成体干细胞作为药物载体治疗胶质瘤的作用途径研究进展
2017-01-06刘晓智姜忠敏
刘晓智,姜忠敏
(天津市第五中心医院,天津300450)
·综述·
成体干细胞作为药物载体治疗胶质瘤的作用途径研究进展
刘晓智,姜忠敏
(天津市第五中心医院,天津300450)
成体干细胞主要包括骨髓间充质干细胞、脂肪间充质干细胞及神经干细胞等。这些成体干细胞具有靶向跟踪胶质瘤生长的生物学特征。研究者借助成体干细胞的这一特性,利用转基因技术使其稳定表达抑癌基因或特定肿瘤抑制因子,靶向追踪远位侵袭的胶质瘤细胞,进而发挥治疗作用。成体干细胞作为药物载体治疗胶质瘤主要是通过分泌免疫因子及细胞毒性物质、诱导细胞凋亡、转染微小RNA分子、条件培养液等途径发挥作用。
干细胞;成体干细胞;胶质瘤;药物载体;免疫因子;细胞毒性药物;细胞凋亡;微小RNA;细胞条件培养液
浸润和侵袭是低级别胶质瘤的重要生物学特征,也是胶质瘤术后复发的主要原因[1]。新近研究[2]发现,来源于成年人体内的干细胞,除了具有修复损伤的功能,还能通过特定的受体和配体识别机制,靶向跟踪肿瘤细胞。研究者利用基因转染技术将一些具有肿瘤杀伤或肿瘤生长抑制作用的基因转染进入这些成体干细胞,借助其靶向跟踪胶质瘤细胞的特征对浸润和侵袭的胶质瘤细胞进行治疗性试验研究,并取得了一系列研究成果。其中对成体干细胞作为药物载体治疗胶质瘤的主要作用途径研究成果较多,现将相关研究进展情况综述如下。
1 成体干细胞的生物学特征和应用优势
成体干细胞是指存在于成年个体组织中、保留有增殖和分化潜能的一类干细胞。目前在人体内发现的成体干细胞主要有骨髓间充质干细胞(BMSCs)、脂肪间充质干细胞、脐血间充质干细胞、神经干细胞(NSC)、表皮干细胞、牙髓干细胞等[3]。这些细胞主要来源于个体发育早期的中胚层和外胚层,在特定诱导条件下,可分化为血细胞、皮肤细胞及神经、肌肉、肌腱、韧带、脂肪、骨、软骨等多种组织细胞,可作为理想的种子细胞用于修复衰老和病变引起的组织器官损伤[4]。在机体正常的情况下这些细胞处于休眠状态,当机体受到外伤或微生物侵袭而发生损伤性病变时,会诱导激活这些休眠干细胞向损伤区域迁移,并向机体所需的特定的组织细胞进行分化,最终发挥细胞代偿或损伤修复作用[5]。
与其他种类的干细胞相比,成体干细胞主要具有如下应用优势[6]:①无免疫原性。成体干细胞直接获取于成年个体组织,移植后不存在免疫排斥反应。②无伦理学应用限制。与细胞分化潜能更全面的胚胎干细胞相比,成体干细胞的应用不受伦理学限制。③定向诱导分化能力强。胚胎干细胞虽然具有更强的多组织分化潜能,但这种特性是一把双刃剑,研究者较难控制其分化方向和程度。成体干细胞则更易于向其组织来源的细胞方向分化,如神经干细胞更易于向神经细胞分化,而牙髓间充质干细胞更易于向牙组织分化。
2 成体干细胞的肿瘤趋向性特征及机制
当机体受到外伤或微生物侵袭致细胞损伤,或衰老细胞死亡后,机体常常会激活处于静息状态的成体干细胞重新进入细胞周期,并定向分化成机体所需的细胞类型,发挥功能代偿或组织修复功能。在此过程中,成体干细胞首先会向损伤组织定向迁移,这种现象被称为“归巢”。“归巢”即指内源性或外源性干细胞在多种因素刺激下,向组织再生部位发生定向迁移并定植、分化和融合的过程[7]。
肿瘤作为一种特殊的内生物,与外伤或微生物所致损伤相比,还有其特殊性,如肿瘤自身能够逃避机体免疫、形成新的血管再生小生境等。这些特征使得由其介导的干细胞“归巢”也具有一定的特殊性。一般认为成体干细胞向肿瘤细胞迁移主要经过如下途径[8]:①配体-受体轴途径。其中基质衍生因子(SDF-1)-细胞趋化因子受体4(CXCR4)轴是研究最为广泛、认识相对全面的配体-受体轴之一。多种肿瘤细胞高表达SDF-1,这些蛋白能够远位扩散进入周围小生境,成体干细胞通过感知微环境中的SDF-1,自身合成与其相对应的CXCR4,进而通过这种准确对应的配体-受体轴介导干细胞向肿瘤细胞定向迁移。