角蛋白酶产生菌及其应用研究进展

章帅文，杨 勇，李昆太

角蛋白酶产生菌及其应用研究进展

章帅文，杨 勇，李昆太*

（江西农业大学 生物科学与工程学院/江西省农业微生物资源开发与利用工程实验室，江西 南昌 330045）

角蛋白作为羽毛的主要成分，由于分子中存在大量相互交联的二硫键、氢键和盐键等化学键，导致其结构稳定难以有效降解，给环境造成了极大的压力。利用微生物代谢所产的角蛋白酶对其进行降解，相较于物理化学水解的方法更加高效、经济和环保，引起了国内外学者的高度关注。在对比分析角蛋白物理、化学、生物等降解法的基础上，对角蛋白酶的来源、理化性质和应用研究等进行了综述，以期为角蛋白酶相关研究提供参考。

角蛋白；羽毛；微生物；角蛋白酶

随着生活质量的不断提高，人们对鸡、鸭、鹅等家禽的需求量日趋增大，与之伴随的羽毛处理问题也接踵而至[1]。由于羽毛质量占活禽总质量的5%~7%，且目前人们对于羽毛的利用率还处于较低水平，导致全球每年鸡毛废弃物高达850万t，给世界各地对于羽毛的处理带来巨大的挑战[2]。当前对于羽毛的处理方式主要是通过填埋或焚烧，这两种方式会造成环境污染及危害人体自身健康等一系列问题[3]。羽毛近90%是由角蛋白组成的，可以作为一种具有潜在价值的生物资源，不仅可以降低环境压力，还可以实现该资源的实际应用价值[4]。本文就角蛋白酶产生菌及角蛋白酶的应用等进行了归纳总结，以期为角蛋白酶的相关研究提供参考。

1 角蛋白组成及主要分解方式

由于角蛋白由大量的二硫键、氢键、盐键等键相互交连，导致其分子结构非常稳定，不溶于水、弱酸、有机溶剂、胰蛋白酶或胃蛋白酶等常见蛋白水解酶[5]。角蛋白在自然界中丰富存在，它是继纤维素和甲壳素之后第三大产量的聚合物[6]。角蛋白作为一种纤维性、顽固性的结构蛋白，可以作为保护层，使动物有效的对抗非生物胁迫和生物攻击。

二硫键的含量是决定不同角蛋白抗性和稳定性的主要因素。从该意义上讲，角蛋白可以根据硫（半胱氨酸）含量分为硬角蛋白和软角蛋白，硬角蛋白主要存在于羽毛、头发、羊毛等中，软角蛋白主要存在于角质层中[7]。另外，角蛋白按其二级结构也可分为α-角蛋白（α-螺旋）和β-角蛋白（β-折叠）。α-角蛋白与β-角蛋白在不同的物质中存在差异，如：在毛发纤维中α-角蛋白的含量占50%~60%，β-角蛋白只含有少量的一点，尤其是在毛发角质层中更为突出；然而羽毛的α-角蛋白占41%、β-角蛋白占38%，与毛发明显存在差异。与α-角蛋白相比，β-角蛋白的构象更为广泛，更容易受到化学药品的作用[8]。

目前，角蛋白的处理主要通过物理、化学和生物等的方式进行。物理方法主要采用高温高压的水解方式，水解时的温度和压强高达220 °C、2.2 MPa。尽管该方法操作简单，但它不仅会分解如胱氨酸和半胱氨酸等氨基酸，造成营养成分的破坏，而且还需要投入大量的动力成本，造成能量的浪费[9]。化学方法主要通过强酸（如盐酸和硫酸）、强碱（如氢氧化钠和氢氧化钙）水解角蛋白，以达到破坏角蛋白中稳定二硫键结构的目的[10]。酸性水解效率很高，但会导致一些氨基酸的损失，如色氨酸；碱性水解虽然水解较慢、不完全，但氨基酸的损失较低。化学水解过程的产量取决于pH、温度和反应时间，以及所用酸或碱的类型和浓度。化学水解通常需要加热来辅助，以确保高产量，但高温会增加氨基酸的破坏程度[11]。

生物降解主要是利用微生物产生的角蛋白酶，对角蛋白进行诱导分解。相对于物理和化学水解方法，微生物降解角蛋白无需高温高压的条件，也无各种有害化学试剂的添加。即可以减少对能源的浪费，也可以减少对环境的危害，是对角蛋白降解最具有潜力的降解方式[12]。

