常规和倒置A2/O工艺活性污泥微生物群落结构的比较

李 鹏,毕学军,王 军,汝少国*(1.山东省环境保护科学研究设计院,山东 济南 5001；.中国海洋大学海洋生命学院,山东 青岛 6600；.青岛理工大学环境与市政工程学院,山东 青岛 660)

常规和倒置A2/O工艺活性污泥微生物群落结构的比较

李 鹏1,2,毕学军3,王 军2,汝少国2*(1.山东省环境保护科学研究设计院,山东 济南 250013；2.中国海洋大学海洋生命学院,山东 青岛 266003；3.青岛理工大学环境与市政工程学院,山东 青岛 266033)

为了探究倒置A2/O工艺脱氮除磷效果优于常规A2/O工艺的机理,利用聚合酶链式反应-变形梯度凝胶电泳(PCR-DGGE)技术与纯培养方法分析了2种工艺活性污泥中微生物群落结构.结果显示,2种工艺活性污泥的优势菌群均含有β-变形菌与γ-变形菌;倒置A2/O工艺活性污泥中检测到大量的亚硝化螺旋菌、红环菌和4种未培养的拟杆菌,而这些菌类在常规A2/O工艺中含量较少;利用纯培养方法在倒置A2/O工艺活性污泥检测到的γ-变形菌纲希瓦氏菌属、克雷伯氏菌属和类球红细菌在常规A2/O工艺样品中未检测到.推测以上菌种的存在可能是倒置A2/O工艺具有较高脱氮除磷效果的主要原因.此外,扫描电镜结果显示倒置A2/O工艺活性污泥较为疏松,丝状细菌含量较少,且不存在念珠状细菌.

活性污泥；微生物群落结构；PCR-DGGE；倒置A2/O

目前,我国 80%以上的城市污水处理厂采用活性污泥法降解有机污染物,降解效率主要取决于活性污泥中微生物的结构与功能[1–2].传统污水处理厂多采用 A2/O(厌氧-缺氧-好氧)工艺,该工艺兼顾脱氮和除磷双重功能,由于2种功能对动力条件的要求不一致,导致除磷效果不尽理想

[3].为进一步强化除磷效果,研究者设计了倒置A2/O(缺氧-厌氧-好氧)工艺,以期解决常规 A2/O工艺存在的问题[4].研究表明,倒置 A2/O工艺对有机污染物、氨氮与磷酸盐的去除效率明显优于常规A2/O工艺[5],但是2种工艺的微生物结构和功能存在哪些差异,从而导致脱氮、除磷效果不一致尚不清楚.因此,本研究从常规 A2/O与倒置A2/O工艺的好氧区末端采集活性污泥样品,利用聚合酶链式反应-变性梯度凝胶电泳(PCRDGGE)技术鉴定了 2种工艺活性污泥中微生物群落结构,同时采用显微镜观察和分离培养技术得到单一菌株,并对可培养菌株进行鉴定,以探究倒置A2/O工艺脱氮除磷效果优于常规A2/O工艺的机理.

1 材料与方法

1.1 材料

将青岛市团岛污水处理厂(以处理城市生活污水为主)曝气沉砂池出水引入 A2/O与倒置A2/O工艺的小试试验装置(图1).2种工艺的有效容积均为 289L,进水量 400mL/min,水力停留时间为12h,溶解氧为2.0～3.0mg/L,泥龄为16d.每天下午采集进水与出水水样,参照《污水综合排放标准》(GB18918-2002)测定水样中的氮、磷含量.运行30d后,于好氧池末端采集活性污泥样品,取样时间为下午第2次排泥之前.

图1 常规A2/O和倒置A2/O工艺试验装置Fig.1 Lab-scale testing units of conventional A2/O and reversed A2/O processes

1.2 16S rDNA V3区的PCR-DGGE分析

1.2.1 DNA的提取与纯化 活性污泥中微生物基因组DNA提取采用SDS细胞裂解法[6].首先,向活性污泥中加入270µL含有50µg蛋白酶K的DNA提取液,于37℃、225r/min震荡30min;随后,加入30µL 20%的SDS,65℃水浴2h,每隔20min轻轻摇动1次;6000r/min离心10min,取上清液;向沉淀中加入 90µL DNA提取液,20µL 10% SDS,65℃水浴10min,6000r/min离心10min.将2次获得的上清合并后,利用 DNA胶回收试剂盒对粗提液DNA进行纯化.

