甘蔗基因克隆的研究进展

谭秦亮+潘成列+周全光+朱鹏锦+欧克纬+李穆

摘 要：甘蔗是我国当前主要的糖料作物，蔗糖业发展是广西的主要经济发展方向，对保障广西经济及农民生活水平具有重大的战略意义。随着基因工程技术的带动，甘蔗抗旱基因克隆对选育抗旱甘蔗品种及定向改良具有重要作用。现从甘蔗抗旱功能基因和信号转导相关基因两个方面全面进行研究总结，以期为甘蔗抗旱育种的基因克隆研究提供参考。

关键词：甘蔗 抗旱育种 基因克隆 研究进展

甘蔗（Saccharum officinarum L.）属于禾本科甘蔗属C4植物，主要生长在热带、亚热带地区，为一年生或多年生草本植物，如今是我国主要的糖料作物。蔗糖业发展是广西的主要经济发展方向，对保障广西经济及农民生活水平具有重大的战略意义。然而随着全球气候的恶化，极端天气的频繁出现，缺水干旱正严重危害着广西的甘蔗生产与发展。甘蔗属于无性繁殖的多倍体植物，具有遗传背景复杂、基因组庞大等特点，同时又缺乏优异农艺性状的育种亲本，对利用表现性状进行传统抗逆性遺传育种的研究造成诸多困难，因此如何选育高产高糖抗逆性强的甘蔗新品种成为现阶段甘蔗育种的关键转折点。

近年来，随着基因工程技术的发展，利用分子生物技术对甘蔗品种进行遗传性状改良已成为甘蔗育种的热门研究。选育抗旱甘蔗品种对甘蔗产业的可持续发展甚为重要，而通过基因改良提高甘蔗抗旱性是目前比较热门的研究方向。了解与分析近年来对甘蔗抗旱基因克隆的相关研究现状，有助于为下一步研究把握方向，为进一步挖掘出更多重要抗旱基因用于甘蔗品种改良打下坚实基础。

1 甘蔗渗透调节相关基因的研究

甘蔗是一种对水分和热量要求比较高的植物，在甘蔗的生理代谢、营养吸收和物质转化等过程中均少不了水分的参与，因此水分是维持甘蔗正常生长发育的重要物质。当甘蔗受到干旱胁迫时，苗期蔗苗的萌芽、中期蔗株的分蘖、伸长以及后期甘蔗糖分的积累等不同生长发育过程均会受到限制，从而使甘蔗体内发生一系列的生理生化反应，如渗透调节物质变化、活性氧增加、光合作用受抑制等，是影响甘蔗产量和品质最主要的非生物胁迫因素。大量研究发现干旱胁迫时甘蔗体内会积累大量的代谢物质，并通过自身的调节功能维持细胞内外的物质平衡和渗透压平衡。这些渗透调节物质分为2类：一类是游离小分子有机物质，主要包括脯氨酸、甜菜碱、可溶性糖、氨基酸等；另一类是外界进入植物体内的无机离子，主要有K+、CL-、Ca2+、Mg2+、Na+等。

脯氨酸是一种小分子的渗透物质，在正常生理pH范围内不带静电荷，对植物无毒害作用。在细胞含水量很低时脯氨酸仍能提供足够的自由水，从而维持细胞的正常活动，因此脯氨酸被认为是与抗旱性密切相关的植物渗透调节物质。在干旱胁迫时为了提高植物的抗旱性，植物细胞内会积累大量游离脯氨酸，从而增加植物对水分胁迫和渗透胁迫的抗性[1]。至今已从水稻、拟南芥、黑麦、大豆、番茄等植物中成功克隆出了多个脯氨酸合成酶或与之相关的基因，研究证明。1-吡咯琳-5-羧酸合成酶（P5CS）与脯氨酸脱氢酶（ProDH）都是脯氨酸合成的主要酶类。Molinari等[2]将脯氨酸合成酶基因（P5CS）导入甘蔗体内中，结果表明转基因甘蔗在干旱情况下诱导脯氨酸大量积累，在干旱12 d后转基因植株的生物量明显提高。黄城梅[3]采用同源克隆与RT-PCR方法从甘蔗中成功克隆到Sc-P5CS基因，建立反义植物表达载体后转入烟草，进行研究发现转入Sc-P5CS基因的烟草植物矮小、叶片变黄，猜测这与抑制了脯氨酸的合成有很大的关系。