②基质金属蛋白酶(MMPs)途径。MMPs的最重要作用即降解细胞周围基质,为细胞迁移创造条件。具有迁移特征的成体干细胞在一定程度上表达MMPs。③血管运输转运途径。成体干细胞沿血管转运迁移时类似于白细胞,主要通过内皮黏附机制沿血管进行迁移。此外,Gao等[9]报道,以p27基因修饰的间充质干细胞向体内外胶质瘤细胞迁移的能力显著增强。Roger等[10]报道,两种类型的纳米颗粒——聚乳酸纳米颗粒和脂质纳米胶囊可以有效地内化为BMSCs的一部分,对BMSCs的存活和分化没有任何影响,这表明BMSCs可以作为纳米粒子的细胞载体在脑胶质瘤治疗过程中发挥药物投递作用。
3 成体干细胞作为药物载体在胶质瘤治疗中的作用途径
3.1 通过分泌免疫因子途径发挥作用 Ströjby等[11]借助基因转染技术使BMSCs稳定表达干扰素(IFN)γ,然后将其移植于胶质瘤瘤体内,结果发现BMSCs通过在肿瘤局部分泌IFNγ有效上调了组织相容性复合体(MHC)-Ⅰ和MHC-Ⅱ的表达,同时产生了低量的免疫抑制分子前列腺素E2和白细胞介素10,加强了胶质瘤内的CD8+T细胞反应,使其对鼠胶质瘤的治愈率达54%,远高于单纯应用IFNγ获得的21%的治愈率。Ryu等[12]以脐带血间充质干细胞作为白介素12的载体治疗胶质瘤,结果发现颅内移植的胶质瘤的生长被有效抑制。
另一种IFN亚型IFNβ能够显著增加替莫唑胺对胶质瘤的杀伤作用。Park等[13]利用该特点,通过腺病毒载体建立了能够稳定分泌IFNβ的人MSCs,将其与替莫唑胺联合应用,体外试验结果显示这种联合应用方案对GL26胶质瘤细胞的抗肿瘤效应显著增强;体内试验结果显示这种联合应用方案则能够明显缩小肿瘤体积,提高实验动物的生存率。
3.2 通过细胞毒性药物途径发挥作用 Tang等[14]将肿瘤坏死因子相关凋亡诱导配体(TRAIL)基因转染BMSCs,然后与胶质瘤细胞株C6共培养,发现其能够有效抑制C6细胞的增殖。刘晓智等[15]利用基因转染技术使BMSCs预先获得稳定的自杀基因,当其靶向追踪到浸润的胶质瘤细胞并与其相互融合后,给予更昔洛韦治疗,同时结合连接蛋白CX43的“旁效应”治疗机制,对胶质瘤的治疗效果进行了体内、外实验研究,结果发现鼠颅内胶质瘤得到有效抑制,其生存期明显延长,大量浸润于鼠正常脑实质的散在胶质瘤细胞以及卫星灶中的胶质瘤细胞发生了凋亡。Chang等[16]报道,自杀基因治疗的有效性依赖于基因传递到靶组织的效率和最终基因产物的局部浓度;他们用BMSCs作为自杀基因胞嘧啶脱氨酶转运的细胞载体,将其与胶质瘤细胞进行共培养,借助旁观者效应,胞嘧啶脱氨酶将无毒的5-氟胞嘧啶前体药物转化为有毒的5-氟尿嘧啶,实现对胶质瘤细胞的杀伤作用;对鼠颅内胶质瘤的实验性治疗发现,上述治疗体系能够有效杀死胶质瘤细胞,但随着肿瘤体积增大,单次接种BMSCs的治疗远远达不到彻底杀伤胶质瘤细胞的目的,多点重复接种BMSCs能够显著提高治疗效果。
3.3 通过诱导细胞凋亡途径发挥作用 肿瘤坏死因子相关凋亡诱导配体(TRAIL)可以诱导多种肿瘤细胞发生凋亡,并且对正常细胞没有明显的毒性作用,被认为是最有希望的肿瘤治疗候选基因之一。Kim等[17]以基因转染技术使脐血间充质干细胞稳定表达TRAIL基因,用放射线处理胶质瘤细胞,结果发现放射治疗能够通过上调死亡受体-5和诱导Caspase激活途径而显著增加胶质瘤细胞对TRAIL基因的治疗敏感性。
3.4 通过转染微小RNA(miRNAs)或小RNA途径发挥作用 miRNAs是一类能够特异性地抑制癌基因表达,进而发挥肿瘤生长抑制作用的小分子物质,被认为是新一代的肿瘤靶向治疗药物。然而,由于缺乏高效的转染方法,极大地限制了miRNAs在临床上的使用。Lee等[18]分别检验了骨髓源性、脂肪源性、胎盘和脐带源性间充质干细胞转染表达miRNAs的潜能,结果发现当将miR-124和miR-145转染的BMSCs与胶质母细胞瘤细胞共培养后,细胞间可通过间隙连接方式实现miRNAs的传递,并成功地沉默胶质瘤细胞中与之序列互补的靶基因的表达。Katakowski等[19]以BMSCs作为miR-146b载体,对胶质瘤进行治疗性研究,结果同样发现胶质瘤的生长得到了有效抑制。