1.2.2 16S rDNA的扩增 参照 Bosshard等[7]的方法,以纯化的总 DNA为模板,利用细菌 16S rDNA的通用引物27F (5’-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3’)和1492R (5’-GGTTACCTTGTTACGACTT-3’),采用 PCR方法扩增出微生物的16S rDNA.PCR反应条件参照杨倩等[8]报道的方法,扩增产物用1%琼脂糖凝胶电泳检测.

1.2.3 变性梯度凝胶电泳(DGGE) 采用Dcode通用突变检测系统对PCR反应产物进行分离,聚丙烯酰胺凝胶浓度为 8%,变性胶梯度从 30%到60% (100%变性剂含7mol/L尿素和40%去离子甲酰胺).PCR样品上样量为20μL,60℃、150V电泳4h,经SYBR-Green I染色后,利用DOC1000凝胶成像系统拍照.

1.2.4 DGGE条带的切割和 DNA回收 从DGGE胶上切下目标条带,经无菌双蒸水浸洗 3次后,破碎凝胶,加入30µL TE缓冲液(pH 7.6),于50℃水浴中融化,6000r/min离心5min,取上清.以回收的DNA为模板,利用大多数细菌16S rDNA基因V3区具有的特异性引物341f和518r进行PCR扩增.

1.2.5 16S rDNA基因V3区的克隆、测序与分析 PCR产物切胶后,利用DNA胶回收试剂盒对16S rDNA进行回收纯化.将纯化的PCR产物与pGM-T载体连接后,转化到感受态细胞,涂布于加入IPTG和X-gal的LB固体培养基.随机挑选白色菌落,置于5mL LB液体培养基(含100μL相应抗生素)中,37℃培养过夜,提取质粒,将含有目的基因的菌株送生工生物工程(上海)有限公司测序.利用BLAST软件分析16S rDNA基因序列与GenBank中收录的16S rDNA序列的同源性,用Mega5.0软件对扩增的细菌进行聚类,采用邻位相连法(Neighbor-joining)构建系统发生树,并通过自举分析(bootstrap)进行置信度检测,自举数据集为1000次[9].

1.3 微生物的形态观察

将活性污泥菌胶团悬液涂布于干净的载玻片上,自然干燥后在光学显微镜下镜检,选出菌体较密且分散度较好的样品.将样品置于 2%戊二醛磷酸缓冲液(pH 7.2)中,4℃固定过夜;次日,用40%、70%、90%和 100%的乙醇依次脱水,并用醋酸戊脂置换乙醇;将上述制备好的样品置于临界点干燥器中,浸泡于液态二氧化碳中,加热至临界点温度(31.4℃,7.28MPa)以上,使之气化干燥;在真空镀膜机内把金喷镀到样品表面后,利用扫描电镜观察.

1.4 活性污泥微生物的纯化与鉴定

1.4.1 微生物的纯化 将10mL活性污泥放入含有3g玻璃珠(直径0.11～0.12mm)的50mL离心管中,旋涡混合器击打15min去絮凝.自然沉降1h,收集上清液,用灭菌蒸馏水将上清液稀释102～ 107倍后,吸取0.1mL均匀涂布于普通肉汤固体培养基,倒置于 37℃恒温培养箱中培养至形成单菌落.挑取单菌落进行划线分离纯化,将分离纯化的单菌落接种到斜面培养基上,37℃培养至菌落形成.

1.4.2 微生物的鉴定 16S rDNA基因序列测定和分析:利用酚氯仿抽提法提取菌株的基因组DNA,利用1.3的方法扩增16S rDNA基因.利用DNA胶回收试剂盒回收PCR产物,为了剔除可能相同的菌株,选用内切酶Rsa I和Hha I对所有菌株的PCR纯化产物进行酶切,并利用2%琼脂糖凝胶对酶切结果进行检测.将酶切带谱差异较大菌株的PCR产物进行纯化回收后,送生工生物工程(上海)有限公司进行测序.所得的16S rDNA序列用BLAST软件与GenBank中已知的序列进行同源性比较,确定种属.

细菌的BIOLOG鉴定:选取酶切带谱差异较大的菌株在 BIOLOG专用培养基上连续转接2～3次,划线接种到培养基上,37℃培养24h.用无菌棉签蘸生理盐水湿润后轻轻擦下培养基上的菌落,转入无菌稀释缓冲液中,混匀得到菌悬液,测定其浊度,控制在浊度标准的±3%以内.将 150 µL菌悬液加入到鉴定板的各孔中,盖上鉴定板盖,置于37℃培养箱内,4～6h时读1次,之后16～24h再读1次.

