猪蓝耳病抗体监测及其规律的应用

张成东　曲玖燕　彭先启　郭海岩　崔松涛

（河南牧翔动物药业有限公司，河南郑州 450000）

日常监测是预防和控制流行性疫病的重要基础[1]，是养殖户评估免疫程序合理性、选择疫苗种类、掌握猪群健康状态的重要手段。检测数据可从侧面反映猪场的管理水平高低。蓝耳病（PRRS）实验室检测方法主要包括抗原检测和抗体检测。抗原检测包括聚合酶链式反应（PCR）和实时荧光定量PCR（Real-time PCR）；抗体检测包括免疫荧光试验（IFA）、免疫过氧化物酶单层分析法（IPMA）、中和试验（SVN）和酶联免疫吸附试验（ELISA）。

由于蓝耳病病毒（PRRSV）核衣壳蛋白（N蛋白）不能诱导产生病毒中和抗体，以N蛋白作为主要包被抗原的PRRSV抗体间接ELISA方法检测结果，并不能反映机体的免疫状态，故其不适合用于对疫苗免疫效果的评价[2]。尽管N蛋白抗体ELISA检测结果不能真实反映猪的保护力，但是根据PRRS ELISA抗体S/P值的离散度结合多次抗体检测，足以准确判断猪群蓝耳病的感染状态及变化趋势[3]。与其他检测方法相比，ELISA检测方法具有操作简便、易于标准化、快速敏感等优点，非常适合大规模流行病学调查和疫病监测。

ELISA抗体检测试剂盒作为市场上最早应用的商品化检测工具，是监测PRRS的重要手段。目前，使用ELISA抗体检测法追踪并系统研究发病猪群在前驱期、明显期及转归期等不同疾病发展阶段PRRS抗体S/P值变化规律的文献较少。为更全面揭示实际生产中PRRS的抗体变化规律，本研究跟踪监测了某规模化猪场蓝耳病发病前驱期、明显期及转归期的抗体S/P值。结合以上数据，笔者针对PRRSS/P值的变化规律与猪场生产成绩的关系进行了探讨研究，期望能够为我国PRRS的监测和防控提供基础数据和科学依据。

1　材料与方法

1.1　血样采集及处理

试验地点：新乡德丰养殖场，存栏600头母猪。采血时间：分别于猪群发病的前驱期（2016年10月）、明显期（2016年11月）和转归期（2017年3月）随机选择母猪并逐头采集前腔静脉血5m L，待全血凝固析出血清后，4000 r/m in离心10 m in，取血清置于1.5 m L EP管，4℃环境存放备用。

1.2　ELISA抗体检测

RT-PCR法检测PRRS发病初期母猪血清抗原，NSP2基因引物[4]F：5’-TGGGCGACAATGTCCCTAAC-3’，R：5’-GCTGAGTATTTTGGGCGTGTG-3’，由生工生物工程（上海）股份有限公司合成。PRRS抗体检测使用进口IDEXX试剂盒。PRRS抗体的有无（阳性/阴性）根据样品的S/P值判定。如果S/P值＜0.4，样品应判定为PRRS抗体阴性；如果S/P值≥0.4，样品应判定为PRRS抗体阳性。

2　结果与分析

2.1　猪场首次血清PRRS抗原检测结果

用RT-PCR的方法扩增NSP2基因，目的基因片段涵盖变异株的基因缺失片段，用于区分经典株和变异株[5]。经典株扩增基因片段508 bp，变异株扩增基因片段418 bp。RT-PCR琼脂糖凝胶电泳显示，24份血样中（共25份血样，其中1份数据丢失）共检测出7份抗原阳性，阳性率29.2%，说明母猪群存在PRRSV野毒感染，且猪群中存在经典株和变异株（见图1），存在病毒血症的猪群中，变异毒株所占比重较大（占87.5%）。该猪群免疫过经典株疫苗，未免疫过高致病株疫苗，表明本次发病由PRRSV变异株引起，可能与猪场8月份引进的150头后备母猪有关。

