糖尿病心肌病动物模型的研究进展*

叶婷 马国庆 牛世煜 综述 陈晶 审校

(1.黑龙江中医药大学，黑龙江 哈尔滨 150040；2.黑龙江中医药大学附属第二医院，黑龙江 哈尔滨 150001)

DCM是指DM引起的心肌病变，是一种复杂的临床综合征，以心室功能障碍、心肌间质纤维化和心肌细胞肥大为主要特征，不伴高血压、冠心病或其他心脏疾病[1]。1型和2型DCM动物模型均表现出高血糖和高血脂，同时这些模型也表现出心脏功能、结构和代谢异常，与人类DCM病理相类似。DCM早期表现为纵向收缩功能下降、代偿性的径向功能和舒张功能不全[2]，随着病情进展，逐渐出现射血分数降低和心室扩张。实验1型和2型DCM动物通过超声心动图，磁共振成像(Magnetic resonance imaging，MRI)，血流动力学检测，出现舒张或收缩功能不全，舒张功能障碍的出现通常先于心脏收缩力的改变[3]。舒张功能分析主要参考二尖瓣口流速E/A比值和等容舒张时间[4]，由于超声心动图的主观性估计和不同多普勒模式的严重不同共存，经导管测量左心室舒张压也是非常有价值的。本文对DCM动物实验研究常用的动物模型做一综述。

1 诱发性DCM模型

目前，动物实验中链脲佐菌素(streptozocin，STZ)和四氧嘧啶(alloxan，ALX)常用于诱发性DCM模型的建立，因其均能对胰腺β细胞破坏，减少或终止胰岛素分泌，进而形成DM，随着病程的延长，发展成DCM。选择不同的注射方式和药物剂量会导致β细胞损伤程度不同，严重时将导致动物死亡。因此，在药物诱发DCM复制模型时，要注意选择合适的注射方式和注射剂量。同时，为了模拟人2型DCM的发病机理，可结合高糖高脂饲料进行喂养。

1.1 诱发性1型DCM模型 最常用于复制DCM模型的小鼠品系有C57BL/6小鼠和Webster小鼠等，大鼠主要为SD和Wistar大鼠。复制模型方法包括一次性大剂量腹腔注射STZ复制成速发模型、与人类1型DCM更为接近的多次小剂量腹腔注射的迟发型DCM动物模型。刘文旗[5]应用普通饲料喂养Wistar大鼠，STZ 60 mg/kg一次性腹腔注射12周后，心脏病理显示心肌细胞体积增大，排列紊乱，MASSON染色显示胶原沉积增加，成功构建1型DCM模型。STZ诱导的DCM模型的主要特点是左室内径增加，室壁变薄，线粒体损伤膜电位丧失，ROS生成增加，抗氧化剂谷胱甘肽减少，引起心室重塑[6]。蛋白质组学分析显示，在代谢紊乱和ROS过量生成中的24种不同心脏蛋白的表达有显著改变，其中一半位于线粒体[7]。

1.2 诱发性2型DCM模型 2型DCM模型常用STZ联合高糖高脂饲料，可诱发胰岛素抵抗，按自然病程发展为DCM。常用实验方法为高脂饲料喂养结合一次性腹腔注射STZ或多次小剂量腹腔注射STZ。谷玉红[8]应用一次性腹腔注射STZ 55 mg/kg，4周后光镜下观察造模组心肌细胞肥大、间质纤维化，认为DCM造模成功。董世芬[9]等将雄性Wistar大鼠应用高糖脂负荷STZ 30 mg/kg小剂量腹腔注射，11周后，结合糖、脂代谢指标和心脏功能指标，判定DCM模型成功。王春艳[10]等将SD大鼠应用高糖脂喂养10周，分别在第4、8周末负荷STZ 20 mg/kg小剂量腹腔注射，结合糖、脂代谢指标和心脏功能指标，判定DCM模型成功。有学者单纯应用高脂高糖喂养的小鼠16周后显示了室壁心肌纤维缩短率(fiber shortening，FS)、射血分数(ejection fraction，EF)，以及显著舒张功能受损，判定DCM大鼠模型复制成功[11]。同时，在饮食诱导的肥胖DCM模型中也存在炎症，高脂饲料小鼠的一些研究显示，炎性因子的上调，以及抗炎脂联素和IFNγ[12]，过表达TGF-β轴，p-Smad1/5和骨形态发生蛋白-2 (bone morphogenetic protein-2，BMP-2)下调[13]，心肌细胞凋亡增加[14-15]，出现过度的氧化应激和内质网应激[16]，肥胖模型也显示出广泛的心肌脂肪变性[17]。高脂高糖喂养小鼠的实验显示FA代谢过量，PPARα上调，小鼠心肌细胞中线粒体解偶联的存在，原因可能是高脂肪摄入与氧化蛋白质、氮氧化物和解偶联相关因子的增加以及抗氧化反应有关[18]。

