竹黄遗传多样性与竹红菌素合成和抗癌作用的研究进展

赵宁 陈双林

（南京师范大学生命科学学院，南京 210023）

竹黄（Shiraia bambusicolaHenn.）是子囊菌门的单种属真菌。通常寄生于竹子的嫩枝上，是我国民间传统的药用资源［1］。竹黄的主要活性代谢产物是属于苝醌类化合物的竹红菌素（Hypocrellins），分为竹红菌甲素（Hypocrellin A，HA）、竹红菌乙素（Hypocrellin B，HB）、竹红菌丙素（Hypocrellin C，HC）和竹红菌丁素（Hypocrellin D，HD）［2-3］。竹红菌素具有抗病毒、抗肿瘤、抗菌、镇痛、抗炎、利尿和护心血管的作用，作为光敏药物在临床上用于治疗风湿性关节炎、类风湿性关节炎、烧伤、皮肤病等疾病，在预防和治疗癌症、心血管疾病等方面也具有巨大的药用潜力［4］。不同产地的竹黄在竹红菌素的产量上可能存在差异，赵丹和梁宗琦［5］就指出，来自江苏、浙江和四川的竹黄分离体，不论是在培养性状上还是产生竹红菌素及苝醌类色素上都存在差异。而竹黄的寄主有刚竹属Phyllostachys、箣竹属Bambusa、箭竹属Fargesia、大节竹属Indosasa、苦竹属Pleioblastus和短穗竹属Brachystachyum等竹种［6-7］，来源于不同竹种寄主植物上的竹黄更可能存在竹红菌素的合成代谢差异，掌握竹黄的遗传多样性是研究竹红菌素的生物合成途径与产量差异的根本，也有助于选育高产竹红菌素的竹黄菌株。本文综述了竹黄的遗传多样性、竹红菌素对癌细胞的作用和竹红菌素生物合成诸方面的研究进展，旨在为竹黄种质资源保育提供理论依据，为深入研究竹红菌素的生物合成途径，竹红菌素及其衍生物、修饰物等对肿瘤细胞的作用和药物研发提供重要参考。

1 竹黄的遗传多样性

遗传多样性（Genetic diversity）是生物多样性的核心和基础。广义的遗传多样性是指地球上所有生物所携带的各种遗传信息的总和；狭义的遗传多样性专指种内基因的变化，包括一个物种内不同种群间和同一种群内的遗传变异［8］。遗传多样性是研究物种起源与演化的依据，能够揭示遗传物质的变异与遗传结构。因此，全面了解竹黄Shiraia bambusicola的生物学性状和遗传多样性，对于竹黄的起源演化、分布格局、种质资源保护、菌种繁育乃至人工栽培等研究具有重要意义。

DNA分子标记是以个体间遗传物质内核苷酸序列变异为基础的遗传标记，是DNA水平遗传变异的直接反映［9］，已广泛应用于真菌的遗传多样性分析、遗传图谱构建和杂交育种等方面。经过约40年的发展，用于真菌遗传多样性研究的DNA分子标记已有限制性片段长度多态性（RFLP）、随机引物扩增多态性（RAPD）、扩增片段长度多态性（AFLP）、内部简单重复序列（ISSR）、相关序列扩增多态性（SRAP）和单核苷酸多态性（SNP）等［10-13］。