2 结果与讨论

2.1 2种工艺氮磷去除效率的比较

NH3-N含量测定结果显示,运行前期2种工艺的氨氮去除率都不高,16d后倒置A2/O工艺的氨氮去除率(50%)要明显高于常规 A2/O工艺(13%)(图 2A).PO4-P含量测定结果显示,常规A2/O工艺对磷的去除效率波动较大,在处理前期磷的去除率仅为50%,2周后能达到80%以上,倒置A2/O工艺对磷的去除率则一直维持在90%以上,表现更加稳定(图2B).

图2 常规A2/O工艺与倒置A2/O工艺对NH3-N与PO4-P的去除率Fig.2 Removal efficiency of NH3-N and PO4-P of conventional A2/O and reversed A2/O processes

2.2 细菌 16S rDNA V3区的纯化与特征片段DGGE指纹图谱

从常规和倒置A2/Oc23kb的DNA片段,这与Bourrain等[11]从活性污泥中提取的DNA大小相同,表明获得了完整的基因组 DNA.随后利用胶回收试剂盒成功纯化了基因组 DNA,以纯化的DNA为模板,对细菌16S rDNA V3区序列进行PCR扩增,2个样品均得到了约为200bp的单一条带,条带的亮度和纯度较好,且无明显非特异性扩增.PCR-DGGE技术是目前分析活性污泥中微生物群落结构常用的方法[11–12],本研究利用该技术比较了常规和倒置A2/O工艺活性污泥中的微生物组成,发现条带1、2、3、4、6、9、10、11、12、13、14、16、18、19在2种样品的DGGE图像中均存在,且比较亮,含量较高,而条带5、7、8、15、17、20在常规工艺活性污泥DGGE图像相对较暗,含量较低,但是在倒置 A2/O工艺样品中亮度较大,含量较高(图3).

图3 活性污泥样品中细菌16S rDNA V3区片段的DGGE图谱Fig.3 DGGE profiles of PCR amplified 16S rDNA V3region fragments from different samples of activated sludge

2.3 细菌16S rDNA序列同源性与聚类分析

将DGGE分离后可分辨的电泳条带进行回收、扩增及测序,共获得19条170～195bp的序列(条带7未测出),其中有11条序列是环境中未培养的菌株.16S rDNA序列的相似性比较和聚类分析结果表明,这些菌株主要属于拟杆菌属(Bacteroides,55%)、变形菌门(Proteobacteria, 25%)、Candidate division TM7类群(10%)和厚壁菌门(Firmicutes,5%),其中拟杆菌属和变形菌(主要是 β、γ-变形菌)为优势菌类,这与此前研究者对活性污泥中微生物多样性的研究结果相一致

[13–14].Buchan[15]则发现,生物除磷曝气池活性污泥中的优势菌为不动杆菌(Acinetobacter spp.),而本研究采用 PCR-DGGE技术未检测到不动杆菌.

进一步分析DGGE图谱可知,2工艺样品中共有的菌类为盐单胞菌属(Halomonas sp.)、红环菌属(Rhodoferax sp.)、普氏菌属(Prevotella sp.)、黄杆菌科(Niablella koreensis strain)、不可培养的拟杆菌(Bacteroidetes bacterium)、产丁酸菌(butyrate-producing bacterium)、屈挠杆菌属(Flexibacteraceae sp.)、 鞘 氨 醇 杆 菌 属(Sphingobacterium sp.)、不可培养的 candidate division TM7、不可培养的PHOS-HE28菌与γ-变形菌纲(Gammaproteobacteria) (表1).相比之下,可培养的亚硝化螺菌(Nitrosospira sp.,条带18)、红环菌属(Rhodocyclus sp.,条带15)与4种不可培养的拟杆菌(条带5、17、19、20)在常规工艺中含量较少,但在倒置工艺中含量较高.亚硝化螺菌对亚硝酸盐具有很低的米氏常数(Km值),并且对有限氧表现出很强的竞争力[16],刘惠军等[17]发现,亚硝化螺菌是曝气生物反应器中起主要氨氧化作用的细菌,占细菌总数的 21%;红环菌通常是磷含量高的生物除磷体系中的优势菌[18],例如 Bond等[19]发现,红环菌在高效除磷系统中含量较高,而在低效除磷系统中含量较少,推测红环菌可能是造成两系统除磷功能差异的主要原因.Zilles等[20]也报道,红环菌是生物强化除磷系统中的优势聚磷菌,发挥着主要除磷作用.因此,推测亚硝化螺菌与红环菌属可能是造成倒置 A2/O工艺具有较高脱氮除磷效果的主要原因之一.