海藻糖能够有效的保护植物体内细胞膜和蛋白质的结构，因此甘蔗在受到干旱胁迫时海藻糖可以有效防止细胞失水，从而使甘蔗具有更强的抗旱、抗寒能力。Li等[4]在水稻中克隆并转基因海藻糖-6-磷酸合成酶基因OsTPS1，结果发现不仅可以使一些与干旱胁迫相关的基因上调表达，而且在诱导表达的转基因植株中，海藻糖和脯氨酸的浓度明显高于普通植株。Zhang[5]等将海藻糖合成酶基因转入甘蔗，通过对转基因甘蔗体内一系列生理指标的测量，转基因植株能够合成和积累海藻糖并明显提高了甘蔗的抗旱性。

2 甘蔗抗氧化防御类相关基因的研究

当植物受到干旱胁迫时活性氧产生的速率会随着胁迫的加大而递增，从而导致细胞内的活性氧代谢失去平衡，而过剩的活性氧将在细胞内诱发自由基连锁反应，然后产生H2O2、O2-、OH- 等更多的自由基和活性氧，当细胞内大量积累活性氧类物质时就会对细胞造成一定的伤害，主要表现为[6-8]：①加快细胞膜脂过氧化，从而损伤甚至瓦解维持植物细胞区域化的膜系统；②活性氧攻击核酸碱基，破坏核酸结构，使变异产生并积累；③活性氧与色氨酸残基或者酶蛋白的巯基发生反应使酶失活；④活性氧对DNA复制过程的伤害，导致蛋白质的合成受到破坏。超氧化物歧化酶（SOD）、过氧化氢酶（CAT）、抗坏血酸过氧化物酶（APX）、谷胱甘肽过氧化物酶（GPX）及过氧化物酶（POD）是植物体内抗氧化酶系统的主要作用酶，在植物受到干旱胁迫时会激活这一类的氧化酶基因过量表达，然后快速提高植物清除活性氧的能力，增强相关蛋白复合体及膜结构的稳定性。

2.1 超氧化物歧化酶（SOD）

SOD是一类广泛存在于植物细胞内的金属酶，是膜脂过氧化防御系统的关键保护酶，也是抵御活性氧伤害的第一道防线。它能催化活性氧发生歧化反应生成H2O2和O2，其他酶类负责把H2O2分解为H2O，从而避免植物受到伤害[9]。由于定位与结合的金属离子的不同，可以将SOD分为以下3种[10-11]：主要存在于叶绿体和细胞质中的Cu/Zn-SOD；主要存在于线粒体的Mn-SOD；主要存在于叶绿体的Fe-SOD。随着人们对SOD的不断研究与深入，已经在水稻[12]、小麦[13]、甘蔗[14]、拟南芥[15]等很多植物中对其克隆成功。

王盛等[14]在甘蔗中成功克隆得Cu/Zn-SOD，对其进行各种逆境胁迫后定量分析，结果表明该基因的表达受到干旱、低温、高盐及氧化胁迫的诱导表达，且主要存在于甘蔗叶片中，与该基因定位于植物地上绿色部位的推测完全一致。

Que等[11]成功克隆到甘蔗Mn-SOD基因的全长，进行黑穗病菌胁迫后发现该基因受到甘蔗黑穗病菌胁迫的强烈诱导，推测该基因具有清除多余氧自由基和抗病的功能。 Galune[16]对番茄进行干旱胁迫后分析Cu/Zn-SODs的变化，结果显示干旱胁迫可以诱导Cu/Zn-SODs，而且是番茄对干旱胁迫的重要响应途径。Lyudmila等[17]对抗性和感性小麦品种进行长期干旱胁迫研究，并对小麦体内的抗氧化酶进行实时定量分析，结果随着小麦的生长正常未受胁迫的小麦中Cu/Zn-SOD和Fe-SOD的活性均明显下降，且Fe-SOD逐渐消失，而受到干旱胁迫后的小麦Fe-SOD和Mn-SOD的活性均不断增加，尤其是在感性品种中表现更为明显。由此推测，不同植物中的SOD同工酶在受到干旱胁迫时活性变化与表现不尽一致。

2.2 抗坏血酸过氧化物酶（APX）

APX是植物体内防御氧化胁迫和自身活性氧代谢的重要抗氧化酶类，主要存在于细胞的叶绿体、线粒體和胞质中，是一种由卟啉与肽链构成的血红蛋白。APX是抗坏血酸—谷胱甘肽循环（ASA-GSH循环）途径的关键作用酶，利用其提供的电子将H2O2还原催化转化为H2O。根据APX存在位置的不同可以有以下4种：①存在于细胞质的cAPX；②存在于类囊体的tAPX；③存在于微体膜的mAPX；④存在于叶绿体基质的sAPX。

