APP下载

BTEX对动物发育的影响

2017-03-09高娟妹阮杭泽祁羡杰郑晶娜沈万华

关键词:乙苯二甲苯斑马鱼

高娟妹,阮杭泽,祁羡杰,郑晶娜,郭 霞,沈万华

(杭州师范大学生命与环境科学学院,浙江省器官发育与再生技术研究重点实验室,浙江 杭州 310036)

BTEX对动物发育的影响

高娟妹,阮杭泽,祁羡杰,郑晶娜,郭 霞,沈万华

(杭州师范大学生命与环境科学学院,浙江省器官发育与再生技术研究重点实验室,浙江 杭州 310036)

BTEX是苯、甲苯、乙苯和三种二甲基苯异构体的合称.BTEX不仅对环境造成污染,而且对中枢神经系统发育和功能有一定的毒副作用.本文主要从BTEX的研究背景以及其对动物神经发育的影响进行阐述;围绕模式动物小鼠、斑马鱼以及非洲爪蟾展开介绍,综述BTEX处理对这些模式动物的神经发育以及形态和行为的作用,探讨BTEX神经毒性作用的内在机制,为相关疾病的预防和机制研究提供参考.

BTEX;模式生物;神经毒性;形态学;行为学

1 BTEX及常用的模式生物

苯、甲苯、乙苯和邻、间、对二甲苯统称为BTEX化合物,是芳烃家族的重要组成部分.BTEX为挥发性有机溶剂,不溶于水,已经成为工业生产、组织化学和生化反应等不可缺少的一类溶剂,大量用于医药、香料、油墨等的生产原料[1-3].BTEX的大量使用,对全球的环境问题造成了严重的威胁,在化工石油、焦化油以及工业废水中,经常发现BTEX化合物的存在.研究表明,BTEX影响人类健康,长期暴露在炼油厂、加油站等污染环境中可能会引发眼睛发炎、头痛、哮喘等症状,严重的会造成白血病和多发性骨髓瘤等疾病[4-6].BTEX化合物会影响水生生物的生长发育,是环境保护机构用作检测污染程度的优先指标之一[7],也用于研究生物降解和修复能力的研究[3,8].

在BTEX中,二甲苯的应用最为广泛.中国已成为世界最大的二甲苯生产和消费国,产量占全球20%左右,消费量占全球30%左右,对全球二甲苯生产及其下游产业链的发展具有举足轻重的影响[9].行为学和电生理实验表明,耳毒性会导致不可逆的听力受损[10-12].人类或动物长期暴露在二甲苯和乙苯的混合物中会导致听力和神经系统受损[13-15],接触乙苯或二甲苯的老鼠易产生耳毒性,影响神经系统和呼吸系统功能[16].吸入高浓度挥发性苯类物质会导致长期昏迷或急性死亡[17-18].

在对BTEX毒性研究中应用较为广泛的模式动物是小鼠、斑马鱼和非洲爪蟾.小鼠是和人类亲缘关系比较接近的哺乳动物,其基因组与人类很相似[19],是生物医学中广泛使用的模式生物.斑马鱼是研究脊椎动物器官发育和人类疾病的重要遗传学模式动物之一[20],其显著优势在于体外受精且胚胎透明,可在体视解剖镜下观察,成熟周期短,便于大量繁殖[21].非洲爪蟾在胚胎发育毒性研究中具有代表性,遗传背景清楚,且易于操作,世代周期短,便于饲养和繁殖.其蝌蚪和成体均生活在水中,容易吸收水体中外源性激素或其他化合物[22-23].在生命科学研究中利用模式生物建立动物模型,对揭密生命现象本质,探索疾病产生机制和治疗方案,以及开展功能基因组研究都具有非常重要的意义.

2 使用模式动物研究BTEX对神经系统的毒性

中枢和周围神经系统受到毒性物质侵袭会造成神经系统短暂可逆或长期不可逆的损害,最终导致癫痫、认知功能障碍和心脑血管疾病.神经毒理学研究方法通常是通过建立动物模型来观察和检测多项毒性指标,比如生化指标、组织病理结果和临床症状等,这些指标在灵敏度和特异性方面存在许多局限性.结合神经行为学和电生理等现代生物技术,可以深入研究神经毒副作用机制与功能影响[24]:具有神经发育毒性的化学污染物可通过影响神经递质传递和钙平衡等多种途径,引起神经系统结构和功能的损伤[25],比如甲基汞、多氯联苯和某些重金属等[26].