2 自发性 DCM模型

自发性 DCM模型是在自然条件下形成的，往往未经人工处置，这类动物通常是发生基因突变，经过遗传育种自发地形成模型。常用的自发性 DCM模型有NOD 小鼠、Akita 小鼠、BB 大鼠、ob/ob小鼠、db/db 小鼠、ZDF大鼠等。这类动物模型心肌病理改变与人类相似，在动物实验中被广泛应用。

2.1 自发性1型 DCM 模型

2.1.1 NOD 小鼠 NOD 小鼠是ICR近交系小鼠，患有先天性胰腺炎，24～30周龄时胰岛素的绝对分泌减少或终止，出现DM，进而发展成为DCM，表现为心脏收缩和舒张功能降低，能够很好的模拟人类DCM的病理生理变化[19]。

2.1.2 Akita 小鼠 Akita小鼠是基因显性突变，最终导致小鼠胰岛 β 细胞缺乏，发展成1型DCM。典型表现为心肌肥厚和纤维化，心脏舒张功能减低，左室舒张末压下降[20-21]，炎性因子TNFα和IL-10 上调[22]。

2.1.3 BB 大鼠 BB大鼠发病机制是组织相容性抗原复合物相关的遗传易感性，引起胰岛β细胞自身免疫性破坏。多在出生后60～140日自发发病，雌雄发病几率相同，均无肥胖。多饮、多食、多尿症状明显，体重减轻，病理检查可见胰岛内大量淋巴细胞浸润，胰岛结构紊乱，BB大鼠也显示心肌纤维化的胶原沉积增加和减少MMP活性[23]。

2.2 自发性2型DCM模型

2.2.1 ob/ob小鼠 ob/ob小鼠DCM的发生是由于ob基因突变，纯合子动物表现为肥胖、明显的高血糖及高胰岛素血症。作为一种肥胖型的实验动物，胰岛素抵抗和糖耐量受损介导心肌葡萄糖氧化能力减弱和脂肪酸(棕搁酸)浓度的升高，心肌耗氧量上升，心脏功能大幅下降，尤其是严重的舒张功能障碍，收缩特性仍有轻微影响,在12周，ob/ob小鼠有较高的心脏重量，明显的心肌纤维化和细胞凋亡的发生[24]。

2.2.2 db/db 小鼠 db/db小鼠是基因突变导致瘦素缺乏的先天肥胖性2型DCM小鼠，病程与人类较为相似，是目前2型DCM应用较为广泛的自发性动物模型。在9周，db/db小鼠有较高的心脏重量。在12周时表现出了FS减少，E/A速度减少[25]。MRI显示13周左心室质量、左室后壁(posterior wall of left ventricle，LVPW)显著增加。24周龄起，收缩末期弹性减少，心输出量、EF和dp/dt减少，心肌炎症增加[26]。

2.2.3 OLETF大鼠 OLETF大鼠是自发性2型DM大鼠，携带的ODB1和ODB2基因引发2型DCM。有多食、少动、肥胖等典型糖尿病特征。早期以胰岛素抵抗、糖脂代谢紊乱为主，以后逐渐出现胰腺功能减退，与人类2型DCM极为相似。超声心动图显示，E波减速时间延长，峰值下降速度减慢，左心室舒张末期内径与左心室后壁厚度增加和左室质量增加，表现为心室舒张明显减低，而心脏收缩功能保留，同时检测到纤维化[27]，心脏脂质代谢异常，包括上调基因参与脂肪酸的摄取，脂质酯化和β氧化[28]。