近年来，有关APX的研究主要集中在逆境胁迫下活性的变化或转录水平基因克隆等方面，已有拟南芥（Arabidopsis thaliana）、大麦（Hordeum vulgare）、甘蔗（Saccharum officinarum）棉花（Gossypium spp.）、水稻（Oryza sativa）、西红柿（Lycopersicon esculentum）、马铃薯（Solanum tuberosum）等多种植物的APX基因被成功克隆和深入研究。王竹青等[18]结合电子克隆技术和RT-PCR等方法克隆到甘蔗APX基因，该基因全长1171bp编码345个氨基酸，并对其进行ABA、PEG、NaCl等逆境胁迫，结果均呈上调表达。克隆百合APX基因并将其导入拟南芥，结果发现拟南芥植株APX酶活性和耐盐性均显著提高[19]。有研究发现APX基因的过量表达，可明显提高转基因植株的抗旱抗氧化等抗逆境胁迫能力，并可以有效保护膜系统遭受活性氧的侵害，从而提高转基因植物的抗逆性和耐受性。过表达APX的转基因烟草在受到氧化胁迫和除草剂胁迫时tAPX活性比野生型的提高了37倍，不仅有效地提高了转基因烟草的抗氧化胁迫能力，而且增强了转基因烟草对除草剂诱导和氧化胁迫诱导的细胞死亡的抗性[20-21]。盐胁迫耐受型和敏感型不同基因型的黑麦草[22]，在试验处理4 d后耐受型植株叶片中SOD和 APX的活性明显提高，而在敏感型的植株叶片中MDA、H2O2的含量明显增加，APX等抗氧化酶的活性均低于对照组。同样的情况在水稻中也有所发现[23]，高盐胁迫水稻幼苗叶片，随后叶片中的SOD、APX、CAT等抗氧化酶的活性不断升高，因此在植物受到各种非生物胁迫时APX在植物抵御逆境胁迫时起到了重要的作用。

3 甘蔗ABA信号转导相关研究

3.1 ABA生物合成途径中的关键酶

近年来，许多研究表明[24-25]，C40的类胡萝卜素间接途径是高等植物体内ABA的主要生物合成途径。该途径以C40的类胡萝卜素为前体，再由类胡萝卜素裂解成C15的化合物黄质醛（XAN），最终通过氧化裂解转化成ABA[25]。在此途径中9-顺式-环氧类胡萝卜素双加氧酶（NCED）是催化裂解类胡萝卜素前体的关键酶，研究表明ABA合成的类胡萝卜素前体的含量可比ABA含量高出上百倍，可称为“类胡萝卜素前体库”，因此NCED被认为是ABA生物合成中最重要的限速酶。植物NCED基因是一个只在特定组织表达的多基因家族，其cDNA已在拟南芥[26-27]、甘蔗[28]、大麦[29]、花生[30]、马铃薯[31]等植物上被克隆到。转基因植物中NCED基因的过量表达能引起ABA的积累和耐旱性的增加，过量表达甘蔗SoNCED、番茄LeNCED3、拟南芥AtNCED3、豆类PvNCED1均可以使转基因植株体内ABA含量的增加，并且显著提高了转基因植株的耐干旱的能力[26，28，32-33]。

在拟南芥中，NCED基因是一个多基因家族共有9个成员，其中5个基因在 ABA生物合成中有功能活性[34]。在这5个基因中，AtNCED3被认为是响应干旱胁迫的，在叶片中起着主要作用[37]。研究发现在拟南芥中，AtNCED3的表达受到干旱胁迫的上调，过量表达AtNCED3的植物积累ABA，并表现出蒸腾作用减弱的现象，耐旱力增强[35]。李长宁等[28，36]运用RT-PCR及RACE-PCR技术克隆出甘蔗SoNCED基因，并扩增出SoNCED基因的开放阅读框，大小为1827 bp，编码608个氨基酸。在不同胁迫时进行甘蔗叶片实时荧光定量PCR分析，该基因在干旱、低温、高盐等条件的处理下均能诱导表达。SoNCED基因的表达量在不同胁迫处理后到达峰值时间虽有差异，但都有明显的上调表达。同时在甘蔗叶片和根系中发现SoNCED基因表达量均能随着活性氧产生速率的升高而显著上升，并与ABA含量的增长呈协同关系，因此推测SoNCED基因参与了甘蔗叶片和根系内源ABA合成的调控。对玉米、柑橘等作物进行研究发现[37-39]，NCED基因的表达均可被不同逆境胁迫诱导，且表达量与ABA含量有着协同效应，过表达该基因能明显提高转基因植株内源ABA的含量和耐胁迫能力。