目前,在苯及其同系物对神经发育毒性的研究中,使用最多的模式动物是小鼠.因为小鼠的发育过程以及神经系统结构和功能与人类接近,神经发育毒性的研究和人类更有可比性.近年来,斑马鱼和非洲爪蟾胚胎作为研究神经发育[27-31]和毒理学研究的模型受到了广泛应用[32].有大量研究表明,多氯联苯等化学污染物对非洲爪蟾的早期神经发育具有明显的抑制作用,但这些有毒性化合物对非洲爪蟾潜在的毒性作用机制尚不清楚[16].通过检测蝌蚪神经元形态和行为学指标,研究化合物对神经毒性的作用机制,有非常广泛的应用前景.

3 BTEX对神经发育毒性的影响

3.1 胚胎毒性

有研究表明,BTEX对动物会产生致畸致死作用.通过形态和毒理学研究,可以直观观察BTEX对动物产生的毒性效应.在对斑马鱼胚胎发育毒性研究中发现,由于甲苯在水溶液中的分散性较低,甲苯较少进入胚胎或幼鱼体内,产生的毒性较低,而若有助溶剂DMSO存在,则可促进斑马鱼胚胎及幼鱼对甲苯的吸收,最终产生非常明显的毒性效应.甲苯复合物可显著抑制斑马鱼胚胎的正常发育,造成胚胎发育迟缓及畸变率、死亡率增加,可明显观察到心包肿胀、卵黄水肿和尾巴弯曲[33].

非洲爪蟾和斑马鱼胚胎在麝香二甲苯溶液(400 mg/L)中处理11 d会降低20%的生存率,同时会对胚胎发育产生明显的抑制作用[34],主要表现为胚胎重量减轻、黑色素细胞发育不全、孵化延迟和体长缩短.研究还发现,斑马鱼胚胎的苯吸收率显著高于非洲爪蟾,这可能与溶液在胚胎体内的扩散效率有关.苯的同系物对胚胎产生的毒性作用也有差别,甲苯、乙苯或二甲苯处理胚胎96 h,LC50分别为77.5、31.0和34.8 mg/L,说明乙苯对斑马鱼的毒性最大,其次是二甲苯,最后是甲苯[35].各溶剂毒性效应与BTEX的溶液浓度成正比,且在死亡鱼体腮部有明显充血现象[35].在哺乳动物的研究中发现,当小鼠暴露在浓度为1000~2000 ppm的BTEX中,会导致小鼠胚胎重量减轻,对小鼠生长发育产生致畸作用[36].

3.2 行为学

动物暴露在有毒化合物中,容易对神经系统的神经递质合成,突触传递和突触连接造成损害,影响神经系统的正常功能.神经毒性评价不仅可以通过生化和分子生物学技术来检测,而且还可以通过相对简单的行为学测试,从而研究有毒化合物引起的神经发育功能性障碍.从这个行为学层次来讲,几种模式动物的行为学研究各有优劣.

3.2.1 斑马鱼 通过斑马鱼的行为来测试神经发育毒性的应用较为广泛.斑马鱼作为研究神经发育毒性的模式动物具有很大优势:体型小,早期外表形态便于观察,神经元也易于标记和长时程追踪.通过观察斑马鱼运动轨迹的变化来分析运动神经元以及相关组织器官损伤情况.早期主要表现为逃避反应,可用于筛选产生神经毒性的药物或化合物[37],为进一步研究神经发育毒性的作用机制提供线索.目前已有研究表明,斑马鱼暴露在高浓度BTEX下,会因失去平衡能力而改变游动轨迹,从而在行为上出现剧烈无序、抽搐以及快速游动等反常现象.

3.2.2 小鼠 利用小鼠行为学检测学习和记忆行为表现,主要包括两个方面:一是主动回避反应,如水迷宫;二是被动回避反应,如避暗法[38].利用小鼠进行Morris水迷宫实验发现,小鼠逃避潜伏期随着苯浓度和实验天数增加而延长,同时,小鼠在目标区域内的游泳时间明显减少[39].小鼠主要表现是对目标的无效搜索,而苯的吸入使小鼠空间学习记忆能力受损,主动回避能力减弱,对小鼠神经功能造成损伤,并产生了严重的神经毒性作用[40].BTEX对小鼠的影响还主要表现在生殖毒性、血液系统毒性、骨髓细胞毒性、以及呼吸系统功能性障碍,其中邻、间二甲苯对小鼠呼吸道的损伤比对二甲苯更为严重[41].