2 角蛋白酶的来源、分类及理化性质

角蛋白酶是一种具有广谱性底物特性的蛋白酶，可降解如胶原蛋白、牛乳清蛋白、酪蛋白等可溶及不可溶性蛋白质。特别是其可降解天然的角蛋白，形成可溶性氨基酸和多肽，并且反应条件温和，相较于传统的蛋白酶有着显著优势[13-14]。角蛋白酶的发现，让人们找到了一种理想的，将角蛋白酶废弃物变废为宝的新途径。

2.1 角蛋白酶的来源

土壤中含有丰富的微生物存在，80%~90%土壤的生物过程都有微生物参与。作为主要来源于微生物生长代谢中的角蛋白酶，其来源与分布十分广泛，在细菌、放线菌和真菌中均有角蛋白酶产生菌被发现[15-16]。目前发现的角蛋白酶产生菌多来源于细菌，如：短芽孢杆菌（）[17]、嗜麦芽窄食单胞菌（）[18]、粘金黄杆菌（）[19]和假单胞菌（sp.）[20]等。由于细菌的生长周期快、产角蛋白酶活性高，加之筛选出的角蛋白酶产生菌芽孢杆菌安全系数高，因此对它的研究一直是国内外热点话题，其中产角蛋白酶的杆菌类细菌被发现最多[21]。Abdel-Fattah等[22]筛选出一株地衣芽孢杆菌（） ALW1，该菌在无氧化还原系统中对将羽毛的降解率为63%。刘标等[23]筛选出一株凝结芽孢杆菌（），发现其对猪毛角蛋白降解率为77.3%。

真菌作为最早被发现能够产生角蛋白酶的菌，Ward在1899年就报道了在马爪甲团囊菌（）中分离到角蛋白酶[24]。此外，真菌中主要是皮肤类真菌产生角蛋白酶，如红色毛癣菌（）[25]、须毛癣菌（）[26]和石膏样小孢子菌（）[27]等。但非皮肤真菌也存在能产生角蛋白酶的菌，如金色孢菌属（）[28]、镰刀霉菌属（）[29]和青霉菌属（）等[30]。黄曲霉（）之前一直是被认为在真菌中产生角蛋白酶最有研究价值的菌，但是该菌会产生有毒的黄曲霉毒素，限制了其在工业上的应用[31]。放线菌同样存在对角蛋白具有降解能力的菌株存在，但主要是链霉菌属()，如：桑氏链霉菌（）[32]、微菌核链霉菌（）[33]、黄白链霉菌（）[34]等。上述微生物可在养殖场及屠宰场附近的土壤中或者动物的表皮毛发上采集到，当使用粉状角蛋白作为培养基中的唯一碳氮源，能够筛选产角蛋白酶的微生物。可以通过挑选出具有较大水解圈的单菌落进行发酵测试，来获得其中高产角蛋白酶的菌株。

2.2 角蛋白酶的分类

根据角蛋白酶活性中心的分类，可将其分为丝氨酸蛋白酶、金属蛋白酶和天冬氨酸蛋白酶三大类[35]。其中丝氨酸蛋白酶类的角蛋白酶的数量最多、应用最广，主要产自细菌，而三联催化体Asp、His、Ser分别存在于这些微生物丝氨酸蛋白酶所在的多个高度保守区域，这对于角蛋白的水解起到了至关重要的作用；金属蛋白酶类的角蛋白酶的分布、来源最广，在细菌、放线菌和真菌中均有报道，其活性中心含有的Zn2+、Ca2+等二价金属离子，对于其催化功能起着重要作用。而一些角蛋白酶同时属于丝氨酸蛋白酶和金属蛋白酶，同时拥有以上两类酶的性质。天冬氨酸蛋白酶类的角蛋白酶目前只在人体腐生真菌白色念珠菌（）中发现，其活性中心含天冬氨酸，这种蛋白酶是白色念珠菌感染人体皮肤的作用因子[36]。

2.3 角蛋白酶的理化性质

角蛋白酶是微生物经过环境诱导后产生的胞外酶，利用降解的蛋白底物为其自身生长提供营养成分，且微生物生长环境以及种属不同，其分泌的角蛋白酶在各种性质上也会存在明显差异。