3.2 甘蔗ABA信号转导相关基因

通过对ABA信号转导通路的研究发现[40-45]，植物细胞在受到逆境诱导时可以合成内源ABA，ABA与其受体PYR1结合后再与PP2C结合形成三元复合体，从而抑制了PP2C的活性 ，使受PP2C抑制的SnRK2s激酶处于活性状态，SnRK2s激酶能磷酸化ABA响应元件的结合蛋白或结合因子，然后激活ABA应答基因的表达，从而调控植物的生理反应和生长发育。SnRK2s是该途径中关键的调控酶基因，它的激活在植物响应渗透逆境胁迫时发挥着重要的作用。

譚秦亮等[46]利用RT-PCR和RACE-PCR技术，克隆出编码甘蔗SnRK2蛋白的基因SoSnRK2，并对该基因进行了原核表达及蛋白纯化的分析，在ABA、干旱、低温等外源胁迫处理下发现在甘蔗叶片中该基因均上调表达，推测该基因参与调控干旱、高盐和低温等胁迫过程，在甘蔗抗逆境胁迫中起重要作用。小麦的TaSnRK2.3基因被克隆后转拟南芥，结果发现转基因拟南芥上调表达，不仅能够改善根系生长，而且能够显著提升耐旱、耐盐、和抗冻结能力[47]。

4 结语

关于甘蔗抗旱的生理生化研究已有很多，但是在基因工程方面的研究还处于初级阶段。尤其与水稻、玉米等作物相比，甘蔗中基因的克隆只是局限在同源克隆和电子克隆技术上。因此，在这方面的研究应该着重于基因的功能分析，在获得一些抗旱相关基因后对它们进行更深入的调控机制分析，进而加强多基因间的联合转化及研究。以后在该方面的研究可以偏向于选择调控抗旱信号转导通路的基因上，然后构建多个抗旱基因的表达载体，进行甘蔗转化研究甘蔗的综合性状表现。希望通过对这方面的研究总结，可以为甘蔗的基因工程育种奠定理论基础并提供技术储备。

参考文献

[1] 许祥明，叶和春，李国风. 脯氮酸代谢与植物抗渗透胁迫的研究进展[J]. 植物学通报，2000， 17（6）：536-642.

[2] Molinari H，Marura C，Darosb E，et a1. Evaluation of the stress inducible production of proline in transgenic sugarcane：osmotic adjuslraent chlorophyll fluorescence and oxidative saessi[J]. Physiologia Plantarum， 2007，130（2）：218-229.

[3] 黄城梅.甘蔗脯氨酸积累与△1-吡咯琳-5-羧酸合成酶（Sc-P5CS）基因克隆及转化研究[D].南宁：广西大学，2007.

[4] Li H W，Zang B S，Deng X W，et a1. Over expression of the trehalose-6-phosphate synthase gene OsTPSl enhan ces abiotic stress tolerance in rice[J]. Planta，2011， 234（5）：1007-1018.

[5] Zhang S Z，Yang B P，Feng C L，et a1. Expression of the Grifola frondosa trehaiose synthase gene and improvement of drought tolerance in sugarcane[J]. Journal of Integrative Plant Biology，2006（48）：453-459.

[6] Ashraf M. Biotechnological approach of improving plant salt tolerance using antioxidants as markers[J]. Biotechnology Advances，2009，27（1）：84-93.

[7] Gill S S，Tuteja N. Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants[J].Plant Physiology and Biochemistry，2010（48）：909-930.

[8] Mittler R，Vanderauwera S，Suzuki N，et al.ROS signaling： the new wave？[J]. Trends in Plant Science，2011， 16（6）：300-309.

[9] Que Y X，Liu J X，Xu L P，et a1. Molecular cloning and expression analysis of a Mn-superoxide dismutase gene in sugarcane[J]. African Journal of Biotechnology，2012，11（3）：552-556.