为应用RAPD分子标记研究不同地理居群竹黄S. bambusicola的遗传多样性，范英等［14］用SDS法提取了竹黄基因组DNA，对影响RAPD反应的各因素进行了优化，最终建立了稳定的竹黄基因组的RAPD分子标记体系，可获得良好的竹黄RAPD指纹图谱。最佳的竹黄RAPD分子标记体系为：2.5 μL 10×PCR缓冲液、1.0 U Taq酶、2 mmol /L Mg2+、0.2 mmol/L dNTPs、0.4 μmol/L随机引物、50 ng DNA模板以及40次循环。随后，范英等［15］采用这一分子标记体系对江苏、安徽、浙江三省的8个竹黄居群进行基于RAPD的遗传多样性研究，利用筛选出的5个随机引物共扩增出77个位点，片段长度在250-200 bp之间，平均每个引物产生15.4个位点，其中52个位点具有多态性，多态性比率达67.53%，因此RAPD分析可为竹黄的群体遗传研究提供丰富的DNA分子多态性标记。通过UPGMA聚类分析，8个居群被划为3个分支，并表现出一定的地域性，说明各居群的亲缘关系与地理分布密切相关。Nei’s基因多样性指数和Shannon多态性信息指数均表明竹黄物种水平的遗传多样性高于居群水平［15］，即竹黄遗传多样性主要来源于居群间的差异，居群内差异的贡献相对较低，表明造成竹黄遗传变异的主要原因是居群之间的差异。陈艺萌［16］利用AFLP分子标记技术对安徽、浙江、贵州等不同来源的28份竹黄样本进行遗传多样性分析，通过单因素分析确定并优化了竹黄AFLP-PCR反应体系：2.5 μL 10×Taq buffer（with Mg2+）、0.7 μL Taq 聚合酶（2.5 U/μL）、0.5 μL dNTPs（10 mmol/L）、各 1.5 μL 的引物组合（10 mmol/L）、2.5 μL 稀释20倍的预扩增产物以及15.8 μL dd H2O。AFLP研究表明竹黄标本在DNA水平上具有较少的酶切位点，但位点差异性较高，具有较丰富的遗传多样性；聚类分析表明，竹黄种群间的遗传变异主要来源于不同种群间，即地理隔离是导致遗传变异的主要原因，而种群内贡献较低，遗传多样性较低［16］。Qi等［17］对江苏、安徽、浙江三省的8个竹黄自然居群的107个样品的基因组DNA进行ISSR-PCR扩增，利用选取的11个引物共扩增出241个ISSR位点，其中240个位点具有多态性，多态性位点高达99.59%，说明竹黄物种水平上的遗传多样性非常丰富，且ISSR可为竹黄的群体遗传研究提供丰富的DNA分子多态性标记，Nei’s基因多样性指数和Shannon多态性信息指数说明居群的遗传分化程度极大。AMOVA分析结果表明在总遗传变异中，居群内变异占60.04%，居群间变异占39.96%，这说明竹黄遗传多样性主要来源于居群内，居群间贡献较小，即竹黄的遗传变异主要是由居群内的变异造成的［17］，与范英等［15］和陈艺萌等［16］的研究结果不同。因此，为了澄清竹黄居群内和居群间的遗传变异何者具有更高的水平，尽可能广泛地采用全国竹黄分布地的材料、使用有效的分子标记技术应是竹黄遗传多样性今后研究的重要工作。

由于遗传多样性及寄主竹种类的不同，不同居群间竹黄S. bambusicola的生理活性成分和合成代谢途径就可能存在差异，这对竹黄的天然产物和药理作用的进一步开发利用具有重要价值。就遗传学角度而言，一个物种遗传多样性的高低与其生存能力、适应能力和进化潜力密切相关，丰富的遗传多样性意味着较高的生存适应和进化潜力、较大的育种及遗传改良潜力［18］。因此，有效保护竹黄野生菌种资源及遗传多样性，对于今后竹黄的天然产物和药物活性开发以及菌种遗传改良等都具有重要意义。

2 竹红菌素对癌细胞的作用

在竹红菌素诸多药理活性中，抗癌活性尤其引人瞩目，竹红菌素及其衍生物可以抑制多种癌细胞。傅乃武和安静仪认为HA可以破坏肝癌细胞的线粒体和微粒体的结构和功能，从而起到抗癌的作用［19］。Hirayama等［20］对HA抗病毒活性机制进行研究，推断HA可能与包膜病毒的包膜结合，产生的单线态氧可以使包膜病毒灭活。Zhang等［21］证实HA可以诱导人宫颈癌细胞HeLa、人肠道癌细胞HIC和人胃癌细胞MGC-803的细胞形态发生变化，影响线粒体脱氢酶活性，导致DNA片段化，证明HA可以诱导细胞凋亡，活性氧自由基在诱导癌细胞程序性死亡中起到重要作用。Hudson等［22］报道HA和金丝桃素在抗HIV-Ⅰ中具有同种作用。王志津等［23］构建了HA的脂质体，证明HA脂质体对培养中的HeLa细胞具有明显的光动力灭活作用。

尽管竹红菌素展示出了对于癌细胞的良好活性，但是，天然竹红菌素是一类混合的亲脂性化合物，水溶性差，不便于制成药物制剂，尤其是静脉注射剂；竹红菌素在常规光疗窗口（600-900 nm）几乎无吸收，无法作为用于光动力治疗（Photodynamic therapy，PDT）的有效光敏色素药物；竹红菌素在光照条件下结构和活性还会发生改变；与竹红菌素相关的药代动力学过程以前没有研究，这些情况都限制了竹红菌素在临床中的应用［24］。为了获得在光疗窗口有强吸收和脂水兼容的光疗药物，需对竹红菌素结构进行修饰和改造。目前主要有两种途径，一是在天然竹红菌素的基础上修饰合成一系列竹红菌素衍生物，可以改变它们产生单重态氧和其他活性氧的能力，以期获得更有应用前景的光疗药物［25-26］。二是在对竹红菌素进行化学修饰的同时，研究者们尝试采用物理包埋方法对竹红菌素进行修饰，即在助溶剂和分散剂存在的条件下用载体对竹红菌素进行包封，制得被包裹在载体内部的竹红菌素纳米粒子，以此提高竹红菌素的水分散性和光疗效率［27-29］。