3.2.3 非洲爪蟾 关于二甲苯、乙苯等有机化合物对非洲爪蟾行为学上的研究涉及较少,但在功能研究上,在非洲爪蟾卵母细胞中利用膜片钳技术发现,一定浓度的二甲苯和乙苯能选择性地抑制乙酰胆碱诱发的离子电流,因此,乙酰胆碱受体的抑制是耳毒性产生过程中的重要指标之一[16].苯、乙苯和二甲苯也会影响NMDA受体的功能[42].NMDA受体是一种兴奋性谷氨酸受体,这些挥发性有机溶剂可以抑制爪蟾卵母细胞上表达的NR1/2B受体,并且该抑制效应是快速、可逆转的,具有浓度依赖性.在这些研究的基础上,可以继续深入研究BTEX对非洲爪蟾行为学的影响,利用爪蟾作为模式生物的优势,揭示BTEX的神经发育毒性和作用机制.

4 研究展望

用神经毒性,行为学和电生理相结合的方法检测化合物的毒副作用已经成为生物安全评估的重要手段.BTEX对小鼠、斑马鱼及非洲爪蟾的致畸致死作用和神经毒性作用已经明确,但对神经系统功能影响及内在机制作用有待进一步研究,这将会促进人们对这类化合物安全的新认识,并采取新的手段预防或治疗因此而造成的伤害.除了BTEX工业产品对人类的影响之外,一些BTEX成品的使用也可能影响人们的健康.因此,必须加强对BTEX使用的安全评估和监管,才能够更好地减少BTEX对环境和公众健康的影响.

[1] KERBACHI R, BOUGHEDAOUI M, BOUNOUA L, et al. Ambient air pollution by aromatic hydrocarbons in Algiers[J]. Atmospheric Environment, 2006, 40(21): 3995-4003.

[2] LITTLEJOHNS J V , DAUGULIS A J. Kinetics and interactions of BTEX compounds during degradation by a bacterial consortium[J]. Process Biochemistry, 2008, 43(10): 1068-1076.

[3] KIM J M, LE N T, CHUNG B S, et al. Influence of soil components on the biodegradation of benzene, toluene, ethylbenzene, and o-, m-, and p-xylenes by the newly isolated bacterium Pseudoxanthomonas spadix BD-a59[J]. Appl Environ Microbiol, 2008, 74(23): 7313-7320.

[4] DING L, CUPPLES A M. The effect of the potential fuel additive isobutanol on benzene, toluene, ethylbenzene, and p-xylene degradation in aerobic soil microcosms[J]. Environ Technol, 2015, 36(2): 237-244.

[5] RAMIREZ N, CUADRAS A, ROVIRA E, et al. Chronic risk assessment of exposure to volatile organic compounds in the atmosphere near the largest Mediterranean industrial site[J]. Environ Int, 2012, 39(1): 200-209.

[6] MCKENZIE L M, WITTER R Z, NEWMAN L S, et al. Human health risk assessment of air emissions from development of unconventional natural gas resources[J]. Sci Total Environ, 2012, 424(4): 79-87.

[7] JIANG B, ZHOU Z, DONG Y, et al. Biodegradation of benzene, toluene, ethylbenzene, and o-, m-, and p-xylenes by the newly isolated bacterium comamonas sp. JB[J]. Appl Biochem Biotechnol, 2015, 176(6): 1700-1708.

[8] DEAN B J. Recent findings on the genetic toxicology of benzene, toluene, xylenes and phenols[J]. Mutat Res, 1985, 154(3): 153-181.

[9] 郭琛. 我国对二甲苯的发展前景及建议[J]. 当代石油石化, 2010, 186(6): 32-41.

[10] GAGNAIRE F, LANGLAIS C, GROSSMANN S, et al. Ototoxicity in rats exposed to ethylbenzene and to two technical xylene vapours for 13 weeks[J]. Arch Toxicol, 2007, 81(2): 127-143.

[11] GAGNAIRE F, MARIGNAC B, BLACHERE V, et al. The role of toxicokinetics in xylene-induced ototoxicity in the rat and guinea pig[J]. Toxicology, 2007, 231(2/3): 147-158.

