丝素蛋白取向水凝胶的研制

陈大旗,付 华,殷祝平,吴 峰,薛 香,卢神州,b

(苏州大学 a.纺织与服装工程学院；b.现代丝绸国家工程实验室，江苏 苏州 215123)

研究与技术

丝素蛋白取向水凝胶的研制

陈大旗a,付 华a,殷祝平a,吴 峰a,薛 香a,卢神州a,b

(苏州大学 a.纺织与服装工程学院；b.现代丝绸国家工程实验室，江苏 苏州 215123)

采用丝素蛋白(SF)为原料，将枯草菌脂肽钠(SS)与丝素蛋白混合以缩短丝素蛋白溶液凝胶时间，并在凝胶过程中对SF/SS共混溶液施加机械剪切力，制备一种取向的SF/SS水凝胶。结果表明：在剪切速率为55 s-1下，当剪切时间为0～20 min时，SF/SS混合体系中分子构象呈现大量的无规卷曲，而在20 min至凝胶完全时，分子构象由无规卷曲向β-折叠结构转变；剪切诱导形成的SF/SS水凝胶具有显著的取向网状形貌，其取向方向的压缩强度是非取向方向、未剪切水凝胶的3.5倍，其垂直于取向方向的耐切割性能是未剪切、取向方向的2倍。SF/SS取向水凝胶可用于神经细胞、骨细胞的培养，以及缺陷肌肉、韧带组织的修复。

丝素蛋白；枯草菌脂肽钠；剪切力；取向性；水凝胶；机械性能

水凝胶具有空间网状结构，其内部呈多孔状，大孔径达0.1～1 μm，小孔径达10～100 nm[1]，能够吸纳大量水分，含水率高于90%[2-4]。水凝胶的网状结构是通过分子链纠缠、次价键交联在一起，次价键包括离子键、氢键或疏水作用[5-7]。由于水凝胶具有一定强度、形状稳定，具有良好的生物相容性、水透气性、细胞黏附性和生物可降解性，可以应用于人工皮肤、组织工程支架材料、药物释放、微针系统、光学器件和生物传感器薄膜等[8-10]。

家蚕丝素蛋白(silk fibroin,SF)可以应用于生物医用材料，其安全可靠性已被深入研究[11]。蚕丝用作手术缝合线已经被使用了近一个世纪，其对机体无过敏或免疫反应[12-13]。丝素蛋白水凝胶是再生丝素蛋白溶液在一定条件下发生凝胶化制备而成。其凝胶化过程主要受丝素蛋白溶液的浓度、温度、pH值、金属离子、表面活性剂和剪切作用等因素的影响，可以通过增加丝素蛋白溶液浓度、升高温度、降低pH值、添加金属离子、表面活性剂及施加剪切力等促进其凝胶化过程[14]。在无外界因素作用下，纯丝素蛋白溶液凝胶时间可长达一个月[15]，且强度较差，因此极大限制其应用范围。阴离子表面活性剂与再生丝素蛋白溶液共混后，诱发丝素蛋白分子链快速伸展，并自组装成稳定的β-折叠结构[16]。丝蛋白分子受到剪切作用，其大分子由无规线团转变为亚稳态β-折叠结构，相邻大分子链上形成氢键，使大分子链进一步形成β-折叠片，然后形成一种不溶于水的三维β-折叠结构(β层晶)并完全纤维化[17-18]。枯草菌脂肽钠(sodium surfactin,SS)是一种生物表面活性剂，无毒，可生物降解，且具有良好的生物相容性，能快速诱导丝素蛋白形成凝胶[19]。虽然添加表面活性剂可以促进其凝胶化的进程，但是其水凝胶结构主要靠离子键、氢键作用维持，没有形成一个稳定的取向结晶结构。虽然超声波能够使丝素蛋白溶液分子构象瞬时转变形成凝胶[20-21]，但同样很难形成具有取向性的结晶结构，其水凝胶力学性能不能显著得到提高。