为了分析鉴定菌种与已知菌种的亲缘关系,进一步构建了系统发生树(图4),常规A2/O工艺活性污泥中获得的18条序列中,有10条属于拟杆菌门(Bacteroidetes),包括2条鞘脂杆菌纲的鞘脂杆菌属(Sphingobacterium sp.)、1条拟杆菌纲普雷沃氏菌属(Prevotella sp.)、1条黄杆菌纲黄杆菌科(Flavobacteriaceae)和1条噬纤维菌-屈挠杆菌-拟杆菌(Cytophaga—Flexibacter- Bacteroides,CFB);5条序列属于变形菌门(Proteobacteria),包括β-变形细菌(3条)和γ-变形细菌(2条);1条序列属于厚壁菌门梭菌目(Clostridiales).倒置 A2/O工艺活性污泥中鉴定的菌属与常规A2/O工艺活性污泥相似,唯一多出的条带 20属于拟杆菌门(Bacteroidetes).

表1 DGGE回收DNA片段序列分析结果Table 1 Sequence identification of 16S rDNA DGGE fragments

续表1

图4 DGGE条带16S rDNA序列聚类分析Fig.4 Cluster analysis of DGGE patterns from 20samples

2.4 活性污泥中微生物的形态观察

扫描电镜结果显示,常规A2/O与倒置A2/O工艺活性污泥中均含有大量的球状菌和杆状菌,这与SBR工艺活性污泥的研究结果相近[21].常规A2/O工艺活性污泥菌胶团比较致密,含有大量的丝状细菌和部分念珠状细菌(图 5),而倒置 A2/O工艺活性污泥则较为疏松,丝状细菌含量较少,且未发现念珠状细菌(图6).丝状细菌能显著影响絮状活性污泥的沉降性(污泥膨胀)或引起生物量变化和泡沫形成(污泥发泡),严重时可能导致活性污泥运行的瘫痪[22].可见,与常规 A2/O工艺相比,倒置A2/O工艺能够避免污泥膨胀等异常问题,更有助于维持活性污泥的处理效率.

图5 常规A2/O工艺曝气池末端活性污泥扫描电镜图Fig.5 Scanning electron micrograph of activated sludge in A2/O procedureA:丝状细菌; B:球状菌; C:杆状菌; D:念珠状菌; 4:菌胶团

图6 倒置A2/O工艺曝气池末端活性污泥扫描电镜图Fig.6 Scanning electron micrograph of activated sludge in reversed A2/O procedureA:丝状细菌; B:球状菌; C:杆状菌; 4:菌胶团

2.5 微生物的分离与鉴定

图7 34株纯化菌的ARDRA结果分析Fig.7 ARDRA analysis of 34bacterial isolatesC1～C19:常规工艺中分离的菌株;D1-D15:倒置工艺中分离的菌株

采用培养方法从活性污泥样品中共分离得到34株菌,聚类进化树结果显示它们属于11种菌株(图7).BIOLOG分析将其中3株鉴定到了属,另外8株则准确鉴定到了种.16S rDNA同源性比对结果显示这些菌种可分为 5大类:α-变形杆菌纲(Alphaproteobacteria)、β-变形杆菌纲(Betaproteobacteria)、γ-变形杆菌纲(Gammaproteobacteria)、放线菌纲(Actinobacteria)、芽孢杆菌纲(Bacillibacteria),其中优势菌为 β-变形菌纲、γ-变形菌纲和放线菌纲(表2),这与PCR-DGGE技术鉴定得到的优势菌种相类似.然而,PCR-DGGE检测到的红环菌在纯培养研究中并未分离到,而 PCRDGGE技术未检测到的不动杆菌却获得了纯培养.对比2种工艺发现,γ-变形菌纲中的希瓦氏菌属(Shewanella algae sp.)、克雷伯氏菌属(Klebsiella sp.)和类球红细菌(Rhodobacter sphaeroides)只在倒置工艺中分离得到,而放线菌纲的滕黄微球菌(Micrococcus luteus)只在常规工艺中分离到.Fuhs等[23]发现,高效除磷的活性污泥中可培养的细菌主要是 γ-亚纲变形菌的不动杆菌;Suresh等[24]发现,假单胞菌和克雷伯氏菌具有很强的除磷能力.此外, Liu等[25]与 Gieseke等[26]在具有较高除磷能力的活性污泥中都检测到了倒置 A2/O工艺特有的这 3种微生物大量存在.因此,推测以上菌株的差异也可能是造成两工艺脱氮除磷差异的原因.