2.3.1 分子量 由于角蛋白酶的来源及产生环境不同，导致其分子量存在较大差异，从18~240 ku均有发现，但普遍都在30~60 ku。如在短小芽孢杆菌（）中，可以分离到分子量为30 ku的丝氨酸角蛋白酶[37]。分子量较大的为复合酶，其分子量高达几百ku，如玫瑰考克氏菌()经凝胶过滤层析法可分离出分子量达到240 ku的角蛋白酶[38]。

2.3.2 最适反应条件 角蛋白酶作为酶的一种，其与大部分酶一样，最适反应的pH以中性到碱性居多，一般pH为7~10。如短小芽孢杆菌所产生角蛋白酶的最适pH为9.0，地衣芽孢杆菌在pH为7.0~9.0时都有较好的活性。也有在酸性条件下角蛋白酶具有最佳反应pH，但多为人体腐生真菌所产角蛋白酶，如须毛藓菌所产生角蛋白酶的最适pH为5.5，白色假丝酵母（）的pH为4.0，这可能与人体的皮肤环境为弱酸性有关[39-42]。

角蛋白酶的最适反应温度一般在40~60 ℃，如微杆菌属（）的最适温度在55 ℃，而一些角蛋白酶类在较低或较高的温度时也表现出极佳的稳定性，如寡养单胞菌（sp.）D1为的最适温度20 ℃，海岛闪光杆菌（）AW-1的膜结合角蛋白酶的最适温度高达100 ℃，都有着相当高的工业应用价值[43]。

2.3.3 底物特异性 角蛋白酶不仅对角蛋白具有诱导水解效果，它还对一些可溶性蛋白质（酪蛋白、明胶和牛血清白蛋白等）和不可溶性蛋白质（羽毛、羊毛和指甲等）具有水解效果。但存在底物单一的，只对一种底物具有特异性，如鸡毛癣菌角蛋白酶只能降解鸟类羽毛，对其它种类的角蛋白较难降解；而一些人体腐生真菌主要降解的底物是人角质层和指甲，几乎不能降解动物毛发，这可能是长时间的环境选择进化所致。

2.3.4 特殊化学环境影响 不同的金属离子对角蛋白酶的影响具有差异性，Ca2+、Mg2+对多数角蛋白酶的产生具有促进作用，而Ni2+、Hg2+、Cd2+则对多数角蛋白酶具有抑制作用。此外，二硫苏糖醇（DTT）、巯基乙醇（β-Me）等还原剂能够协助角蛋白酶加速角蛋白的降解，而含二硫键的角蛋白酶在以其他含少量或者不含二硫键的蛋白质为底物时，需要注意其解酶二硫键的负效应。

2.4 角蛋白酶的作用机制

角蛋白酶水解角蛋白的过程，是将角蛋白的高级结构水解成氨基酸和多肽等次级结构。由于在此过程中随着不同微生物分泌的角蛋白不同，水解过程也存在着一定的差异。国内外学者对于角蛋白酶的作用机制尚未完全研究清楚，但普遍认为角蛋白的降解主要分为三步。变性作用：角蛋白酶中的二硫键还原酶将胱氨酸（S-S）还原成半胱氨酸（-SH），使角蛋白高级结构解体而形成变性角蛋白；水解作用：在角蛋白变性后，角蛋白被水解成多肽、寡肽和游离氨基酸；转氨基作用：最后在转氨基的作用下降多肽等物质水解成氨气和硫化物，从而使角蛋白彻底分解[44]。

3 角蛋白酶的应用前景

角蛋白酶是一种具有广泛应用前景的酶，在我们的日常生活中随处可见其相关产品，特别是在医学、饲料、皮革等方向都扮演着重要角色。

3.1 角蛋白酶在医药行业的应用

在医药行业，角蛋白酶具有许多不同的用途，它可以用来去除角质化的皮肤、祛除结痂、制备治疗皮肤病药剂等。由于动物体的角质层主要是由胶原蛋白和角蛋白组成的，其结构非常稳定，在保护皮肤的同时，也会妨碍皮肤对药物的吸收，给治疗皮肤疾病带来极大难度。随着对皮肤疾病研究的不断深入，发现在外敷药物中添加可提高皮肤通透性的角蛋白酶，会促进药物渗透进皮肤，使该药直接在病源体上起作用，从而提高药物疗效[45]。