本研究采用枯草菌脂肽钠促使再生丝素蛋白溶液凝胶，通过对溶液施加剪切作用，使得丝素蛋白凝胶产生取向，最终制得取向性水凝胶。

1 实 验

1.1 材料与仪器

材料：家蚕茧壳(苏州先蚕丝绸生物科技有限公司)，无水碳酸钠、碳酸氢钠(国药集团化学试剂有限公司)，溴化锂(天成化工有限公司)，枯草菌脂肽钠(安徽帝元生物科技有限公司)，环己烷(江苏强盛化工有限公司)，透析袋(上海普宜生物技术有限公司，截留分子量8 000～10 000D)，液氮(乐山东亚机电工贸有限公司)，实验用水均为去离子水。

仪器：DF-101S集热式磁力恒温搅拌器(河南巩义予华仪器有限责任公司)，DHG-9246A型电热恒温鼓风干燥箱(广东医疗器械厂)，SHZ-D(Ⅲ)循环水式真空泵(上海凌科实业发展有限公司)，VIRTIS Genesis 25-LE型冷冻干燥机(美国VIRTIS公司)，Synergy HT型多功能酶标仪(美国Bio-Tek Instruments公司)，Formd. VLT.FYeezy 700型超低温冰箱(Thermo Electron公司)，TM3030台式扫描电子显微镜(日本Hitachi公司)，Nicolet 5700型傅立叶变换红外光谱仪(美国Thermo Nicolet公司)，全自动X′PERT PRO MPD型X射线衍射仪(荷兰帕纳科公司，PANalytiacl Company)，DCAT-21型表面张力仪(德国DataPhysics公司)，FM4P-TCSPC荧光光谱仪(英国Edinburgh公司)，XB320C型精密电子天平(上海精密仪器仪表有限公司)，TMS-PRO质构仪(美国Food Technology Corporation)，DM4000M型偏光显微镜(Leica公司)。

1.2 材料制备与性能测试

1.2.1 再生丝素蛋白溶液和枯草菌脂肽钠溶液的制备

称取80 g家蚕茧壳，放入4 000 mL的碳酸钠-碳酸氢钠缓冲溶液中(两者的质量浓度分别为0.25、0.75 g/L)，在98～100 ℃条件下微沸30 min后，取出茧壳并用去离子水搓洗干净，再重复两次上述操作。然后将脱胶后的丝素蛋白纤维取出，并置于60 ℃的烘箱中烘干(至少6 h)，即得纯丝素纤维。将纯丝素纤维在(65±2) ℃下溶解于摩尔浓度9.3 moL/L的溴化锂溶液中，浴比为20：100，溶解时间约1 h，待其冷却后取出装入截留分子量8 000～10 000 D的透析袋中，置于去离子水中透析3～4 d，用脱脂棉过滤得到纯丝素蛋白溶液，放在4 ℃冰箱备用[22]。制备流程如图1所示。

将枯草菌脂肽钠配制成100 mg/mL水溶液，同样置于4 ℃冰箱备用。

图1 再生丝素蛋白水溶液的制备Fig.1 Preparation of regenerated silk fibroin solution

1.2.2 凝胶时间的测定

将丝素蛋白溶液(SF)与SS溶液按一定的比例混合，取300 μL置于24孔板中并用100 μL环己烷密封，每组6个平行样，然后置于Synergy HT型多功能酶标仪上，在37 ℃、波长为550 nm条件下测试。

1.2.3 取向与非取向丝素蛋白水凝胶的制备

在凝胶制备前，先将再生丝素蛋白溶液的质量浓度调制为42 mg/mL，然后与质量浓度为100 mg/mL的枯草菌脂肽钠溶液按20：1的比例混合均匀，并转移至直径为80 mm圆柱型玻璃皿中。经抽真空后，置于37 ℃恒温水域中，并用直径为75 mm圆盘搅拌头施加剪切作用，转速为145 r/min，30 min后即可制得取向丝素蛋白水凝胶。同时将另一组经抽真空处理后的混合溶液，置于37 ℃恒温箱中静置约50 min形成凝胶，作为对照组。水凝胶制备的流程如图2所示。