2.1 天然竹红菌素的抗肿瘤活性

Cao等［30］发现HA在可见光下可使小鼠肉瘤细胞S-180活力下降和氚标记的胸腺嘧啶核苷（3H-TdR）掺入，从而导致DNA链断裂、鸟嘌呤的选择性破坏以及一些碱基堆积力的破坏和氢键的断裂。王家珍等［31］研究表明光诱导下的HA能在体外引起人宫颈癌细胞HeLa的细胞膜和细胞骨架损伤，将细胞周期部分阻断于S期，从而抑制癌细胞的增殖。Ali等［32］研究证明光诱导下的HA可以引起低分化的人鼻咽癌细胞CNE-2等3种人类粘膜癌细胞发生凋亡。Deininger等［33］观察到光动力处理下HA和HB作用的内皮细胞SVHCEC、巨噬细胞U937和胶质瘤细胞LN229中促血管发生的血管内皮生长因子VEGF、抗血管生成sFlt-1、血管抑素P43、同种异体移植炎症因子和结缔组织生长因子含量的升高。因此认为在PDT驱动下竹红菌素除了在肿瘤细胞中诱导细胞死亡，还能通过促进内皮细胞死亡以形成血栓的方式来切断肿瘤组织的营养供给，从而抑制肿瘤生长。陈洁等［34］采用结晶紫染色、流式细胞术和RT-PCR技术研究发现，HA可以诱导人黑色素肿瘤细胞A375-S2凋亡，并使细胞周期停滞在S期，同时诱导细胞周期蛋白CylinB1的mRNA表达量增加。尚立群等［35］就HB和血卟啉衍生物光动力疗法对人食管癌细胞的杀伤效应进行了研究，分别以不同浓度的HB及血卟啉衍生物（HpD）孵育细胞并进行光照处理，结果表明HB对食管癌细胞株的杀伤效应明显高于血卟啉衍生物，作用剂量更低，是一种能高效杀伤肿瘤细胞的新一代光敏剂。HB还对人肺癌细胞系A549及经顺铂诱导耐药的多药耐药细胞系A549/DDP具有杀伤作用，并且对后者的杀伤效果明显优于已产生了耐药效应的化疗药物，由此推断HB光动力疗法以后可能成为治疗顺铂耐药肿瘤的有效手段［36］。黄乃艳等［37］对小鼠体内抑瘤的研究结果表明，HB对小鼠肉瘤细胞S-180具有光动力损伤作用，再次证明HB是一种能够用于肿瘤PDT的具有开发潜力的光敏剂。

2.2 化学修饰竹红菌素的抗肿瘤活性

Estey等［38］研究了HA和HB及其衍生物的抗肿瘤活性，结果表明HB及其镁合物、胱胺竹红菌乙素、丁胺竹红菌乙素、乙醇胺竹红菌乙素等能显著抑制鼠源瘤细胞EMT6/Ed的增殖。Xu等［39］报道了HA的衍生物2-丁胺-2-脱甲氧-竹红菌甲素（2-BA-2-DMHA）和HB的衍生物2-丁胺-2-脱甲氧-竹红菌乙素（2-BA-2-DMHB）在产生单线态氧及超氧阴离子自由基方面都强于各自的母体化合物，能够显著抑制癌细胞HeLa、MGC803和Capan-1的增殖，肿瘤移植试验表明，2-BA-2-DMHA在体内具有显著的抗癌活性。Yang等［40］分别用携带野生型p53基因cDNA和反义bcl-2序列的逆转录病毒转导胃腺癌细胞系MGC803，然后加入光敏剂2-BA-2-DMHA并进行红光照射，检测细胞存活及凋亡情况发现，在光敏剂及红光的存在下，野生型p53基因和反义bcl-2都能使转导细胞的存活率降低及促进凋亡，推测该光敏剂的光动力治疗途径可能主要以诱导细胞凋亡为主。Zhou等［41］发现在2-BA-2-DMHA的光动力学作用下，胃癌细胞MGC803细胞质中的游离钙离子浓度上升，并且导致细胞死亡，且与光敏剂剂量、光强度及细胞外钙离子浓度成正比。刘子文［42］选用在光疗窗口有较强吸收的竹红菌素三种衍生物正丁胺竹红菌甲素、正丁胺竹红菌乙素和环己胺竹红菌乙素，进行细胞杀伤实验，结果表明随着光敏剂浓度和光照剂量的增加，三种衍生物对人胰腺癌细胞Capan-1杀伤的效果也逐渐增加，呈现正态分布，竹红菌素胺基衍生物具有良好的光敏作用，其光动力作用适合于治疗胰腺癌。刘子文等［43］还研究了2-丁胺-2-去甲氧基竹红菌乙素（BAHB）诱导人胰腺癌细胞Capan-1的凋亡，BAHB低浓度时主要定位于线粒体和内质网，高浓度时定位于溶酶体，研究结果展示出竹红菌素衍生物具有良好的摄取动力学特性，主要是通过诱导细胞凋亡的方式来杀伤细胞，并与线粒体的光敏损伤有关。

