取决于海拔高度、环境温度、机体的适应情况。国内外学者认为缺氧所致肺动脉高压是高原肺水肿发生的重要因素。内皮功能失调和细胞损伤导致的肺毛细血管屏障通透性增加是发病机制之一［20］。

张静等［21］建立了大鼠的实验性肺水肿动物模型。实验动物分为平原对照组、缺氧寒冷运动组。HCE 实验条件为：持续减压高度4 000 m，温度在8：00～20：00为10℃，20：00 至次日8：00为4℃；湿度与外界环境相同；实验期间自由进食和饮水，每日赶大鼠游泳运动6次，每 隔4 h l次，每次40 min。HCE 分为24、48、72 h 3个时相点，分别检测肺动脉压、心室压、采取颈动脉血后活杀取肺［21］。

2 诱发肺水肿动物模型的注意事项

输药过程中，应密切观察呼吸曲线的变化，如无肺水肿的典型表现，可重复使用肾上腺素，用法剂量同上，两次间隔宜在10～15 min，不易过频，直至出现肺水肿变化为止［22］。

取肺时要小心，防止肺组织破裂和水肿液流出，否则影响肺系数的准确性。肉眼观察肺大体变化及双肺底有无淤血发生，然后用刀片切开肺组织，观察挤压时是否有水肿液溢出（注意其量、性质、颜色）［23］。

插完静脉插管后，应马上以10～15 滴·min-1速度输液，这样可以防止静脉插管内凝血。控制好输液速度和输液量，过慢时实验组和对照组均不发生肺水肿，而过快时对照组也会发生肺水肿［24］。

总之，动物实验是生命科学研究及其他一些自然科学研究的重要手段，动物肺水肿模型可以更好的研究人类发病原因、发病机理，对于临床治疗和药物试验有重要的推动作用。目前国内外制备实验性肺水肿动物模型方法很多，但是应用不同方法和不同动物导致的肺水肿结果都需要研究。通过肺水肿动物实验，为肺水肿防治研究提供模型依据。