图2 取向与非取向丝素蛋白水凝胶的制备Fig.2 Preparation of orientational and non-orientational SF hydrogels

1.2.4 凝胶过程中丝素蛋白分子构象的变化

将枯草菌脂肽钠溶液与再生丝素蛋白溶液混合后，施加转速为145 r/min的剪切作用，按剪切0、10、20、30 min进行取样，再迅速将样品置于液氮冷冻并干燥。将上述冻干后的不同时间点的凝胶样品研磨成粉末，直径小于80 μm，采用KBr压片法制样，并在Nicolet 5700智能型傅立叶变换红外光谱仪上进行测试，扫描400～4 000 cm-1内的吸光度，即可得到红外吸收光谱。将凝胶样品研磨成粉后压入样品架内，采用全自动X′PERT PRO MPD型X射线衍射仪分析样品的广角X射线衍射图谱[23]。测试条件：CuKα射线，管电流35 mA，管电压40 kV，扫描速度为8°/min，扫描2θ=5°～45°间的衍射强度曲线[24]。

1.2.5 水凝胶的形貌观察

将制备的取向丝素蛋白水凝胶在距离中心O点37 mm处沿b、c方向制取凝胶样品，尺寸为9 mm(直径)×9 mm(高)的圆柱体，再分别将凝胶样品沿平行于圆形截面切成0.5 mm的薄片，如图3所示。同样将非取向水凝胶切成0.5 mm的薄片，将湿态薄片样品置于DM4000M型偏光显微镜上测试；电镜测试薄片样品分别置于液氮中冷冻，经真空机干燥后的凝胶样品，表面喷金90 s后取出，采用日立TM3030型扫描电子显微镜[25]，观察其截面形貌。剪切速率可按下式[26]计算得到，其中参数示意如图4所示：

(1)

式中：γ为剪切速率，s-1；n为圆盘转速，r/min；r为圆盘半径，mm；d为间隙宽，mm。

图3 测试凝胶样品制取示意Fig.3 Hydrogel sample making

图4 参数示意图和圆柱型凝胶样品取样Fig.4 Diagrammatic sketch of parameters and taking of cylindroid hydrogel samples

1.2.6 压缩力学性能测试

将制备的取向丝素蛋白水凝胶和对照组水凝胶，如图4所示用打孔模具沿a、b、c方向将其制成尺寸大致为9 mm(直径)×9 mm(高)的圆柱型凝胶样品，并于室温在TMS-PRO质构仪上进行压缩力学测试。其压缩检测速度为10 mm/min，25 mm(直径)的圆柱型挤压检测探头，压缩量为90%，感应力为0.05 N，检测精度为0.015%，每种样品作六个平行样，得到位移-载荷数据。压缩强度可按下式计算得到：

(2)

式中：σc为压缩强度，MPa；F为最大破坏载荷，N；d为试样直径，mm。

1.2.7 切割性能测试

同理，按图4制成圆柱型凝胶样品，并于室温在TMS-PRO型质构仪上进行切割测试。其切割检测速度为10 mm/min，刀锋角度为44°的切割检测单刀剪切探头，切割量为95%，感应力为0.05 N，检测精度为0.015%，每种样品作六个平行样，得到位移-载荷数据。同样按式(2)计算每个样品的压缩强度。

2 结果与分析

2.1 SF/SS混合溶液的凝胶时间

根据Synergy HT型多功能酶标仪测得的OD值随时间变化曲线，取OD值变化最快时间作为凝胶时间。在37 ℃条件下，不同终浓度的SS(0、2、4 mg/mL)与丝素蛋白(终浓度均为40 mg/mL)混合溶液的凝胶时间如表1所示。

表1 不同SS质量浓度下共混溶液的凝胶时间Tab.1 Gelation time taken by blended solution of different SS mass concentrations