3.2 角蛋白酶在饲料行业的应用

畜牧行业常因动物宰杀，而产生大量的废弃羽毛，对于这些羽毛，主要通过掩埋、焚烧的方式处理，或直接制成羽毛粉作为动物饲料。然而焚烧和掩埋不仅会污染环境，影响市容市貌，还会产生病原菌危害人畜健康。将废弃羽毛直接制成动物饲料，动物对其的消化能力不强，导致利用率大大降低。工业生产中可通过在该饲料中通过添加角蛋白酶或其产生菌的方式，使动物对该饲料的吸收率得到提高，从而提高饲料的营养价值。作为含有丰富氨基酸的角蛋白，可利用该特性，在食品中添加角蛋白的降解产物，使食品的营养价值得到提高[46]。

在家禽加工厂，羽毛作为废物副产品被大量生产，每年在全球范围内可达到数百万吨。由于羽毛结构中几乎是纯角蛋白（90%或更高），它们代表了一种潜在的、可替代的动物饲料的饮食成份。然而，羽毛废料在有限的基础上被用作于动物饲料的膳食蛋白质补充剂，因传统的加工方法需要大量的能量，并会产生消化率差和营养质量可变的产品。

3.3 角蛋白酶在皮革行业的应用

在皮革行业中，对动物皮肤进行脱毛处理，常用的方法是使用硫化钠脱毛工艺[47]。该方法主要是通过破坏角蛋白的双硫键，破坏角质层中角蛋白的稳定性，以达到脱毛的效果，该方法不仅会产生大量的废液污染环境，还会影响皮革的品质。在皮革行业使用角蛋白酶进行脱毛时，不会对皮革中的胶原蛋白造成损伤[48]。根据这一特点，使用角蛋白酶脱毛比常规化学方法进行脱毛，具有对环境污染小、皮革品质高的优点。Nadia等[49]从特基拉芽孢杆菌（）Q7分离出的细胞外角蛋白酶KERQ7，通过分析其的理化性质，判断出该酶在皮革加工业中具有潜在的应用前景。

3.4 角蛋白酶在美容行业的应用

角蛋白由于可以被角蛋白酶诱导水解，故可以将角蛋白酶添加到护肤品中，去除皮肤中老死的细胞、多余的角质层，提高皮肤的通透性，使护肤更好的进入皮肤的深层，作用于皮肤深层细胞，达到护肤的作用。做成的护肤品也可以用来清除疤痕，达到美容的作用。

3.5 角蛋白酶在其它行业的应用

角蛋白酶不仅可以被应用于以上几个行业中，它还可作为降解剂、添加剂、清洗剂等出现在我们的日常生活中。例如，富含角蛋白的废弃物被角蛋白酶降解可以用来制备生物氢[50]；在洗涤剂中添加角蛋白酶可以清洗富含角蛋白的废料排水沟，提高洗涤剂的洗涤能力[51]；被朊病毒污染的手术器械可以用角蛋白制成的清洗剂进行清洗[52]。

4 总结与展望

作为羽毛中主要成分的角蛋白，由于其对各种化学试剂和酶具有很高的抵抗力，导致羽毛一直未能被充分利用。尽管多年国内外学者一直致力于对水解角蛋白的研究，但角蛋白中含有大量的二硫键和氢键，以及疏水键相互作用和紧密堆积的角蛋白微纤维，这些物质高度交联成网状结构，使蛋白质不溶于水、弱碱和弱酸的溶液以及大多数有机溶剂。传统水解角蛋白的方法有物理和化学方法，这两种水解方式不仅会对设备产生腐蚀、产生大量的工业废水污染环境，还存在破坏角蛋白内部氨基酸的结构，造成营养流失的缺点。通过大量研究发现，利用微生物代谢所产生的角蛋白酶水解角蛋白，可以有效地减少传统水解带来的缺点。

角蛋白酶作为一种水解性蛋白酶，它能高效的将角蛋白水解成氨基酸和多肽。在水解角蛋白时，其具有反应条件温和、能源浪费率低和对设备要求低等优点。它还是一种具有广谱水解性的酶，它不仅可以降解角蛋白，还能对胶原蛋白、牛乳清蛋白和酪蛋白等蛋白起到降解作用。基于上述的优点，角蛋白酶近年来被广泛的应用于医药、皮革和食品等行业上。

[1] Azza M A F, Mamdouh S E G, Siham A I, et al. Biodegradation of feather waste by keratinase produced from newly isolatedALW1[J]. Journal of Genetic Engineering and Biotechnology, 2018, 16(2): 311-318.