2.2　猪场连续3次血清PRRS抗体监测结果

首次抗体检测结果：母猪采样25头，S/P值介于0.29～3.22；第二次抗体检测结果：母猪采样16头，S/P值介于0.18～4.01；第三次抗体检测结果：母猪采样28头，S/P值介于0.45～2.39。从母猪群抗体检测结果可以明显看出，猪群发病前驱期、明显期和转归期PRRS抗体S/P值先升高再下降；其中猪场PRRS稳定以后，抗体S/P值低于2.5（见图2）。

2.3　猪场连续3次血清PRRS抗体S/P值分布

图1　RT-PCR琼脂糖凝胶电泳结果

IDEXX PRRS抗体检测S/P＜0.4，PRRS为阴性；S/P≥0.4，PRRS为阳性；当猪群S/P≥2.5的比例大于5%，离散度大于40%时，猪群蓝耳病风险较高。抗体检测结果数值分布显示（见表1），发病初期S/P值平均值为1.40，离散度为63.08%，S/P值≥2.5的比例为16%；发病高峰期S/P值平均值为1.91，离散度为63%，S/P值≥2.5的比例为31.25%；康复期S/P值平均值为0.84，离散度为45.82%，S/P值≥2.5的比例为0。由3次抗体检测S/P值的分布可知，发病初期和高峰期PRRS S/P平均值会逐渐增大，且离散度较高；当96.1%的母猪群PRRS抗体S/P值介于0.4～2.0时，猪群恢复正常。

图2　母猪连续3次PRRS抗体检测结果

2.4　猪场生产情况

从2015年10月份到2016年2月份，猪场育肥猪群相对稳定（月死淘率在0.7%以内），母猪群和保育猪群一直很不稳定。如表2所示，母猪分娩率从2015年10月份到2016年1月份一直低于猪场的正常生产水平，2月份以后分娩率指标恢复正常；保育猪从2015年10月份到2016年1月份死淘率居高不下，一直遭受副猪嗜血杆菌和脑炎性链球菌的困扰，严重时仔猪在哺乳期间就出现整窝发热、喘气的现象，直至3月份以后生产恢复正常。

3　讨论

3.1　PRRSV ELISA抗体消长规律

由于猪场之间是否免疫PRRS疫苗及接种疫苗毒株情况不一，且PRRSV ELISA检测的抗体是非保护性中和抗体，故在通过抗体检测数据判断猪场PRRS感染状态时，不能仅仅依靠单次检测结果[6]（并非S/P值越高越稳定），而要结合抗体检测结果、猪场的疫苗免疫情况和各阶段猪群的生产情况。判断一个猪场PRRS的变化趋势，需要定期监测抗体，并综合分析。

通过发病前驱期、明显期、转归期3次抗体S/P值的变化可知，在猪场PRRS由稳定到不稳定的过程中，抗体S/P平均值会逐渐增大，且抗体离散度较大[7]；而在猪场PRRS由不稳定到稳定的过程中，抗体S/P平均值会逐渐变小，且抗体离散度较小。结合猪场的实际生产情况，当绝大多数（96.2%）猪群S/P值介于0.4～2.0时，且离散度低于45%时，母猪分娩率达到85%以上，保育猪成活率达到96%以上，猪群蓝耳病处于阳性稳定状态。

表1　母猪连续3次抗体水平检测结果分析

表2　猪场2015年10月至2016年3月母猪分娩率和保育猪成活率

3.2　PRRS抗体监测及其规律的应用

在中国普遍“蓝”的大环境下[8-10]，中小规模养殖场应该努力做到PRRS阳性稳定状态。定期检测各阶段猪群的PRRS抗体，有助于掌握PRRS在各阶段猪群的循环情况，监控整个猪场PRRS的变化趋势，便于及时做出决策（淘汰、药物控制或者疫苗免疫）。及时淘汰S/P值高于2.5且生产成绩很差的母猪及8胎以上的母猪，保持合理的种猪胎次结构；在引进后备种猪时，了解后备猪群的PRRS感染状态，做好疫苗驯化或者淘汰母猪驯化[11]，有助于种猪群维持PRRS阳性稳定状态。对于保育和育肥猪群PRRS阶段性发病问题，可以在猪群发病前1个月做经典株弱毒苗的免疫，有利于维持猪群PRRS阳性稳定，减少损失；对于PRRS阳性猪群，减少应激，定期投喂大环内酯类抗生素[12-14]，有助于维持猪群良好的生产状态。

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