注：SF的终浓度为40 mg/mL，转速为145 r/min，OD值检测温度37 ℃。

从表1可知，随着SS质量浓度的增加，SF/SS混合溶液的凝胶时间相应缩短，且剪切作用使其凝胶时间缩短。当SS的终浓度为0时，纯丝素蛋白溶液24 h内未能形成凝胶，凝胶时间通常需要1周至1月[27]。当SS加入后，SF/SS混合溶液的凝胶时间瞬间缩短，且随SS质量浓度的增加，可在1 h内形成凝胶；相对未施加剪切作用的混合溶液，剪切作用缩短了凝胶时间，这是由于剪切提高了SF溶液胶凝转变的动力学性能。

2.2 水凝胶形貌观察

扫描电镜(SEM)是常用于观察SF/SS水凝胶网状结构形貌的一种测试手段，偏光显微镜是一种用于观察材料取向结构的常规方法。制备取向SF/SS水凝胶，其中SF和SS的终浓度分别为40、5 mg/mL，剪切速率为55 s-1。图5(a)(b)分别为未经剪切作用的SF/SS共混水凝胶横截面、纵截面。图6(a)(b)和(c)分别为经剪切作用形成的SF/SS共混水凝胶的表面、平行于取向方向的截面、垂直于取向方向的截面；图6(d)为平行于取向方向截面的偏光照片。

由图5(a)(b)可以发现，未经剪切作用形成的水凝胶横截面和纵截面，层次清晰，有褶皱，孔的形状比较规则，且尺寸大致均匀。由图6(a)可以发现，经剪切作用诱导形成的水凝胶，表面有明显的互相平行排列的层状结构，且孔的形状被拉伸成扁平状。由图6(b)(c)可以看到，垂直于取向方向的截面孔形状相对规则，且没有显著的取向3D结构；而在平行于取向方向上的截面，其孔的形状有明显的剪切拉伸变形，且具有取向网状结构，这是由于剪切作用使丝素蛋白分子链产生拉伸，形成连续取向网状结构和不连续的纤维结晶结构，再从局部取向的结晶结构到形成整体的取向结构[28-29]。再由图6(d)可以发现，在剪切力的作用下，形成相互平行排列、粗细均匀且定向取向的纤维结构，与电镜照片结果一致。结果表明，有规律性地剪切作用于枯草菌脂肽钠和丝素蛋白混合溶液形成的水凝胶，不仅使得蛋白分子链有明显的取向性，还有可能显著提高水凝胶的力学性能。此外，由于细胞可以沿水凝胶表面的纤维呈现取向黏附，形成接触引导[30]，为组织工程修复取向性组织提供一种可行性支架材料。

图5 SF/SS未取向水凝胶的电镜照Fig.5 Electronic microscope photos of non-orientational SF/SS hydrogels

图6 水凝胶取向形态观察Fig.6 Morphological observation of orientation of hydrogels

2.3 凝胶过程中构象的变化

图7(a)(b)分别表示SF/SS溶液在剪切0、10、20 min和30 min后丝素蛋白对应的傅立叶红外吸收光谱(FTIR)和X射线衍射曲线(XRD)，SF/SS共混溶液中SF和SS终浓度分别为40、5 mg/mL，溶液温度为37 ℃，剪切速率为55 s-1。由图7(a)所示，SF溶液和SS溶液共混后，剪切0～20 min，在1 649 cm-1(酰胺Ⅰ)，1 548 cm-1(酰胺Ⅱ)附近具有无规卷曲特征峰[31]；剪切时间30 min后，在1 627 cm-1(酰胺Ⅰ)，1 529 cm-1(酰胺Ⅱ)附近出现典型的β-折叠结构[31]；0～30 min在1 234 cm-1(酰胺Ⅲ)，694 cm-1(酰胺Ⅳ)附近始终有典型β-折叠峰的出现。说明在剪切0～20 min内，丝素蛋白分子中呈现大量的无规卷曲结构，而20 min后，蛋白分子构象由无规卷曲逐渐向β-折叠结构转变。由图7(b)可以看出，0～30 min内，均在10°～30°的衍射角范围内有一个宽峰；0～20 min内，在20.5°均没有明显的吸收峰，而在21.4°附近有吸收峰，即表现为无规卷曲[32]。20 min后，在20.5°附近呈现明显的尖峰，说明凝胶的形成伴随着β-折叠结构的增加。此外，剪切30 min后，在24.2°附近也呈现了较弱的特征峰，同样表现为β-折叠结构[32]。结合XRD和FTIR的结果表明，在剪切作用下，SF/SS共混溶液凝胶化过程中，凝胶形成前表现为无规卷曲结构，开始形成凝胶至完全凝胶，丝素蛋白分子构象由无规卷曲向β-折叠结构转变，具备典型的SilkⅡ结晶结构。