2.3 物理修饰竹红菌素的抗肿瘤活性

天然竹红菌素结构的化学修饰虽然在一定程度上提高了其水溶性或在红光部分的吸收，但总体来看，化学修饰的难点在于产物产量低、难纯化且难保证竹红菌素的光敏活性。近年来研究者们尝试对竹红菌素进行物理包埋研究，以改善竹红菌素的光动力效应。

Zhou等［44］使用再沉淀法制备了竹红菌素A纳米粒。与未改性的光敏剂相比，竹红菌甲素纳米粒不仅具有优良的水溶性，较高的水和光稳定性，而且具有较高的单线态氧产量和DNA光解能力。Gao等［45］将脂质包被的竹红菌素金纳米粒应用于体外双光子光热/光动力学癌症治疗，构建了新的生物共轭纳米结构。扫描电镜和透射电镜图像显示，所制备的前体和生物共轭纳米结构具有紧密分散且均一的形态；能量色散X射线分析和紫外可见光谱表明，这一生物共轭纳米结构组装成功，并在近红外区域有强烈的吸收；荧光和电子自旋共振结果表明，生物共轭纳米结构中的金纳米粒能够显著地淬灭光敏剂并且抑制单线态氧的产生。进一步实验证明，由于纳米复合物被癌细胞内化，在双光子照射下，光热效应显著增强了光动力治疗癌症的效果［45］。Jin等［46］开发了一种新型多功能纳米平台，结合近红外光激发后伴随蓝光发射驱动的上转换纳米粒与蓝光激发的光敏剂HA，应用于癌症的PDT治疗。制备吐温20包被的NaYbF4：Tm，Gd @ NaGdF4UCNPs（Tween 20-UCNPs）具有强的蓝色上转换发光和良好的水分散性，可以用作光敏剂载体；蓝色发光带与HA的有效吸收带相匹配，从而促进共振能量从上转换纳米粒转移到HA，然后激活HA产生单线态氧。体外研究表明Tween 20-UCNPs @ HA复合物在980 nm近红外光激发下能有效地产生单线态氧，杀死癌细胞［46］。Qi等［47］采用水包油（O/W）乳液溶剂挥发法，将HA包封入聚乳酸羟基乙酸（PLGA）中制备获得了粒径在20～200 nm之间、表面电荷为-5.8 mV的水分散HA纳米颗粒，X射线衍射光谱、红外光谱和差示热分析证实HA被成功包裹入PLGA中，光漂白实验证明PLGA的包裹使HA光稳定性增加。体外实验证明该纳米粒不仅能被人肺癌细胞A549摄取并累积在细胞质中，而且保持了高光毒性，同时可以诱导A549细胞凋亡，进一步实验表明，这种光毒性与ROS水平有关［47］。Lin等［48］合成了一个靶向药物递送系统——转铁蛋白修饰的竹红菌甲素聚乳酸-羟基乙酸/羧甲基壳聚糖纳米粒（TF-HA-CMC-PLGA NPs），并使用扫描电子显微镜、动态光散色、傅里叶变换红外光谱、高效液相色谱分析方法对纳米粒的理化性质进行表征。在体外实验中，TF-HA-CMC-PLGA NPs表现出较弱的细胞暗毒性，显著的细胞光毒性，产生了较强的活性氧以及引起癌细胞的凋亡。通过A549细胞（转铁蛋白受体阳性）的雄性裸鼠荷瘤模型对TF-HACMC-PLGA NPs的体内光动力抗肿瘤效率进行评估，结果证明该纳米粒能够造成肿瘤生长迟缓，治疗15 d时肿瘤抑制率高达63%，同时肿瘤组织出现大量细胞凋亡，而对正常组织只有轻微副作用［48］。

2.4 竹红菌素的药代动力学

药代动力学（Pharmacokinetics）用于定量研究药物及其他外源性物质在生物体内吸收、分布、代谢、消除和排泄的动态变化规律及其时量——时效关系，在药物研发、药品的质量控制及指导临床合理用药等方面具有重大的理论和实用价值。药物被摄入体内后经吸收进入血液，随血流透过生物膜进入靶组织与受体结合，产生药理作用后从体内消除。竹红菌素在临床研究中显示出广泛的生物活性，但竹红菌素较差的水溶性导致其生物利用度难以预料，这成为限制它在临床上应用的主要因素之一。目前，竹红菌素临床应用仅限于外部皮肤用药，如外阴白色病变、头癣及牛皮癣等。关于竹红菌素体内药代动力学的研究较少，而这对于开发用于肿瘤治疗的竹红菌素口服和静脉注射临床制剂非常重要。

