间充质干细胞抑制病理性瘢痕形成作用机制的研究进展

王欣，刘文军，李晓庆，段建兴，周丽娜，张艳玲，魏亚婷

(昆明医科大学第二附属医院，昆明650101)

瘢痕一般为烧伤、烫伤、手术或严重外伤等各种原因导致的皮肤组织外观形态和组织病理学改变的统称，是人体创伤修复过程中的必然产物，没有瘢痕就没有创伤的愈合。但是，瘢痕增生超过一定限度会发生各种并发症，过度异常增生会形成病理性瘢痕，病变部位出现瘙痒、痛感、外形改变及功能障碍。目前，病理性瘢痕的形成机制尚不十分明确，对其治疗缺乏针对性、靶向性，治疗效果并不理想。间充质干细胞可以通过转化为皮肤功能细胞、分泌细胞因子、免疫调控、促进上皮及血管新生等作用促进创面

修复愈合[1～4]，近年来逐渐用于治疗皮肤瘢痕。本研究对病理性瘢痕的形成机制及间充质干细胞对病理性瘢痕治疗的研究进展进行综述。

1　病理性瘢痕的形成机制

成纤维细胞是创面组织修复的主要功能细胞，皮肤损伤时其周围出现炎症反应，随后由于伤口周围新生的及成纤维细胞转化的肌成纤维细胞的牵拉作用使皮肤及皮下组织向中心移动，伤口缩小，细胞外基质(ECM)增加，瘢痕形成。因此，病理性瘢痕形成的主要机制包括成纤维细胞异常增殖与凋亡、ECM过度沉积、胶原降解减少等，此外遗传等多种因素亦与病理性瘢痕的形成有关。

1.1遗传因素多项研究表明，病理性瘢痕者多存在常染色体显性遗传的特性[5,6]，生物信息学分析也提示了病理性瘢痕的形成与多种基因有关[7]，且这些基因涉及到胞外基质基因、运输蛋白基因、细胞信号和传导基因等。但上述遗传基因是否与病理性瘢痕的形成相关及具体作用机制仍然需要大量的研究证实。

1.2肌成纤维细胞增殖肌成纤维细胞可以合成胶原纤维，同时具有收缩功能。成纤维细胞在正常情况下处于静止状态，当皮肤出现损伤时，成纤维细胞被激活，一部分转变为肌成纤维细胞，随着病理性瘢痕的进展，肌成纤维细胞数量增多，当瘢痕组织稳定时，肌成纤维细胞消失[8]。病理性瘢痕的形成可能与肌成纤维细胞增殖过度、凋亡减少有关[9]。

1.3胶原增加目前的研究大多认为瘢痕的发生与ECM过度沉积有关，ECM的主要成分为胶原。有研究表明，瘢痕组织中胶原蛋白的合成能力增强，胶原的数量、比例与瘢痕组织的成熟、塑型、挛缩等密切相关，组织中的胶原主要以Ⅰ、Ⅲ型胶原为主，Ⅴ型胶原主要参与血管生成，在增生性瘢痕及瘢痕疙瘩中，Ⅲ型胶原的数量或者说Ⅲ型与Ⅰ型胶原的比例明显高于正常皮肤或正常瘢痕。

1.4细胞周期紊乱细胞凋亡是机体为了维持内环境稳定，由基因控制的细胞程序性死亡。生理状态下，细胞凋亡可以将细胞数量控制在一定的范围，可以去除有害的异常细胞和已经完成功能的细胞。不管是体内实验还是体外实验，病理性瘢痕的产生均与成纤维细胞的过度增殖有关，可能由于某些原因成纤维细胞发生了凋亡减少使细胞过度增殖，分泌的ECM和胶原聚集沉积导致瘢痕形成。研究发现，cyclinD1、cyclinE、CDK2/4/6、p21、p16/p27等参与病理性瘢痕的形成。其中，cyclinD1为细胞G1期关键性蛋白，可与CDK4/6形成有活性的复合体[10,11]，促进G1/S期转换，使细胞周期加快。cyclinD1蛋白过度表达使细胞周期缩短，导致细胞分裂增殖，通过传导瘢痕周围细胞因子的感受器及信息，促进成纤维细胞合成及ECM分泌，从而导致病理性瘢痕的形成。

1.5细胞因子分泌异常机体损伤后出现炎症反应，炎症反应中的免疫细胞包括T淋巴细胞、B淋巴细胞、肥大细胞等会释放细胞因子，如转化生长因子β(TGF-β)、血小板衍生生长因子(PDGF)等，细胞因子间相互影响促进创面愈合，但是，也存在诱发病理性瘢痕的风险。目前已知的细胞因子中TGF-β与病理性瘢痕相关性最强。其中TGF-β1与TGF-β2促进ECM的过度沉积，促进瘢痕形成，而TGF-β3则具有抗瘢痕的作用。相关研究表明，增生性瘢痕的形成与瘢痕组织中TGF-β1、TGF-β2升高及TGF-β3降低有关[12]。PDGF可促进成纤维细胞分裂、增殖、趋化，共同参与创面修复，对胶原的合成及分解也有调节作用。有研究表明，病理性瘢痕中成纤维细胞对PDGF的化学驱动及促分裂作用明显强于普通瘢痕，可能与病理性瘢痕细胞表面PDGF水平增高有关。TGF-β、PDGF等细胞因子的分泌可以促进成纤维细胞增殖及ECM成分的分泌。