[10] Carvalho K，D， Campos M K F D，Domingues D S，et a1. The accumulation of endogenous proline induces changes in gene expression of several antioxidant enzymes in leaves of transgenic Swingle citrurnelo[J]. Molecular Biology Repots， 2013，40（4）：3269-3279.

[11] Que Y X， Liu J X， Xu L P， et a1.Molecular cloning and expression analysis of an Mn superoxide dismutase gene in sugarcane[J]. African Journal of Biotechnology， 2012， 11（3）： 552-560.

[12] Kaminaka H， Morita S， Tokumoto M， et al. Molecular cloning and characterization of a cDNA for an iron-superoxide dismutase in rice （Oryza sativa L.）[J]. Bioscience， Biotechnology， Biochemistry， 1999， 63（2）： 302-308.

[13] Zhang H N， Guo C J， Li C D， et al. Cloning， characterization and expression analysis of two superoxide dismutase （SOD） genes in wheat （Triticum aestivum L.）[J]. Frontiers of Agriculture in China， 2008， 2（2）： 141-149.

[14] 王盛，张保青，黄杏，等. 甘蔗Cu/Zn-SOD的克隆和表达分析[J]. 中国农业科学，2013，46（15）：3277-3284.

[15] Kliebenstein D J， Dietrich R A， Martin A C，et al. LSD1 regulates salicylic acid induction of copper zinc superoxide dismutase in Arabidopsis thaliana[J]. Molecular Plant Microbe Interactions， 1999， 12（11）： 1022-1026.

[16] Galune P T. The tomato Cu/Zn superoxide dismutase genes are developmentally regulated and respond to light and stress[J].Plant Molecular Biology，1991，17（4）：745- 760.

[17] Lyudmila S S，Klimentina D，Tatyana P，et a1.Antioxidative proprotection and proteolytic activity in tolerantand sensitive wheat varieties suected to long-term field drought[J]. Plant Growth Regulation，2009，58（1）：107-117.

[18] 王竹青，陳云，杨玉婷，等. 甘蔗抗坏血酸过氧化物酶基因（ScAPX）的克隆及表达分析[J].农业 生物技术学报，2015， 23（2）： 170-180.

[19] 陈莉，辛海波，孙向荣，等. 百合APX 基因的克隆及转 LIAPX 提高拟南芥耐盐性[J]. 园艺学报，2010，32（12）： 37-41.

[20] Pang C H， Li K， Wang B S. Overexpression of SsCHLAPXs confers protection against oxidative stress induced by high light in transgenic Arabidopsis thaliana[J]. Physiol Plant， 2011， 143（4）： 355–366.

[21] Murgia I，Tarantino D，Vannini C，et a1.Arabidopsis thaliana plants overexpressing thylakoidal ascorbate peroxidase show increased resistance to Paraquat-induced photooxidative stress and to nitric oxide-induced cell death[J]. The Plant Journal， 2004，38（6）：940-953.

[22] Hu L X， Li H Y， Pang H C， et al. Responses of antioxidant gene， protein and enzymes to salinity stress in two genotypes of perennial ryegrass （Lolium perenne） differing in salt tolerance[J]. Plant Physiol， 2012， 169（2）： 146–156.

[23] Nounjan N， Nghia P T， Theerakulpisut P. Exogenous proline and trehalose promote recovery of rice seedlings from salt-stress and differentially modulate antioxidant enzymes and expression of related genes[J]. Plant Physiol， 2012， 169（6）： 596–604.

[24] Nambara E，Marion-Poll A.Abscisic acid biosynthesis and catabolism[J]. Annu Rev Plant Biol， 2005（56）：165-185.

[25] Schwartz S H，Qin X，Zeevaart J A D.Elucidation of the indirect pathway of abscisic acid biosynthesis by mutants genes and enzymes[J]. Plant Physiol，2003（131）：1591-1601.

[26] Iuchi S，Kobayashi M，Taji T，et al. Regulation of drought tolerance by gene manipulation of 9- cisepoxycarotenoid dioxygenase， a key enzyme in abscisic acid biosynthesis in Arabidopsis[J]. Plant J，2001（27）：325-333.

[27] Tan B C，Joseph L M，Deng W T，et al.Molecular characterization of the Arabidopsis 9-cis epoxycarotenoid dioxygenase gene family[J]. Plant，2003（35）：44- 56.

[28] 譚秦亮.甘蔗SoNCED和SoSnRK2.1基因的原核表达及遗传转化研究[D]. 南宁：广西大学，2013.