[2] Fellahi S, GAD M H, Zaghlou T I, et al. A Bacillus Strain Able to Hydrolyze Alpha- and Beta-Keratin[J]. J Bioprocess Biotech, 2014, 4(7): 1-7.

[3] Sharma S , Gupta A , Chik S M S T , et al. Characterization of keratin microparticles from feather biomass with potent antioxidant and anticancer activities[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2017, 104: 189-196.

[4] Gopinath S C B, Periasamy A, Thangavel L, et al. Biotechnological Aspects and Perspective of Microbial Keratinase Production[J]. BioMed Research International, 2015, 2015: 1-10.

[5] Thyagarajan D, Barathi M, Sakthivadivu R. Scope of poultry waste utilization[J]. IOSR Journal of Agriculture Veterinary Science, 2013, 6(5): 29-35.

[6] Lange L, Huang Y, Busk P K. Microbial decomposition of keratin in nature—a new hypothesis of industrial relevance[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2016, 100(5): 2083-2096.

[7] Fang Z, Zhang J, Du G, et al. Rational protein engineering approaches to further improve the keratinolytic activity and thermostability of engineered keratinase KerSMD[J]. Biochemical Engineering Journal, 2017, 127(15): 147-153.

[8] Daroit D J, Brandelli A. A current assessment on the production of bacterial keratinases[J]. Critical Reviews in Biotechnology, 2014, 34(4): 372-384.

[9] Sun P, Liu Z T, Liu Z W. Particles from bird feather: A novel application of an ionic liquid and waste resource[J]. Journal of Hazardous Materials, 2009, 170(2-3): 786-790.

[10] Idris A, Vijayaraghavan R, Rana U A, et al. Keratins extracted from Merino wool and Brown Alpaca fibres as potential fillers for PLLA-based biocomposites[J]. Journal of Materials Science, 2014, 49(18): 6257-6269.

[11] Sinkiewicz I, Śliwińska A, Staroszczyk H, et al. Alternative Methods of Preparation of Soluble Keratin from Chicken Feathers[J]. Waste & Biomass Valorization, 2016, 8(4): 1-6.

[12] Mazotto A M, Coelho R R R, Cedrola S M L, et al. Keratinase production by threespp. using feather meal and whole feather as substrate in a submerged fermentation[J]. Enzyme Research, 2011, 2011: 1-7.

[13] Mini K D, Kalady, Jyothis M. Purification of keratinase from Aspergillus flavus S125[J]. Scholars Research Library, 2016, 6(1): 17-21.

[14] Pawar V A, Prajapati A S, Akhani R C, et al. Molecular and biochemical characterization of a thermostable keratinase from Bacillus altitudinis RBDV1[J]. Biotech, 2018, 8(2): 107-114.

[15] Nannipieri P, Ascher J, Ceccherini M T, et al. Microbial diversity and soil functions[J]. European Journal of Soil Science, 2010, 54(4): 655-670.

[16] Ranjeeta B, Manpreet K, Ram S S. Thermostable and halotolerant keratinase from Bacillus aerius NSMk2 with remarkable dehairing and laundary applications[J]. Journal of Basic Microbiology, 2019, 59(6): 555-568.

[17] Jaouadi N Z, Rekik H, Badis A, et al. Biochemical and molecular characterization of a serine keratinase from Brevibacillus brevis US575 with promising keratin-biodegradation and hide-dehairing activities[J]. PLoS One, 2013, 8(10): e76722.

[18] Fang Z, Zhang J, Liu B, et al. Biodegradation of wool waste and keratinase production in scale-up fermenter with different strategies by Stenotrophomonas maltophilia BBE11-1[J]. Bioresource Technology, 2013, 140: 286-291.

[19] Bouacem K, Bouanane-Darenfed A, Laribi-Habchi H, et al. Biochemical characterization of a detergent-stable serine alkaline protease from Caldicoprobacter guelmensis[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2015, 81(1): 299-307.

[20] Mohamad N, Phang L Y, Abd-Aziz S. Optimization of metallo-keratinase production bysp. LM19 as a potential enzyme for feather waste conversion[J]. Biocatalysis, 2017, 35(1): 1-10.