李廷慧［49］使用荧光检测法对HB脂质体在小鼠体内的药代动力学进行了初步研究，使用最高有效剂量为2 mg/Kg，对正常小鼠一次性静脉注射HB脂质体后血清C-t曲线呈三室模型，HB脂质体主要分布在血浆等细胞外液中，在体内的半衰期短，多余的药物排泄快，研究结果还为光动力治疗微血管疾病时给药——照光时间间隔的确定提供了参考。Guo等［50］用单乳剂挥发法制备了载有HA的PLGA纳米粒（PLGA/HA NPs），其表征数据显示HA被成功地包封于PLGA中，该纳米粒的载药量和包封率分别为7.0%和57.5%。体外释放实验表明，HA在pH 1.5和pH 6.8的溶液中比在pH 7.4的溶液中释放缓慢；PLGA/HA NPs的水溶性是HA原药（n-HA）的35.67倍；在生理环境下，PLGA/HA NPs也比n-HA更加稳定。该研究首次建立了一种简单、灵敏的LC-MS/MS方法，可有效地应用于大鼠血浆中HA的定量检测，对比大鼠口服给药之后PLGA/HA NPs和n-HA药代动力学参数及生物利用度，结果表明PLGA/HA NPs的生物利用度是n-HA的2.67倍，并且PLGA/HA NPs的半衰期更长。因此，PLGA包封的纳米粒提高了HA水溶性、稳定性，改善了HA生物利用度，可作为潜在的HA口服递药载体［50］。

3 竹红菌素的生物合成代谢

竹红菌素因其良好的抗肿瘤活性与潜力而备受关注，也引发了对其生物学特性、固态和液态发酵、光动力疗法等方面的研究，但是对于竹红菌素的生物合成途径以及参与生物合成的编码基因，国内外的研究则较少。

常魁敏等［51］在竹黄菌株Shiraiasp. SUPER-H-168中扩增出一条编码聚酮合酶的基因g4PKS，该基因编码了一条具有2 167个氨基酸的序列，而该氨基酸序列具有KS、ACP、TE和AT结构域，研究还表明g4PKS是非还原型聚酮合酶。在此基础上，他们扩增了KS片段，构建了表达载体，使其在大肠杆菌中成功地表达。Deng等［52］以工作浓度为500 μg/mL的潮霉素B作为筛选标记，通过PEG转化的方法成功将慢病毒PgfpHyg载体在Shiraiasp. SUPER-H168中进行表达，并过表达了多铜氧化酶（Multicopper oxidase，MCO）基因，过表达株的HA产量比对照提高了5倍，同时也提高了竹红菌素代谢基因簇中一些其他基因的转录水平。Deng等在Shiraiasp. SUPER-H168中使用CRISPR/Cas9技术敲 除 Major facilitator superfamily transporter（MFS），△MFS突变株失去产生竹红菌素的能力且对竹红菌素的耐受性下降，而△MFS回补菌株则恢复了竹红菌素的生产能力和耐受性；致病性分析显示△MFS突变株能够降低对竹叶的侵害，而△MFS回补菌株在竹叶上产生的坏死斑与野生型菌株一致，结果表明竹红菌素是竹黄导致竹叶坏死的毒性因子，MFS负责将竹红菌素输出细胞，从而降低竹红菌素的毒性［53］。Lei等［54］对野生 型Shiraiasp. S8 和 Triton X-100（促进HA的合成和释放）处理的菌株进行转录组测序，从2 463个转录本中找到了在Triton X-100诱导下可能参与HA合成的23个基因，基因本体（Gene ontology，GO）分析表明，Triton X-100处理的菌株中参与跨膜转运和氧化还原过程的基因表达不同，因此诱导菌丝中的生物合成及提高膜的渗透性以释放HA是提高HA产量的原因。Deng等［55］在Shiraiasp. SUPER-H168中使用CRISPR/Cas9技术敲除聚酮合酶polyketide synthase基因（SbaPKS），在ΔSbaPKS突变株中检测不到竹红菌素。与野生型相比，ΔSbaPKS突变株的SbaPKS相对表达水平以及基因簇中其他基因的表达量显著下调；致病性分析表明SbaPKS的缺失降低了竹红菌素对竹叶的毒性作用，而SbaPKS过表达菌株则恢复了竹红菌素的产量并导致竹叶产生坏死斑。结果证明SbaPKS基因参与竹红菌素生物合成，并且竹红菌素对竹叶的致病性起到了至关重要的作用［55］。Zhao等［56］对产竹红菌甲素的野生型竹黄S. bambusicolaS4201-W进行紫外诱变，并筛选出一株不产竹红菌甲素的突变株S4201-D1，连续传代突变株S4201-D1后，以HPLC检测该菌株均不产生竹红菌甲素，表明遗传稳定性良好。为了研究参与竹红菌甲素生物合成的基因以及合成通路，对野生型S4201-W和诱变型S4201-D1进行了转录组测序，结果表明，与野生株S4201-W相比，S4201-D1中有716条unigenes上调，188条unigenes下调，其中7条unigenes参与竹红菌甲素的生物合成，它们分别编码多铜氧化酶（Multicopper oxidase）、成束蛋白（Fasciclin）、聚酮合酶（Polyketide synthase）、O-甲基转移酶/FAD-依赖性单加氧酶（O-methyltransferase/FAD-dependent monooxygenase）、O-甲基转移酶（O-methyltransferase）、羟化酶（Hydroxylase）和FAD/FMN-依赖性氧化还原酶（FAD/FMN-dependent oxidoreductase），从而推测出在一条在竹黄菌株S. bambusicolaS4201中存在的竹红菌甲素（HA）的生物合成途径。