[29] Chono M，Honda I，Shinoda S，et al. Field studies on the regulation of abscisic acid content and germinability during grain development of barley：molecular and chemical analysis of pre-harvest sprouting[J]. J Exp Bot， 2006（57）：2421-2434.

[30] Wan X，Li L. Molecular cloning and characterization of dehydration inducible cDNA encoding a putative 9-cisepoxycarotenoi dioxygenase in Arachis hypogaea L[J]. DNA Seq，2005（16）：217-223.

[31] Destefano-Beltran L，Knauber D，Huckle L，et al. Effects of postharvest storage and dormancy status on ABA content，metabolism， and expression of genes involved in ABA biosynthesis and metabolism in potato tuber tissues[J]. Plant Mol Biol，2006（61）：687-697.

[32] Thompson A J，Jackson A C， Symonds R C，et al. Ectopic expression of a tomato 9-cis-epoxycarotenoid dioxygenase gene causes over-production of abscisic acid[J]. Plant J，2000（23）：363-374.

[33] Qin X，Zeevaart J A D. Overexpression a of 9-cis-epoxyearotenoid dioxygenase gene in Nicotiana plumbaginifolia， inereases abscisic acid and phaseic acid levels and enhances brought tolerance[J]. Plant Physiol，2002（128）：544-551.

[34] Tan B C，Joseph L M，Deng W T，et al.Molecular characterization of the Arabidopsis 9-cisepoxycarotenoid dioxygenase gene family[J]. Plant J，2003（35）：44-56.

[35] Iuchi S，Kobayashi M，Taji T，et al. Regulation of drought tolerance by gene manipulation of 9-cis-epoxycarotenoid dioxygenase，a key enzyme in abscisic acid biosynthesis in Arabidopsis[J]. Plant J，2001（27）：325-333.

[36] 李长宁.水分胁迫下外源脱落酸提高甘蔗抗旱性的机理研究[D]. 南宁：广西大学，2012.

[37] Rodrigo M J，Alquezar B，Zacarias L. Cloning arid characterization of two 9-cis-epoxycarotenoid dioxygenase genes， differentially regulated during fruit maturation and under stress conditions， from orange [J]. Journal of Experiment Botany，2006（57）：633-643.

[38] Thompson A J，Jackson A C，Symonds R C，et al. Ectopic expression of a tomato 9-cis-epoxycarotenoid dioxygenase gene causes over-production of abscisic acid[J]. Plant Journal，2000（23）： 363-374.

[39] Wan X R，Li L. Regulation of ABA level and water-stress tolerance of Arabidopsis by ectopic expression of a peanut 9-cis-epoxycaroterioid dioxygenase gene[J]. Biochemical and Biophysical Research Communications， 2006（347）：1030-1038.

[40] Schweighofer A，Hirt H，Meskiene I.Plant PP2C phosphatases：Emerging functions in stress signaling[J]. Trends Plant Sci，2004（9）：236-243.

[41] Cutler S R，Rodriguez P L，Finkelstein R R，et al. Abscisic acid：Emerging of a core signaling network[J]. Annu Rev Plant Biol，2010（61）：651-679.

[42] Hubbard K E，Nishimura N，Hitomi K，et al. Early abscisic acid signal transduction mechanisms：Newly discovered components and newly emerging questions[J]. Genes Dev，2010（24）：1695-1708.

[43] Raghavendra A S，Gonugunta V K，Christmann A，et al. ABA perception and signaling[J]. Trends Plant Sci， 2010（15）：395-401.

[44] Weiner J J，Peterson F C，Volkman B F，et al. Structural and functional insights into core ABA signaling[J]. Curr Opin Plant Biol，2010（13）：495-502.

[45] Umezawa T，Sugiyama N，Mizoguchi M，et al. Type 2C protein phosphatases directly regulate abscisic acid-activated protein kinases in Arabidopsis[J]. Proc Natl Acad Sci USA ，2009（106）：l7588-17593.

[46] 譚秦亮，李长宁，杨丽涛，等. 甘蔗ABA信号转导关键酶SoSnRK2.1基因的克隆与表达分析[J]. 作物学报，2013， 39（12）：2162-2170.

[47] Tjan S J，Mao X G，Zhang H，et a1. Cloning and characterization of TaSnRK2.3，a novel SnRK2 gene in common wheat[J]. Journal of Experimental Botany，2013，64（7）：2063-2080.