与DNA转染不同,mRNA转染能够获得更高的基因转染效率,且无致突变作用,故成为新的靶基因药物选择。Guo等[20]将人第10号染色体缺失的磷酸酶和张力蛋白同源物(PTEN)抑癌基因的mRNA转染进BMSCs,24 h后PTEN基因的mRNA表达即达到峰值,而这些成功转染PTEN基因mRNA的BMSCs表现出更强的迁移能力,当其与人脑胶质瘤细胞株U251共培养时,能够显著抑制U251细胞的增殖和迁移。
3.5 通过条件培养液途径发挥作用 Yang等[21]分别采用脂肪间充质干细胞和脐血间充质干细胞的条件培养液培养胶质瘤细胞株U251,结果发现两种条件培养液均能有效诱导U251细胞凋亡,位于U251细胞胞质中的凋亡促进基因Caspase-3和Caspase-9表达水平上调,而胞质中的凋亡抑制基因survivin和X连锁凋亡抑制蛋白的表达水平明显下降。但是,与上述报道相矛盾的是,Akimoto等[22]报道脐血间充质干细胞的条件培养液能够促进胶质母细胞瘤的生长,他们认为脂肪间充质干细胞可能由至少两种不同的机制促进血管生成和抑制细胞凋亡,进而促进胶质母细胞瘤生长。
最近Iser等[23]用脂肪干细胞的条件培养液处理大鼠脑胶质瘤C6细胞,对C6细胞的增殖能力、细胞周期、细胞存活率、细胞形态、黏附、迁移和上皮间质转化相关的表面标志物进行了观察,结果发现脂肪干细胞的条件培养液并没有改变C6细胞的细胞周期和生长速率,但却明显降低了它的黏附能力,相应地增强了其迁移能力;同时发现C6细胞的部分与上皮间质转化相关的表面标志蛋白如波形蛋白、MMP2等的蛋白表达水平明显上调。他们认为,脂肪干细胞释放的旁分泌因子能够调节胶质瘤细胞的生物学行为,当C6细胞暴露于脂肪干细胞的条件培养液中时,这些细胞可以发生类似上皮间质转化现象,横向分化为具有更多间充质表型的细胞。
综上所述,成体干细胞凭借其与宿主天然的组织相容性、无伦理学应用限制的特点,以及其所具有的“归巢”特征,迅速被作为基因或药物载体靶向追踪和治疗远位侵袭的胶质瘤进行研究。目前的研究显示,成体干细胞作为药物载体治疗胶质瘤主要是通过分泌免疫因子及细胞毒性物质、诱导细胞凋亡、转染miRNAs、条件培养液等途径发挥作用。然而,新近也有研究[25]发现,并非成体干细胞可以向所有胶质瘤细胞发生迁移,而是仅向处于快速增殖的胶质瘤细胞迁移,对于处于静息期和终末分化期的胶质瘤干细胞仅表现出极弱的趋向生长特性,这一结论很好地解释了以干细胞为药物载体靶向治疗胶质瘤后期肿瘤复发的原因。因此,对于以成体干细胞作为药物载体治疗胶质瘤的作用还需要不断深入地研究,相信会得到更有价值的研究成果。
[1] Uchibori R, Tsukahara T, Ohmine K, et al. Cancer gene therapy using mesenchymal stem cells[J]. Int J Hematol, 2014,99(4):377-382.
[2] Brennen WN, Denmeade SR, Isaacs JT. Mesenchymal stem cells as a vector for the inflammatory prostate microenvironment[J]. Endocr Relat Cancer, 2013,20(5): 269-290.
[3] Galderisi U, Giordano A. The gap between the physiological and therapeutic roles of mesenchymal stem cells[J]. Med Res Rev, 2014,34(5):1100-1126.