图7 凝胶过程中的结构变化Fig.7 Structure change during gelling process

2.4 取向水凝胶力学性能分析

在37 ℃下，SF/SS混合溶液在55 s-1剪切速率下制备水凝胶，其中SF和SS终浓度分别为40、5 mg/mL。在室温下，采用TMS-PRO型质构仪对水凝胶的力学性能进行测试。图8(a)为枯草菌脂肽钠/丝素蛋白共混水凝胶的对照组(未剪切)、a方向(非取向方向)、b方向(取向方向)、c方向(非取向方向)样品的压缩强度柱状图；图8(b)为对照组、平行于取向方向、垂直于取向方向的样品耐切强度柱状图。由图8(a)可知，经剪切作用后形成的水凝胶，其压缩强度高于未剪切形成的水凝胶，且取向方向的强度明显提高，其大小约为对照组的3.5倍，而两个非取向方向的强度相差不大。由图8(b)可知，经剪切作用形成的水凝胶，其垂直于取向方向的耐切割强度比对照组和平行于取向方向都要大，且大约2倍；而对照组和平行于取向方向的耐切割性能相差不大。结合FTIR、XRD及凝胶电镜形貌观察和偏光图片，结果表明：经剪切作用使得丝素蛋白分子构象由大量的无规卷曲向稳定的β-折叠结构转变，最终形成各向异性的共混水凝胶，具有明显的取向结构，且呈现相互平行排列的纤维结晶结构，故相对未经剪切形成的水凝胶而言，其压缩力学性能得到明显改善；正是由于剪切应力的引入，水凝胶具有取向性纤维的结晶结构[33]，沿着取向方向具有较高的力学性能，故垂直于取向方向所受的耐切割性能也相应提高。

图8 不同SF/SS水凝胶样品机械性能Fig.8 Mechanical properties of different SF/SS hydrogel samples

3 结 论

较传统高分子水凝胶而言，本研究采用物理机械剪切作用制备的取向丝素蛋白水凝胶，具有显著的取向纤维排列结构，并赋予其优异的力学性能。规律性物理剪切作用，既缩短了SF/SS共混溶液的凝胶时间，又满足组织工程支架材料的基本要求。SF/SS取向水凝胶，具有的高度取向纤维结构，可以控制细胞在二维环境下取向生长，又因其具有规则的多孔结构，有利于细胞渗透和迁移至内部，从而诱导细胞三维生长。

[1]AMIN S,RAJABNEZHAD S,KOHLI K. Hydrogels as potential drug delivery systems[J]. Scientific Research and Essays,2009,4(11):1175-1183.

[2]张宝萍,许戈文,黄毅萍.丝素蛋白-聚氨酯复合水凝胶的制备及性能研究[J].高分子学报,2012(9):965-971. ZHANG Baoping,XU Gewen,HUANG Yiping. Preparation and characterization of silk fibroin-polyurethane composite hydrogels[J].Acta Polymerica Sinica,2012(9):965-971.