表2 BIOLOG与16S rDNA同源性鉴定结果Table 2 Bacterial strains identification by BIOLOG technique and 16S rDNA gene analysis

3 结论

3.1 利用PCR-DGGE技术检测了常规A2/O和倒置 A2/O工艺活性污泥中的微生物群落结构,发现亚硝化螺旋菌、红环菌和4种不可培养的拟杆菌在倒置A2/O工艺活性污泥中大量存在,但在常规工艺中含量较少.推测这些特殊菌种的存在可能是造成倒置A2/O工艺具有较高脱氮除磷效果的主要原因.

3.2 常规 A2/O工艺活性污泥菌胶团比较致密,含有大量的丝状细菌、杆状菌和球状菌,同时还有部分念珠状细菌,而倒置A2/O工艺活性污泥菌胶团比较疏松,丝状细菌相对较少,且不存在念珠状细菌.γ-变形菌纲中的希瓦氏菌属、克雷伯氏菌属和类球红细菌只在倒置工艺中分离到,这也可能是造成两种工艺脱氮除磷效果差异的原因.

3.3 PCR-DGGE技术与纯培养方法均发现两种工艺活性污泥中的优势菌群均包括 β-变形菌与 γ-变形菌.此外,PCR-DGGE技术检测到的红环菌在纯培养研究中未分离到,而 PCR-DGGE技术未检测到的不动杆菌却获得了纯培养,表明两种方法相结合可以取得更加高效准确的鉴定结果.

[1] Liu C X, Zhang Y, Yang M, et al. Analysis of bacterial community structures in two sewage treatment plants with different sludge properties and treatment performance by nested PCR-DGGE method [J]. Journal of Environmental Sciences, 2007,19(1):60—66.

[2] 朱海霞,陈林海,张大伟,等.活性污泥微生物菌群研究方法进展[J]. 生态学报, 2007,27(1):314—322.

[3] 王振江,武鹏崐,毕学军.倒置A2/O生物脱氮除磷工艺的生产性试验 [J]. 中国给水排水, 2006,22(19):36—38.

[4] 张 波,高迁耀.倒置A2/O工艺的原理与特点研究 [J]. 中国给水排水, 2000,16(7):11—15.

[5] 李亚静,孙力平.常规A2/O工艺和倒置A2/O工艺处理城市污水比较研究 [J]. 环境工程, 2015,33:967—970.

[6] Zhou J, Bruns M A, Tiedje J M. DNA recovery from soils of diverse composition [J]. Applied and environmental microbiology, 1996,62(2):316—322.

[7] Bosshard P P, Santini Y, Grüter D, et al. Bacterial diversity and

community composition in the chemocline of the meromicticalpine Lake Cadagno as revealed by 16S rDNA analysis [J]. FEMS Microbiology Ecology, 2000,31(2):173—182.

[8] 杨 倩,蒋阳月,王小军,等.不同区域污水处理厂活性污泥中微生物菌落结构分析 [J]. 化工进展, 2014,33(12):3329—3336.

[9] 葛 峰,郭 坤,周广灿,等.南京市 4个污水处理厂的活性污泥中细菌的分离鉴定和抗生素耐药性分析 [J]. 环境科学, 2012,33(5):1646—1651.

[10] Bourrain M, Achouak W, Urbain V, et al. DNA extraction from activated sludges [J]. Current microbiology, 1999,38(6):315—319.

[11] Dar S A, Kuenen J G, Muyzer G. Nested PCR-denaturing gradient gel electrophoresis approach to determine the diversity of sulfate-reducing bacteria in complex microbial communities [J]. Applied and environmental microbiology, 2005,71(5):2325—2330.

[12] Chen Y, Ren C G, Yang B, et al. Priming effects of the endophytic fungus Phomopsis liquidambari on soil mineral N transformations [J]. Microbial ecology, 2013,65(1):161-170.

[13] 刘新春,吴成强,张 昱,等. PCR-DGGE法用于活性污泥系统中微生物群落结构变化的解析 [J]. 生态学报, 2005,25(4): 842—847.

[14] 王海燕,周岳溪,蒋进元.强化生物除磷系统的微生物种群及其表征技术 [J]. 微生物学通报, 2005,32(1):118—122.

[15] Buchan L. Possible biological mechanism of phosphorus removal [J]. Water Science and Technology, 1983,15(3/4):87—103.