4 展望

对竹黄和竹红菌素的生物学与药物活性、作用机制等研究正逐步深入，但还存在着许多亟待解决的问题。由于环境气候、宿主条件等诸多因素，竹黄的地域分布具有一定的局限性；随着原生地生境的变化，野生竹黄资源受到威胁，而竹黄的人工栽培尚未得到广泛和有效的开展［4］。运用各种DNA分子标记技术对采集自不同地区的竹黄进行遗传多样性研究，了解竹黄群体遗传结构，掌握不同地区竹黄居群的起源与发育关系，可为竹黄种质资源的保育奠定理论基础。因此，需要在更广的范围对竹黄不同居群的生物学和遗传多样性进行深入研究。竹红菌素作为一种安全、高效、低毒的抗肿瘤药物，其价值和潜力正越来越受到关注，但是竹红菌素的产量不稳定、诱导细胞死亡的机制不明确、疏水性带来的给药困难、药代动力学参数不完善等因素都限制其药剂的开发和临床使用。因此，在竹红菌素的生产、结构修饰或改性、抗癌机理、临床应用等方面仍需要系统性的深入研究。相信通过广泛和深入的研究，依托现代生物技术，竹黄和竹红菌素对于人类健康的巨大潜能一定会实现充分的发挥。

致谢：承南京师范大学生命科学学院博士研究生林羲和郭凌媛惠赠部分资料并给予有价值的建议，特此深致谢忱。

［1］ 钟树荣, 赵海, 李安明, 等. 一种尚待开发的中药——竹黄［J］.中草药, 2002, 33（4）：372-374.

［2］ Kishi T, Tahara S, Taniguchi N, et al. New perylenequinones fromShiraia bambusicola［J］. Planta Medica, 1991, 57（4）：376-379.

［3］ Fang LZ, Chen Q, Shao HJ, et al. Hypocrellin D, a cytotoxic fungal pigment from fruiting bodies of the ascomyceteShiraia bambusicola［J］. Cheminform, 2010, 37（50）：351-354.

［4］ 林海萍. 竹黄菌（Shiraia bambusicola）生物学性状及其人工培养技术研究［D］. 杭州：浙江大学, 2002.

［5］ 赵丹, 梁宗琦. 竹黄的分离培养研究进展［J］. 菌物研究,2005, 3（1）：53-57.

［6］ 赖广辉, 傅乐意. 竹黄主要寄主植物的研究［J］. 中国野生植物资源, 2000（1）：8-11.

［7］ Liu YX, Zhu Y, Huang YH, et al. Research progress of bamboo fungi and biology ofShiraia bambusicola［J］. 贵州农业科学, 2010, 38（12）：150-154.

［8］ 陈灵芝, 马克平. 生物多样性科学：原理与实践［M］. 上海：上海科学技术出版社, 2001.

［9］ 赵淑清, 武维华. DNA分子标记和基因定位［J］. 生物技术通报,2000, 7（6）：1-4.

［10］ 余知和, 曾昭清. DNA分子标记技术在真菌系统学研究中的应用及影响［J］. 菌物学报, 2013, 32（1）：1-14.

［11］ Yin YG, Liu Y, Li HM, et al. Genetic diversity ofPleurotus pulmonariusrevealed by RAPD, ISSR, and SRAP fingerprinting［J］.Current Microbiology［J］. 2014, 68（3）：397-403.

［12］ 张瑞颖, 胡丹丹, 左雪梅, 等. 分子标记技术在食用菌遗传育种中的应用［J］. 中国食用菌, 2011, 30（1）：3-7.

［13］ 边银丙, 宋小亚. 几种新型DNA分子标记及其在食用菌研究中的应用［J］. 食用菌学报, 2006, 13（1）：78-81.

［14］ 范英, 钟成刚, 闫淑珍, 等. 竹黄菌基因组RAPD分子标记体系的建立［J］. 生物技术, 2010, 20（4）：23-26.