[3]NUMATA K,KATASHIMA T,SAKAI T. State of water,molecular structure,and cytotoxicity of silk hydrogels[J]. Biomacromolecules,2011,12(6):2137-2144.

[4]PEPPAS N A,BURES P,LEOBANDUNG W,et al. Hydrogels in pharmaceutical formulations[J]. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics,2000,50(1):27-46.

[5]HOFFMAN A S. Hydrogels for biomedical application[J]. Advanced Drug Delivery Reviews,2012(64):18-23.

[6]JOHNSON J A,TURRO N J,KOBERSTEIN J T,et al. Some hydrogels having novel molecular structures[J]. Progress in Polymer Science,2010,35(3):332-337.

[7]HENNINK W E,VAN NOSTRUM C F. Novel crosslinking methods to design hydrogels[J]. Advanced Drug Delivery Reviews,2002,54(1):13-36.

[8]DRURY J L,MOONEY D J. Hydrogels for tissue engineering:scaffold design variables and applications[J]. Biomaterials,2003,24(24):4337-4351.

[9]LEE K Y,MOONEY D J. Hydrogels for tissue engineering[J]. Chemical Reviews,2001,101(7):1869-1880.

[10]RUDZINSKI W E,DAVE A M,VAISHNAV U H,et al. Hydrogels as controlled release devices in agriculture[J]. Designed Monomers & Polymers,2002,5(1):39-65.

[11]RAJKHOWA R,LEVIN B,REDMOND S L,et al. Structure and properties of biomedical films prepared from aqueous and acidic silk fibroin solutions[J]. Journal of Biomedical Materials Research:Part A,2011,97A(1):37-45.

[12]VEPARI C,KAPLAN D L. Silk as a biomaterials[J]. Progress in Polymer Science,2007,32(8/9):991-1007.

[13]CHAO P H,YODMAUANG S,WANG X,et al. Silk hydrogel for cartilage tissue engineering[J]. Journal of Biomedical Materials Research Part B Applied Biomaterials,2010,95(1):84-90.

[14]FOO C W P,BINI E,HENSMAN J,et al. Role of pH and charge on silk protein assembly in insects and spiders[J]. Applied Physics A,2006,82(2):223-233.

[15]LE T T,PARK Y,CHIRILA TV,et al. The behavior of aged regenerated bombyx mori silk fibroin solutions studied by 1H NMR and rheology[J]. Biomaterials,2008,29(32):4268-4274.

[16]WU X,HOU J,LI M. Sodium dodecyl sulfate-induced rapid gelation of silk fibroin[J]. Acta Biomaterialia,2012,8(6):2185-2192.

[17]VINEY C,KERKAM K,LISA G,et al. Molecular order in silk secretions[J]. Materials Research Society Symposium Proceeding,1992,248:89-94.

[18]VINEY C. Light microscopy of self-assembling biological macromolecules[J]. American Chemical Society Polymer Preprints,1992,33(1):757-758.

[19]朱天,张芳,李姣姣,等.枯草菌脂肽钠/丝素蛋白复合水凝胶的研究[J].现代丝绸科学与技术,2015,30(5):161-164. ZHU Tian,ZHANG Fang,LI Jiaojiao,et al. Study on bacillus subtilis lipopeptide/silk fibroin composite hydrogel[J]. Modern Silk Science & Technology,2015,30(5):161-164.

[20]YAMAURA K,OKUMURA Y,OZAKI A,et al. Flow-induced crystallization of bombyx mori silk fibroin from regenerated aqueous solution and spinnability of its solution[J]. Journal of Applied Polymer Science,1985,41:205-220.

[21]MATSUMOTO A,CHEN J S,COLLTETTE A L,et al. Mechanisms of silk fibroin sol-gel transitions[J]. Physical Chemistry B,2006,110(43):21630-21638.

[22]钱巧芬,张珊珊,侯静,等.乙二醇丝素蛋白共混膜的研究[J].丝绸,2013,50(9):1-6. QIAN Qiaofen,ZHANG Shanshan,HOU Jing,et al. Study on ethylene glycol/silk fibroin blend membrane [J]. Journal of Silk,2013,50(9):1-6.