[21] 胡洪. 角蛋白酶基因工程菌的构建和表达及重组酶酶学性质与功效研究[D]. 雅安: 四川农业大学, 2013.Hu S. Development of a Keratinase-recombinant Strain and Characterization and Efficacy of the Recombinant Enzyme [D]. Sichuan Agricultural University, 2013.

[22] Abdel-Fattah A M, El-Gamal M S, Ismail S A, et al. Biodegradation of feather waste by keratinase produced from newly isolatedALW1[J]. Journal of Genetic Engineering and Biotechnology, 2018, 16(2): 311-318.

[23] 刘标, 尹红梅, 刘惠知. 猪毛角蛋白降解菌的分离筛选及其降解特性研究[J]. 农业工程学报, 2019, 35(07): 311-316.

[24] Ward H M. VIII. Onygena equina, willd. a horn-destroying fungus[J]. Philosophical Transactions of the Royal Society of London, 1899, 191: 269-291.

[25] Shapourzadeh A, Rahimi-Verki N, Atyabi S M, et al. Inhibitory effects of cold atmospheric plasma on the growth, ergosterol biosynthesis, and keratinase activity in[J]. Arch Biochem Biophys, 2016, 608: 27-33.

[26] Shi Y, Niu Q, Yu X, et al. Assessment of the function of SUB6 in the pathogenic dermatophyte Trichophyton mentagrophytes[J]. Medical Mycology, 2016, 54(1): 59-71.

[27] Sharifzadeh A, Shokri H, Khosravi A R. In vitro evaluation of antifungal susceptibility and keratinase, elastase, lipase and DNase activities of different dermatophyte species isolated from clinical specimens in Iran[J]. Mycoses, 2016, 59(11): 710-719.

[28] Bohacz J. Biodegradation of feather waste keratin by a keratinolytic soil fungus of the genus Chrysosporium and statistical optimization of feather mass loss[J]. World Journal of Microbiology and Biotechnology, 2017, 33(1): 13-29.

[29] Rodolfi M, Longa C M O, Pertot I, et al. Fungal biodiversity in the periglacial soil of Dosdè Glacier (Valtellina, Northern Italy)[J]. Journal of Basic Microbiology, 2016, 56(3): 263-274.

[30] Nwadiaro P O, Chuku A, Onyimba I A, et al. Keratin degradation byisolated from tannery soils in Jos, Nigeria[J]. British Microbiology Research Journal, 2015, 8(1): 358-366.

[31] Mazotto A M, Couri S, Damaso M C T, et al. Degradation of feather waste by Aspergillus niger keratinases: Comparison of submerged and solid-state fermentation[J]. International Biodeterioration & Biodegradation, 2013, 85(4): 189-195.

[32] Jain R, Jain A, Rawat N, et al. Feather hydrolysate fromGS 1322: A potential low cost soil amendment[J]. Journal of Bioscience & Bioengineering, 2016, 121(6): 672-677.

[33] Allure G U, D. N. G U, Agsar G U. Enhanced Production, Purification and Characterization of Alkaline Keratinase fromDNA38[J]. International Letters of Natural Sciences, 2015, 43(4): 27-37.

[34] 颜华, 柯欣, 吴佳, 等. 角蛋白高效降解菌Fea-10的筛选与鉴定[J].中南民族大学学报(自然科学版), 2017, 36(02): 30-34.

[35] 杜雅坤, 王兆敏, 许菲. 饲用蛋白酶的分类及研究概况[J]. 中国饲料添加剂, 2014(9): 34-38.

[36] Negi M, Tsuboi R, Matsui T, et al. Isolation and characterization of proteinase from Candida albicans: substrate specificity[J]. Journal of Investigative Dermatology, 1984, 83(1): 32-36.

[37] Tork S E, Shahein Y E, El-Hakim A E, et al. Purification and partial characterization of serine-metallokeratinase from a newly isolatedNRC21[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2016, 86(42): 189-196.

[38] Bernal C, Cairó J, Coello N. Purification and characterization of a novel exocellular keratinase from Kocuria rosea[J]. Enzyme & Microbial Technology, 2006, 38(1-2): 49-54.