[12] MAGUIN K, LATAYE R, CAMPO P, et al. Ototoxicity of the three xylene isomers in the rat[J]. Neurotoxicol Teratol, 2006, 28(6): 648-656.

[13] SLIWINSKA-KOWALSKA M, PRASHER D, RODRIGUES CA, et al. Ototoxicity of organic solvents - from scientific evidence to health policy[J]. Int J Occup Med Environ Health, 2007, 20(2): 215-222.

[14] GAGNAIRE F, MARIGNAC B, LANGLAIS C, et al. Ototoxicity in rats exposed to ortho-, meta- and para-xylene vapours for 13 weeks[J]. Pharmacol Toxicol, 2001, 89(1): 6-14.

[15] CHAMBERS D M, MCELPRANG D O, WATERHOUSE M G, et al. An improved approach for accurate quantitation of benzene, toluene, ethylbenzene, xylene, and styrene in blood[J]. Anal Chem, 2006, 78(15): 5375-5383.

[16] VAN KLEEF R G D M, VIJVERBERG H P M, WESTERINK R H S. Selective inhibition of human heteromeric alpha9alpha10 nicotinic acetylcholine receptors at a low agonist concentration by low concentrations of ototoxic organic solvents[J]. Toxicol in Vitro,2008, 22(6): 1568-1572.

[17] PFEIFFER H, AL KHADDAM M, BRINKMANN B, et al. Sudden death after isobutane sniffing: a report of two forensic cases[J]. International Journal of Legal Medicine, 2006, 120(3): 168-173.

[18] BOWEN S E, DANIEL J, BALSTER R L. Deaths associated with inhalant abuse in Virginia from 1987 to 1996[J]. Drug Alcohol Depend, 1999, 53(3): 239-245.

[19] GRAHAM B, BATTEY J , JORDAN E. Report of second follow-up workshop on priority setting for mouse genomics[J]. Mamm Genome, 2001, 12(1): 1-2.

[20] THISSE C , ZON L I. Organogenesis——heart and blood formation from the zebrafish point of view[J]. Science, 2002, 295(5554): 457-462.

[21] GERING M,PATIENT R. Hedgehog signaling is required for adult blood stem cell formation in zebrafish embryos[J]. Developmental Cell, 2005, 8(3): 389-400.

[22] BECK C W, SLACK J M. An amphibian with ambition: a new role for Xenopus in the 21st century[J]. Genome Biol, 2001, 2(10): 1-5.

[23] 阮杭泽, 郭霞, 祁羡杰, 等. 组蛋白去乙酰化酶在突触可塑性及神经退行性疾病中的作用[J]. 生命科学, 2015, 27(4): 462-470.

[24] COSTA L G. Biomarker research in neurotoxicology: the role of mechanistic studies to bridge the gap between the laboratory and epidemiological investigations[J]. Environ Health Perspect, 1996, 104 (S1): 55-67.

[25] LEMOS N B, ANGELI J K, FARIA T D O, et al. Low mercury concentration produces vasoconstriction, decreases nitric oxide bioavailability and increases oxidative stress in rat conductance artery[J]. PLoS ONE, 2012, 7(11): e49005.

[26] RICE D C. Overview of modifiers of methylmercury neurotoxicity: chemicals, nutrients, and the social environment[J]. Neurotoxicology, 2008, 29(5): 761-766.

[27] DICHMANN D S, HARLAND R M. Nkx6 genes pattern the frog neural plate and Nkx6.1 is necessary for motoneuron axon projection[J]. Dev Biol, 2011, 349(2): 378-386.

[28] SHEN W, MCKEOWN C R, DEMAS J A, et al. Inhibition to excitation ratio regulates visual system responses and behavior in vivo[J]. J Neurophysiol, 2011, 106(5): 2285-2302.

[29] SHEN W, LIU H H, SCHIAPPARELLI L, et al. Acute synthesis of CPEB is required for plasticity of visual avoidance behavior in Xenopus[J]. Cell Rep, 2014, 6(4): 737-747.

[30] GUO X, RUAN H, LI X, et al. Subcellular localization of class I histone deacetylases in the developing xenopus tectum[J]. Front Cell Neurosci, 2015, 9: 510.

[31] TAO Y, RUAN H, GUO X, et al. HDAC1 regulates the proliferation of radial glial cells in the developing Xenopus tectum[J]. PLoS ONE, 2015, 10(3): e0120118.