[23]CHEN X,KNIGHT D P,SHAO Z,et al. Regenerated bombyx silk solutions studied with rheometry and FTIR [J]. Polymer,2001,42(25):9969-9974.

[24]ZHONG T,DENG C,GAO Y,et al. Studies of in situ-forming hydrogels by blending PLA-PEG-PLA copolymer with silk fibroin solution[J]. Journal of Biomedical Materials Research:Part A,2012,100(8):1983-1989.

[25]SILVA S S,POPA E G,GOMES M E,et al. Silk hydrogels from non-mulberry and mulberry silkworm cocoons processed with ionic liquids[J]. Acta Biomaterialia,2013,9(11):8972-8982.

[26]METZNER A B,OTTO R E. Agitation of non-Newtonian fluids[J]. AIChE Journal,1957,3(1):3-10.

[27]MORN A K,REGEV O,KHAN A J. A cryo-TEM study of protein-surfactant gels and solutions[J]. Colloid Interface Science,2000,222(2):170-178.

[28]KIELHORN L,COLBY R H,HAN C C. Relaxation behavior of polymer blends after the cessation of shear [J]. Macromolecules,2000,33(7):2486-2496.

[29]HAN C C,YAO Y H,ZHANG R Y,et al. Effect of shear flow on multi-component polymer mixtures[J]. Polymer,2006,47(10):3271-3286.

[30]WEISS P. Experiments on cell and axon orientation in vitro:the role of colloidal exudates in tissue organization[J]. Journal of Experimental Zoology,1945,100:353-386.

[31]MOREN A K,NYDENY M,SODERMAN O,et al. Microstructure of protein-surfactant complexes in gel and solution an NMR relaxation study[J]. Langmuir,1999,15(17):5480-5488.

[32]KIM U J,PARK J Y,LI C M,et al. Structure and properties of silk hydrogels[J]. Biomacromolecules,2004,5(3):786-792.

[33]LIZUKA E. Mechanism of fiber formation by the silkworn,bombyx mori L[J]. Biorheology,1966,3(3):141.

Preparationoforientationalsilkfibroinhydrogels

CHEN Daqia,FU Huaa,YIN Zhupinga,WU Fenga,XUE Xianga,LU Shenzhoua,b

(a.College of Textile and Clothing Engineering; b.National Engineering Laboratory for Modern Silk,Soochow University,Suzhou 215123,China)

In this study,silk fibroin (SF) was adopted as raw material,bacillus subtilis sodium surfactin (SS) was blended with silk fibroin to shorten the gelation time of SF solution,and mechanical shear force was exerted on the blended solution of SF/SS in the gelation process to prepare an orientational SF/SS hydrogel. The results suggest that the molecular conformation of the SF/SS blending system takes on random coil it is subject to shearing for 0 min to 20 min at the rate of 55 s-1,while the molecular conformation transforms from random coil into β-sheet conformers during the period that it is subject to shearing for 20 min until completely gelling; the shear-induced SF/SS hydrogels appears to be of obvious orientational gel skeleton/network morphology,its compressive strength in the direction of orientation is 3.5 times over that of unsheared hydrogel in the direction of non-orientation,and its cut resistance in the direction vertical to the direction of orientation is twice over that of unsheared hydrogel in the direction of orientation. SF/SS orientational hydrogels can be applied for culture of nerve cell and bone cell,and repairing of defect in muscle and ligament tissues.

silk fibroin; bacillus subtilis sodium surfactin; shear force; orientation; hydrogels; mechanical property

10.3969/j.issn.1001-7003.2017.08.001

2016-11-19;

:2017-06-13

国家自然科学基金项目(51373114)；江苏省高校自然科学研究重大资助项目(15KJA540001)

TS102.33；TB383

:A

:1001-7003(2017)08-0001-07 < class="emphasis_bold">引用页码

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