[16] Laanbroek H J, Gerards S. Competition for limiting amounts of oxygen between Nitrosomonas europaea and Nitrobacter winogradskyi grown in mixed continuous cultures [J]. Archives of Microbiology, 1993,159(5):453—459.

[17] 刘惠军,杨凤林,张捍民,等.炭膜曝气生物膜反应器硝化作用及其微生物群落结构分析 [J]. 环境科学, 2007,28(9):2123—2128.

[18] Hesselmann R P X, Werlen C, Hahn D, et al. Enrichment, phylogenetic analysis and detection of a bacterium that performs enhanced biological phosphate removal in activated sludge [J]. Systematic and Applied Microbiology, 1999,22(3):454—465.

[19] Bond P L, Keller J, Blackall L L. Characterisation of enhanced biological phosphorus removal activated sludges with dissimilar phosphorus removal performances [J]. Water Science and Technology, 1998,37(4):567—571.

[20] Zilles J L, Hung C H, Noguera D R. Presence of Rhodocyclus in a full-scale wastewater treatment plant and their participation in enhanced biological phosphorus removal [J]. Water Science and Technology, 2002,46(1/2):123—128.

[21] Van Houten R, Evenblij H, Keijmel M. Membrane bioreactors hit the big time: ten years of research in The Netherlands [J]. H2O MBR Special, 2001:26—31.

[22] Guo F, Zhang T. Profiling bulking and foaming bacteria in activated sludge by high throughput sequencing [J]. Water research, 2012,46(8):2772—2782.

[23] Fuhs G W, Chen M. Microbiological basis of phosphate removal in the activated sludge process for the treatment of wastewater [J]. Microbial Ecology, 1975,2(2):119—138.

[24] Suresh N, Warburg R, Timmerman M, et al. New strategies for the isolation of microorganisms responsible for phosphate accumulation [J]. Water science and technology, 1985,17(11/12): 99—111.

[25] Liu P, Liu K, He J. A novel analysis to the ridged cylinder TEM transmission line [J]. International journal of infrared and millimeter waves, 1995,16(6):1083—1090.

[26] Gieseke A, Arnz P, Amann R, et al. Simultaneous P and N removal in a sequencing batch biofilm reactor: insights from reactor-and microscale investigations [J]. Water Research, 2002, 36(2):501—509.

Microbial diversity in activated sludges of conventional and reversed A2/O processes.

LI Peng1,2, BI Xue-jun3, WANG Jun2, RU Shao-guo2*(1.Shandong Academy of Environmental Science, Jinan 250013, China；2.Marine Life Science College, Ocean University of China, Qingdao 266003, China；3.School of Environmental and Municipal Engineering, Qingdao Technological University, Qingdao 266033, China). China Environmental Science, 2017,37(3)：1137～1145

To explore the reason why removal efficiency of nitrogen and phosphorus in reversed anoxic-anaerobic-oxic (A2/O) process is higher than that in conventional A2/O process, bacterial community compositions of activated sludges from the two procedures were investigated by PCR-DGGE (polymerase chain reaction-denaturing gradient gel electrophoresis) technique and cultivation method. Betaproteobacteria and Gammaproteobacteria were detected as dominant bacteria in activated sludge from both processes. In the activated sludge of the reversed A2/O process, a large amount of Nitrosospira sp., Rhodocyclus sp., and four uncultured bacteroidetes bacterium were detected by PCR-DGGE technique, while less of these bacteria were found in the conventional A2/O process. Shewanella algae sp., Klebsiella sp., and Rhodobacter sphaeroides of Gammaproteobacteria were separated from the activated sludge of reversed A2/O process by cultivation method, while they were absent from the conventional A2/O process. The diversity of these above-mentioned bacteria species could account for the higher removal efficiency of nitrogen and phosphorus in the reversed A2/O process. Additionally, scanning electron microscopy showed that the activated sludge of reversed A2/O process was relatively loose, with less Filamentous bacteria and no Nostoc.

activated sludge；microbial community structure；PCR-DGGE；reversed A2/O process

X172

A

1000-6923(2017)03-1137-09

李 鹏(1981-),男,山东兖州人,高级工程师,硕士,主要从事污水处理活性污泥微生物等方面研究.发表论文10余篇.

2016–07–22

山东省自然科学基金重点项目(ZR2014DZ001); 高等学校博士学科点专项科研基金资助课题(20120132110011)

* 责任作者, 教授, rusg@ouc.edu.cn