2.2.4 ZDF大鼠 ZDF大鼠是同时具有2型DCM和肥胖的动物模型。在这种模型大鼠中，被正式确认的心肌生理异常有：心肌肥大，心脏脂质代谢异常和心脏纤维化。研究表明，在ZDF大鼠，表现出广泛的心肌胶原沉积，增加ECM的沉积和纤维化因子在GK心肌表达上调[29]，ZDF大鼠存在心肌细胞凋亡,心脏脂质代谢异常，包括上调基因参与脂肪酸的摄取，脂质酯化和β氧化[30]。同时，ZDF大鼠具有更高的线粒体ROS的产生和脂质过氧化率，抗氧化水平的升高[31]。ZDF大鼠通常表现出显著室间隔及LVPW厚度增加，左室舒张和收缩直径降低，心肌细胞体积增大，ANP表达率增加，但收缩功能被保存[32]。 Zhou报告在20周时FS减少，Daniels和Ramírez在16、44周分别发现超声心动图和核磁共振成像，没有发现收缩功能不全的证据[ 33-34]。在9～13个月时心肌呈炎性细胞浸润或缺乏，在22周龄时促炎性细胞因子达到更高水平[35]。

2.2.5 KKAy小鼠 KKAy小鼠具有多基因遗传性，同时具有高血糖和肥胖等2型DCM典型表现，其糖尿病的发病机制为遗传和环境因素共同作用，与人类发病机制类似。8周后出现重度肥胖、高血糖和高胰岛素血症。

2.2.6 GK大鼠 GK大鼠的特点是高血糖，胰岛素抵抗和肥胖。GK大鼠心脏舒张内径、舒张时容积明显增加，每搏输出量、EF、 FS降低。超声心动图心室舒张明显降低，如E波减速时间延长，峰值下降速度减慢，左心室舒张末期内径与左心室后壁厚度增加和左室质量增加，心脏收缩功能保留。GK大鼠通常表现出显著增加的间隔、LVPW厚度，降低左室舒张和收缩直径，增大心肌细胞体积，和ANP表达率高，事实上，收缩功能经常被保存[36]。相关研究还发现[37]，GK大鼠存在明显心肌细胞凋亡、心脏脂质代谢异常、线粒体ROS的产生和脂质过氧化率提高。

3 转基因 DCM 模型

转基因动物模型是指通过改变某种基因的表达水平以建立 DCM 动物模型。目前最常用的是转基因 OVE26 小鼠，22周左室内径增加，室壁变薄是主要的特点，引起心室重塑，心房钠尿肽(atrial natriuretic peptide，ANP)和β-主要组织相容性复合物(major histocompability complex-beta，β-MHC)的改变[38]。同时，在OVE26 小鼠的心脏中，巨噬细胞和淋巴细胞浸润，促炎细胞因子和粘附分子的表达增加，氧化应激和炎症反应增加，心肌纤维化的胶原沉积增加，MMP活性降低，与总抑制组蛋白去乙酰化酶(histone deacetylase 3,HDAC3)相关[39]，凋亡也随着发病时间延长而加重[40]。在OVE26小鼠，钙调素的上调可能发展较慢，与人类DCM相似，关于其模型深入研究仍在进一步探索中。

4 小结与展望

随着 DCM发病率逐年增加，对其机制研究不断深入，建立理想的动物模型成为实验研究的前提。目前，基础研究中应用的 DCM 动物模型多样，选择依据主要是课题的研究方向。诱发性的DCM模型因对其他组织影响小，动物易存活，目前应用较广泛，但需注意药物的注射方法和剂量。自发性 DCM 模型的病理生理变化与人类 DCM 相似，个体差异度小，实验可重复性好，人为因素少，在DCM动物实验研究中被采用，但其往往因价格昂贵，对饲养条件要求高，限制其应用。转基因DCM动物模型遗传背景明确，症状单一，接近人类病症，能很好的模拟人类DCM，但转基因技术复杂，难度大，费用昂贵，应用受限制。中医药在治疗DCM的临床上取得很好的疗效，因此对于其机制的深入研究成为中医工作者的研究方向，制备病证结合DCM动物模型在研究中医药机制方面尤显重要，研究工作者应借助现代医学手段，根据糖尿病证型特点，制备出病证结合DCM动物模型[41]。因此，DCM动物模型的制备仍需不断探索，努力开发出更多更好的DCM动物模型用于医学研究中。