[32] MUTH-KOHNE E, WICHMANN A, DELOV V, et al. The classification of motor neuron defects in the zebrafish embryo toxicity test (ZFET) as an animal alternative approach to assess developmental neurotoxicity[J]. Neurotoxicol Teratol, 2012, 34(4): 413-424.

[33] 李佳,周珍,胡芹,等. 助溶剂甲苯和二甲基亚砜对斑马鱼胚胎发育的复合毒性效应[J]. 环境化学, 2008, 28(6): 833-837.

[34] CHOU Y J ,DIETRICH D R. Toxicity of nitromusks in early lifestages of South African clawed frog (Xenopus laevis) and zebrafish (Danio rerio)[J]. Toxicol Lett, 1999, 111(1-2): 17-25.

[35] 范亚维,周启星. 水体甲苯、乙苯和二甲苯对斑马鱼的毒性效应[J]. 生态毒理学报, 2009, 4(1): 136-141.

[36] SAILLENFAIT A M, GALLISSOT F, MOREL G, et al. Developmental toxicities of ethylbenzene, ortho-, meta-, para-xylene and technical xylene in rats following inhalation exposure[J]. Food Chem Toxicol, 2003, 41(3): 415-29.

[37] PAMG C, ANDERSON N, TON C, et al. Zebrafish apoptosis assays for drug discovery[J]. Methods Cell Biol, 2004, 76(76): 75-85.

[38] D'HOOGE R , DE DEYN P P. Applications of the Morris water maze in the study of learning and memory[J]. Brain Res Brain Res Rev, 2001, 36(1): 60-90.

[39] PITTEN F A, KRAMER A, HERRMANN K, et al. Formaldehyde neurotoxicity in animal experiments[J]. Pathol Res Pract, 2000, 196(3): 193-198.

[40] USANMAZ S E, AKARSU E S,VURAL N. Neurotoxic effects of acute and subacute formaldehyde exposures in mice[J]. Environ Toxicol Pharmacol, 2002, 11(2): 93-100.

[41] KORSAK Z, SOKAL J A, WASIELA T, et al. Toxic effects of acute exposure to particular xylene isomers in animals[J]. Pol J Occup Med, 1990, 3(2): 221-226.

[42] CRUZ S L, BALSTER R L ,WOODWARD J J . Effects of volatile solvents on recombinant N-methyl-D-aspartate receptors expressed in Xenopus oocytes[J]. Br J Pharmacol, 2000, 131(7): 1303-1308.

TheImpactsofBTEXonAnimalsGrowth

GAO Juanmei, RUAN Hangze, QI Xianjie, ZHENG Jingna, GUO Xia, SHEN Wanhua

(College of Life and Environmental Sciences, Hangzhou Normal University, Hangzhou 310036, China)

BTEX, which is benzene, toluene, ethylbenzene, and xylenes,not only causes environment pollutions, but also results in the neurotoxicity to the central nervous system. Here, the paper describes the recent research advances about BTEX and the effects of BTEX on animals' neurodevelopment.It also reviews the effects of BTEX on the neurotoxicity, morphology and behaviors using popular animal models such as mouse, zebrafish and xenopus, and discusses the internal mechanism of BTEX neurotoxicity. This review provides the references for the relevant disease prevention and mechanism researches.

BTEX;model organisms;neurotoxicity;morphology;behavior

2016-04-26

国家自然科学基金项目(NSFC 31271176);国家大学生创新创业训练项目(201510346016);浙江省大学生科技创新活动暨新苗人才计划项目(2017R423063);杭州市“131”中青年人才项目.

沈万华(1975—),男,教授,博士,主要从事神经环路结构和可塑性研究.E-mail: shen@hznu.edu.cn

10.3969/j.issn.1674-232X.2017.05.013

Q89

A

1674-232X(2017)05-0522-05

猜你喜欢

乙苯二甲苯斑马鱼
苯乙烯装置恒沸热回收与常规蒸发技术结合新应用
小斑马鱼历险记
芳烃抽提二甲苯白土塔活化流程改进技术分析
均三乙苯的合成研究
300kt/a干气制乙苯装置运行分析及优化
瓜蒌不同部位对斑马鱼促血管生成及心脏保护作用
经溶剂回收仪再生的二甲苯在快速冷冻病理中的染色效果研究
硬脂酸替代二甲苯透明应注意的常见问题分析
油红O染色在斑马鱼体内脂质染色中的应用
几种石油烃对斑马鱼的急性毒性效应研究