1.6缺氧创伤后的肉芽组织出现血管闭塞造成组织氧供不足，使创伤的愈合朝着瘢痕愈合的方向发展。研究表明，缺氧可以促进成纤维细胞增殖，刺激其合成大量胶原，并增加TGF-β等细胞因子的释放，TGF-β进一步促进成纤维细胞增殖和ECM相关成分分泌，大量的胶原纤维导致氧弥散功能下降，最终形成病理性瘢痕[13,14]。

2　间充质干细胞抑制病理性瘢痕形成的作用机制

有研究表明，将间充质干细胞移植于大面积创伤处可加速创面愈合，且愈合质量提高，瘢痕生成减少，提示间充质干细胞具有抑制瘢痕生成的作用，为创面及病理性瘢痕的治疗提供了新的治疗思路[15]。间充质干细胞具有来源广泛、免疫原性低、病毒感染率小、受道德限制少等特点，可通过调节肌成纤维细胞、免疫调控、活性氧(ROS)/活性氮(RNS)平衡、细胞分化及促血管新生等延缓或阻止病理性瘢痕的形成。

2.1调控成纤维细胞向肌成纤维细胞分化肌成纤维细胞广泛存在于不同的纤维化病变中，组织损伤后，肌成纤维细胞聚集，然后合成过多的ECM。有研究证明，TGF-β是刺激肌成纤维细胞分化和持续性的主要细胞因子[16,17]。SMAD蛋白是TGF-β的细胞内激酶底物，是间充质干细胞来源的外泌体，可以靶向TGF-β2/Smad2通路进而抑制TGF-β2、SMAD2活性，使SMAD2磷酸化活性降低，下游靶基因αSMA表达下调，阻止肌成纤维细胞的生成[18]。间充质干细胞作用于受损处的成纤维细胞，通过调节ECM的产生来减少瘢痕组织的生成[19]。

2.2免疫调控间充质干细胞具有趋化作用，在皮肤受到损伤后，间充质干细胞可以通过血液循环到达并聚集在组织受损部位。聚集在受损部位后，间充质干细胞可产生大量的旁分泌因子参与免疫调节，主要有TGF-β、前列腺素E2(PGE2)、肝细胞生长因子、IL-10、IL-6、一氧化氮和人类白细胞抗原G(HLA-G)。PGE2可减弱树突状细胞向成熟细胞的转化，并且刺激T细胞和巨嗜细胞分泌IL-10，抑制巨嗜细胞和T细胞分泌TGF，从而抑制纤维化及瘢痕形成。此外，IL-1可抑制IL-6和IL-8分泌以减少胶原的沉积[20]。间充质干细胞分泌的IL-10还可抑制中性粒细胞浸润，阻止自由基产生，减少组织的氧化应激损伤，进一步抑制瘢痕的形成。

2.3改变ROS/RNS平衡皮肤创伤后，中性粒细胞随即产生ROS，ROS可以增加胶原沉积。间充质干细胞可通过抑制中性粒细胞侵入，减少其释放ROS；也可促使ROS转变为RNS，抑制纤维化的发生[21]；还可通过促进氧化氮的生成，改变ROS/RNS比例来抑制瘢痕的形成[22]。

2.4产生生物活性因子间充质干细胞是一种多能干细胞，具有较高的分化潜能，可向表皮样细胞、成纤维细胞、汗腺细胞分化，直接参与损伤的修复[23]。但最新研究表明间充质干细胞本身的分化作用甚微，主要是通过旁分泌作用产生的生物活性因子来调节创面组织的微环境。

2.5促进血管生成间充质干细胞可以释放血管内皮生长因子(VEGF) 、血小板源性生长因子、 血管生成素、IL-6、IL-8等促进血管新生，其中最重要的是VEGF。组织缺血缺氧时可以刺激间充质干细胞分泌VEGF。此外，间充质干细胞还可以分化为内皮细胞，进一步促进血管生成，改善缺氧环境[24]。血管新生增多，改善损伤处的组织氧供，减少瘢痕的形成。

综上所述，病理性瘢痕的形成与遗传、成纤维细胞、肌成纤维细胞、生长因子、细胞凋亡、免疫调节、胶原等因素有关。间充质干细胞可通过调节肌成纤维细胞、免疫调控、改变 ROS/RNS平衡、细胞分化及促血管新生等机制抑制瘢痕增生。间充质干细胞移植为病理性瘢痕的治疗提供了新的思路，但目前其尚处于实验阶段，其确切机制及安全问题为今后研究的方向。

参考文献：

[1] 曹贵方.单层间质干细胞移植成功修复大鼠心肌梗死后瘢痕心肌[J].中华医学杂志,2006,86(34):2443.