［15］ 范英, 钟成刚, 程洁, 等. 华东竹黄菌不同居群遗传分化的RAPD分析［J］. 基因组学与应用生物学, 2009, 28（5）：889-895.

［16］ 陈艺萌, 竹黄（Shiraia bambusicolaP. Hennings）生物学特性与遗传多样性研究［D］. 昆明：昆明理工大学, 2014.

［17］ Qi SS, Fan Y, Gong ZN, et al. Genetic diversity ofShiraia bambusicolafrom East China assessed using ISSR markers［J］.Biochemical Systematics & Ecology, 2015, 59：239-245.

［18］ 刘臻, 鲁双庆, 匡刚桥, 等. 湘江野鲤养殖群体和自然群体遗传多样性的微卫星分析［J］. 生态学杂志, 2007, 26（7）：1074-1079.

［19］ 傅乃武, 安静仪. 竹红菌甲素对肝癌细胞线粒体和微粒体的光动力效应［J］. 中国药理学报, 1989（4）：371-373.

［20］ Hirayama J, Ikebuchi K, Abe H, et al. Photoinactivation of virus infectivity by hypocrellin A［J］. Photochemistry & Photobiology,1997, 66（5）：697-700.

［21］ Zhang J, Cao EH, Li JF, et al. Photodynamic effects of hypocrellin A on three human malignant cell lines by inducing apoptotic cell death［J］. J Photochem Photobiol B, 1998, 43（2）：106-111.

［22］ Hudson JB, Zhou J, Chen J, et al. Hypocrellin, fromHypocrella bambuase, is phototoxic to human immunodeficiency virus［J］.Photochemistry & Photobiology, 2010, 60（3）：253-255.

［23］ 王志津, 崔莲, 张金萍, 等. 竹红菌甲素脂质体对体外培养肿瘤HeLa细胞的光灭活作用［J］. 中华临床医师杂志·电子版,2012, 6（6）：54-56.

［24］ Ali SM, Olivo M. Efficacy of hypocrellin pharmacokinetics in phototherapy［J］. Int J Oncol, 2002, 21（6）：1229-1237.

［25］ Li L, Chen Y, Shen J, et al. New long-wavelength perylenequinones：synthesis and phototoxicity of hypocrellin B derivatives［J］.Biochim Biophys Acta, 2000, 1523（1）：6-12.

［26］ 赵红霞, 许以明, 张志义. 竹红菌乙素及其溴代物对DNA结构光敏损伤的Raman光谱［J］. 科学通报, 1998, 43（9）：955-961.

［27］ 陈双林, 祁姗姗, 闫淑珍. 一种水溶性竹红菌素PLGA纳米粒及其制备方法：中国, CN201410198946. 3［P］. 2014-07-23.

［28］ Bai D, Xia X, Yow CMN, et al. Hypocrellin B-encapsulated nanoparticle-mediated rev-caspase-3 gene transfection and photodynamic therapy on tumor cells［J］. European Journal of Pharmacology, 2011, 650（2）：496-500.

［29］ Chen HX, Yang ZF, Zou XB, et al. Photodynamic efficacy of liposome-delivered hypocrellin B in microvascular endothelial cellsin vitroand chicken combsin vivo：a potential photosensitizer for port wine stain［J］. Laser Physics, 2013, 23（2）：025605.

［30］ Cao EH, Xin SM, Cheng LS. DNA Damage induced by hypocrellin-A photosensitization［J］. Int J Radiat Biol, 1992, 61（2）：213-219.

［31］ 王家珍, 李景福, 张秀珍. 竹红菌甲素对体外培养细胞光敏作用的实验研究［J］. 实验生物学报, 1994（2）：165-173.

［32］Ali SM, Chee SK, Yuen GY, et al. Hypericin and hypocrellin induced apoptosis in human mucosal carcinoma cells［J］. J Photochem Photobiol B, 2001, 65（1）：59-73.

［33］ Deininger MH, Weinschenk T, Morgalla MH, et al. Release of regulators of angiogenesis following hypocrellin-A and -B photodynamic therapy of human brain tumor cells［J］. Biochem Biophys Res Commun, 2002, 298（4）：520-530.

［34］ 陈洁, 藤利荣, 郑克岩, 等. 竹红菌甲素诱导人黑色素瘤A375-S2细胞凋亡的分子机制［J］. 中国药学杂志, 2005, 39（6）：431-433.

［35］ 尚立群, 周乃康, 顾瑛, 等. 竹红菌乙素-PDT与血卟啉衍生物-PDT对食管癌细胞杀伤效应的比较研究［J］. 中华肿瘤防治杂志, 2005, 12（15）：1139-1142.