[39] Fakhfakhzouari N, Hmidet N, Haddar A, et al. A novel serine metallokeratinase from a newly isolatedA1 grown on chicken feather meal: biochemical and molecular characterization[J]. Applied Biochemistry & Biotechnology, 2010, 162(2): 329-44.

[40] Abdel-Fattah A M , El-Gamal M S , Ismail S A , et al. Biodegradation of feather waste by keratinase produced from newly isolated,, ALW1[J]. Journal of Genetic Engineering and Biotechnology, 2018, 16(2): 311-318.

[41] Tsuboi R, Ko I, Takamori K, et al. Isolation of a keratinolytic proteinase fromwith enzymatic activity at acidic pH[J]. Infection & Immunity, 1989, 57(11): 3479-3483.

[42] Hattori M, Yoshiura K, Negi M, et al. Keratinolytic proteinase produced by Candida albicans[J]. Sabouraudia, 1984, 22 (3): 175-183.

[43] Lee Y J, Dhanasingh I, Ahn JS, et al. Biochemical and structural characterization of a keratin-degrading M32 carboxypeptidase fromAW-1[J]. Biochemical & Biophysical Research Communications, 2015, 468(4): 927-933.

[44] 季金殿. 羽毛角蛋白质降解菌的分离、鉴定与角蛋白酶基因的克隆、表达[D].泰安: 山东农业大学,2009.

[45] 蒋彪. 角蛋白酶产生菌的筛选、发酵优化、酶学特性及应用[D]. 武汉: 湖北工业大学, 2017.

[46] Kim J M, Lim W J, Suh H J. Feather-degrading Bacillus species from poultry waste[J]. Process Biochemistry, 2001, 37(3): 287-291.

[47] Verma A, Singh H, Anwar S, et al. Microbial keratinases: industrial enzymes with waste management potential.[J]. Critical Reviews in Biotechnology, 2016, 37(4): 476-491.

[48] Zhang R X, Gong J S, Su C, et al. Biochemical characterization of a novel surfactant-stable serine keratinase with no collagenase activity fromCGMCC 10798.[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2016, 93(Pt A): 843-851.

[49] Nadia Z J, Hatem R, Mouna B E, et al. A novel keratinase from Bacillus tequilensis strain Q7 with promising potential for the leather bating process[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2015, 79: 952-964.

[50] Bálint B, Bagi Z, Tóth A, et al. Utilization of keratin-containing biowaste to produce biohydrogen[J]. Appl Microbiol Biotechnol, 2005, 69(4): 404-410.

[51] Rai S K, Mukherjee A K. Optimization of production of an oxidant and detergent-stable alkaline β-keratinase from Brevibacillus sp. strain AS-S10-II: Application of enzyme in laundry detergent formulations and in leather industry[J]. Biochemical Engineering Journal, 2011, 54(1): 47-56.

[52] Jeong J H, Jeon Y D, Lee O M, et al. Characterization of a multifunctional feather-degradingisolated from forest soil[J]. Biodegradation, 2010, 21(6): 1029-1040.

Research Progress of Keratinase Production Strain and Its Application

ZHANG Shuai-wen, YANG Yong, LI Kun-tai*

（Institute of Applied Microbiology/College of Bioscience and Bioengineering, Jiangxi Agricultural University, Nangchang 330045, China）

The keratin is a major component of feathers, which is very stable and difficult to be degraded because of the existence of a large number of disulfide bonds, hydrogen bonds and salt bonds intersecting with each other in the molecular structure, and thus causes great pressure to the environment. Compared with the methods of physical and chemical hydrolysis, the advantage of higher efficiency, economy and environmental protection of the hydrolysis produced by microbial metabolism attracted the attention of scholars. In order to provide references for relating researches of the keratin, this article reviewed the properties and application of the keratin by comparing and analyzing the degradation methods.

keratin; feather; microbial; keratinase

http://xuebao.jxau.edu.cn

10.3969/j.issn.2095-3704.2019.03.39

S816.4

A

2095-3704（2019）03-0179-07

2019-08-30

江西省青年科学家培养计划项目（20142BCB23025）

章帅文（1995—），男，硕士生，主要从事植物病原真菌生物防治研究，853433179@ qq.com；

李昆太，教授，博士，atai78@ sina.com。

章帅文, 杨勇, 李昆太. 角蛋白酶产生菌及其应用研究进展[J]. 生物灾害科学, 2019, 42(3): 179-185.