[2] 王红阳,刘晨,王雁,等.人脐带血干细胞抑制大鼠肺纤维化及肺巨噬细胞TGF-β1的表达[J].细胞与分子免疫学杂志,2013,29(1):31-33.

[3] 孙慧聪,张国尊,郭金波,等.脐带源间充质干细胞移植治疗肝纤维化及肝硬化的相关机制[J].中国组织工程研究,2015,19(41):6638-6645.

[4] 黄蓉,梁瑜祯,卢炳丰.自体骨髓间充质干细胞移植促进缺血下肢血管新生的实验研究[J]. 医学研究生学报,2015(7):706-710.

[5] Bayat A, McGrouther DA, Ferguson MW. Skin scarring[J]. Bmj, 2003,326(7380):88-92.

[6] Marneros AG, Norris JE, Olsen BR, et al. Clinical genetics of familial keloids[J]. Arch Dermatol, 2001,137(11):1429-1434.

[7] Chen W, Fu X, Sun X, et al. Analysis of differentially expressed genes in keloids and normal skin with cDNA microarray[J]. J Surg Res, 2003,113(2):208-216.

[8] Nakazono-Kusaba A, Takahashi-Yanaga F, Morimoto S,et al. Staurosporine-induced cleavage of alpha-smooth muscle actin during myofibroblast apoptosis[J]. J Invest Dermatol, 2002,119(5):1008-1013.

[9] 刘勇,岑瑛,唐颖,等.肌成纤维细胞在病理性瘢痕形成中的机制[J].中国修复重建外科杂志,2005,19(1):39-41.

[10] 陈兵,惠宏裴.反义人Cyclin D1 基因真核表达载体的构建与鉴定[J].细胞与分子免疫学杂志,1997(2):45-46.

[11] Ikehara M, Oshita F, Ito H, et al. Expression of cyclin D1 but not of cyclin E is an indicator of poor prognosis in small adenocarcinomas of the lung[J]. Oncology Reports, 2003,10(1):137.

[12] Tang B, Zhu B, Liang Y, et al. Asiaticoside suppresses collagen expression and TGF-β/Smad signaling through inducing Smad7 and inhibiting TGF-βRⅠ and TGF-βRⅡ in keloid fibroblasts[J]. Arch Dermatol Res, 2011,303(8):563-572.

[13] Kuang R, Wang Z, Xu Q, et al. Influence of mechanical stimulation on human dermal fibroblasts derived from different body sites[J]. Int J Clin Exp Med, 2015,8(5):7641-7647.

[14] Huang C, Ogawa R. The link between hypertension and pathological scarring: does hypertension cause or promote keloid and hypertrophic scar pathogenesis[J]. Wound Repair Regen, 2014,22(4):462-466.

[15] 张琪,刘李娜,邓景成,等.瘢痕内注射脂肪来源干细胞对兔耳增生性瘢痕的抑制作用研究[J].组织工程与重建外科杂志,2015(3):139-143.

[16] Hameedaldeen A, Liu J, Batres A, et al. FOXO1, TGF-β regulation and wound healing[J]. Int J Mol Sci, 2014,15(9):16257-16269.

[17] Lichtman MK, Otero-Vinas M, Falanga V. Transforming growth factor beta (TGF-β) isoforms in wound healing and fibrosis[J]. Wound Repair Regen, 2016,24(2):215-222.

[18] 兰蓓蓓,王娟娟,邵联波,等.间充质干细胞来源的外泌体通过TGF-β1/Smad2/3信号通路抑制高糖诱导的成纤维细胞转分化[J].中国细胞生物学学报,2017(7):916-925.

[19] Yan W, Yan P, Dongyun G, et al. Mesenchymal stem cells suppress fibroblast proliferation and reduce skin fibrosis through a TGF-β3-dependent activation[J]. Int J Low Extrem Wounds, 2015,14(1):50-62.

[20] Shi J, Li J, Hao G, et al. Anti-Fibrotic actions of interleukin-10 against hypertrophic scarring by activation of PI3K/AKT and STAT3 signaling pathways in scar-forming fibroblasts[J]. PLoS One, 2014,9(5):e98228.

[21] Peng H, Zhuang Y, Harbeck MC, et al. Serine 1179 phosphorylation of endothelial nitric oxide synthase increases superoxide generation and alters cofactor regulation[J]. PLoS One, 2015,10(11):e0142854.

[22] Breikaa RM, Algandaby MM, El-Demerdash E, et al. Multimechanistic antifibrotic effect of biochanin a in rats: implications of proinflammatory and profibrogenic mediators[J]. PLoS One, 2013,8(7):e69276.

[23] 杨一,罗新,蒋学风,等.人脐带间充质干细胞体外诱导分化为成纤维细胞[J].中国组织工程研究,2014,18(10):1554-1549.

[24] Armulik A, Genové G, Betsholtz C. Pericytes: developmental, physiological, and pathological perspectives, problems, and promises[J]. Dev Cell, 2011,21(2):193-215.