［36］ 尚立群, 周乃康, 顾瑛, 等. 竹红菌乙素-光动力疗法对比杀伤经顺铂诱导耐药及非耐药肺癌细胞系的实验研究［J］. 转化医学杂志, 2006, 19（2）：68-72.

［37］ 黄乃艳, 顾瑛, 刘凡光, 等. 竹红菌素B的两种剂型对小鼠S180肉瘤的光动力作用观察［J］. 中国激光医学杂志, 2007,16（1）：8-12.

［38］ Estey EP, et al. Hypocrellins as photosensitizers for photodynamic therapy：a screening evaluation and pharmacokinetic study［J］.Cancer Chemother Pharmacol, 1996, 37（4）：343-350.

［39］ Xu S, Shen C, Zhang M, et al. Butylamino-demethoxy-hypocrellins and photodynamic therapy decreases human cancerin vitroandin vivo［J］. Biochim Biophys Acta, 2001, 1537（3）：222-232.

［40］ Yang HY, Zhang WG, Ma LP, et al. An approach to enhancing the phototoxicity of a novel hypocrellin congener to MGC803 cells［J］. Dyes & Pigments, 2001, 51（2）：103-110.

［41］ Zhou Z, et al. Role of calcium in phototoxicity of 2-butylamino-2-demethoxy-hypocrellin A to human gastric cancer MGC-803 cells［J］. Biochim Biophys Acta, 2003, 1593（2）：191-200.

［42］ 刘子文. 竹红菌素衍生物光动力作用诱导人胰腺癌细胞Capan-1凋亡机理的实验研究［D］, 北京：中国协和医科大学,2003.

［43］ 刘子文, 赵玉沛, 廖泉, 等. 2-丁胺-2-去甲氧基竹红菌乙素光动力作用诱导Capan-1细胞凋亡与线粒体损伤的关系［J］.中华外科杂志, 2006, 44（1）：36-39.

［44］ Zhou L, Zhou JH, Dong C, et al. Water-soluble hypocrellin A nanoparticles as a photodynamic therapy delivery system［J］.Dyes & Pigments, 2009, 82（1）：90-94.

［45］ Gao L, Fei J, Zhao J, et al. Hypocrellin-loaded gold nanocages with high two-photon efficiency for photothermal/photodynamic cancer therapyin vitro［J］. ACS Nano, 2012, 6（9）：8030-8040.

［46］ Jin S, Zhou L, Gu Z, et al. A new near infrared photosensitizing nanoplatform containing blue-emitting up-conversion nanoparticles and hypocrellin A for photodynamic therapy of cancer cells［J］.Nanoscale, 2013, 5（23）：11910-11918.

［47］ Qi SS, et al. Preparation and evaluation of hypocrellin A loaded poly（lactic-co-glycolic acid）nanoparticles for photodynamic therapy［J］. RSC Adv, 2014, 4（75）：40085-40094.

［48］ Lin X, Yan SZ, Qi SS, et al. Transferrin-modified nanoparticles for photodynamic therapy enhance the antitumor efficacy of hypocrellin A［J］. Frontiers in Pharmacology, 2017, 8：815.

［49］ 李廷慧. 血管靶向光动力治疗药竹红菌乙素脂质体的药效学、药代学及光毒性研究［D］. 北京：中国人民解放军医学院,2012.

［50］ Guo LY, Yan SZ, Li Q, et al. Poly（lactic-co-glycolic）acid nanoparticles improve oral bioavailability of hypocrellin A in rat［J］. RSC Advances, 2017, 7（67）：42073-42082.

［51］ 常魁敏, 邓华祥, 管政兵, 等. 竹黄菌中一个聚酮合酶基因的初步研究［J］. 生物技术, 2014, （5）：1-4.

［52］ Deng H, Gao R, et al. An efficient polyethylene glycol-mediated transformation system of lentiviral vector inShiraia bambusicola［J］.Process Biochemistry, 2016, 51（10）：1357-1362.

［53］ Deng H, Gao R, Liao X, et al. Characterization of a major facilitator superfamily transporter inShiraia bambusicola［J］. Research in Microbiology, 2017, 168（7）：664-672.

［54］ Lei XY, Zhang MY, Ma YJ, et al. Transcriptomic responses involved in enhanced production of hypocrellin A by addition of Triton X-100 in submerged cultures ofShiraia bambusicola［J］.J Ind Microbiol Biotechnol, 2017, 44（10）：1415-1429.

［55］ Deng H, Gao R, Liao X, et al. Genome editing inShiraia bambusicolausing CRISPR-Cas9 system［J］. Journal of Biotechnology, 2017, 259：228-234.

［56］ Zhao N, Lin X, Qi SS, et al.De novotranscriptome assembly inShiraia bambusicolato investigate putative genes involved in the biosynthesis of hypocrellin A［J］. International Journal of Molecular Sciences, 2016, 17（3）：311-324.