[4] Moniri MR, Dai LJ, Warnock GL. The challenge of pancreatic cancer therapy and novel treatment strategy using engineered mesenchymal stem cells[J]. Cancer Gene Ther, 2014,21(1):12-23.
[5] Serakinci N, Fahrioglu U, Christensen R. Mesenchymal stem cells, cancer challenges and new directions[J]. Eur J Cancer, 2014,50(8):1522-1530.
[6] Gjorgieva D, Zaidman N, Bosnakovski D. Mesenchymal stem cells for anti-cancer drug delivery[J]. Recent Pat Anticancer Drug Discov, 2013,8(3):310-318.
[7] Katsuda T, Kosaka N, Takeshita F, et al. The therapeutic potential of mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles[J]. Proteomics, 2013,13(10-11):1637-1653.
[8] Greco SJ, Rameshwar P. Mesenchymal stem cells in drug/gene delivery: implications for cell therapy[J]. Ther Deliv, 2012,3(8):997-1004.
[9] Gao Y, Gu C, Li S, et al. p27 modulates tropism of mesenchymal stem cells toward brain tumors[J]. Exp Ther Med, 2010,1(4):695-699.
[10] Roger ML, Clavreul A, Venier-Julienne MC, et al. Mesenchymal stem cells as cellular vehicles for delivery of nanoparticles to brain tumors[J]. Biomaterials, 2010,31(32):8393-8401.
[11] Ströjby S, Eberstal S, Svensson A, et al. Intratumorally implanted mesenchymal stromal cells potentiate peripheral immunotherapy against malignant rat gliomas[J]. J Neuroimmunol, 2014,274(1-2):240-243.
[12] Ryu CH, Park SH, Park SA, et al. Gene therapy of intracranial glioma using interleukin 12-secreting human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells[J]. Hum Gene Ther, 2011,22(6):733-743.
[13] Park JH, Ryu CH, Kim MJ, et al. Combination therapy for gliomas using temozolomide and interferon-Beta secreting human bone marrow derived mesenchymal stem cells[J]. J Korean Neurosurg Soc, 2015,57(5):323-328.
[14] Tang XJ, Lu JT, Tu HJ, et al. TRAIL-engineered bone marrow-derived mesenchymal stem cells: TRAIL expression and cytotoxic effects on C6 glioma cells[J]. Anticancer Res, 2014,34(2):729-734.
[15] 刘晓智,浦佩玉,康春生,等.BMSCs作为HSV-tk载体联合CX43增强旁效应治疗胶质瘤的实验研究[J].中华神经外科杂志,2009,25(4):369-372.
[16] Chang DY, Yoo SW, Hong Y, et al. The growth of brain tumors can be suppressed by multiple transplantation of mesenchymal stem cells expressing cytosine deaminase[J]. Int J Cancer, 2010,127(8):1975-1983.
[17] Kim SM, Oh JH, Park SA, et al. Irradiation enhances the tumor tropism and therapeutic potential of tumor necrosis factor-related apoptosis-inducing ligand-secreting human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells in glioma therapy[J]. Stem Cell, 2010,28(12):2217-2228.
[18] Lee HK, Finniss S, Cazacu S, et al. Mesenchymal stem cells deliver synthetic microRNA mimics to glioma cells andglioma stem cells and inhibit their cell migration and self-renewal[J]. Oncotarget, 2013,4(2):346-361.
[19] Katakowski M, Buller B, Zheng X, et al. Exosomes from marrow stromal cells expressing miR-146b inhibit glioma growth[J]. Cancer Lett, 2013,335(1):201-204.
[20] Guo XR, Hu QY, Yuan YH, et al. PTEN-mRNA engineered mesenchymal stem cell-mediated cytotoxic effects on U251 glioma cells[J]. Oncol Lett, 2016,11(4):2733-2740.
[21] Yang C, Lei D, Ouyang W, et al. Conditioned media from human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells and umbilical cord-derived mesenchymal stem cells efficiently induced the apoptosis and differentiation in human glioma cell lines in vitro[J]. Biomed Res Int, 2014,2014(5):1-13.
[22] Akimoto K, Kimura K, Nagano M, et al. Umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells inhibit, but adipose tissue-derived mesenchymal stem cells promote, glioblastoma multiforme proliferation[J]. Stem Cells Dev, 2013,22(9):1370-1386.
[23] Iser IC, Ceschini SM, Onzi GR, et al. Conditioned medium from adipose-derived stem cells (ADSCs) promotes epithelial-to-mesenchymal-like transition (EMT-Like) in glioma cells in vitro[J]. Mol Neurobiol, 2015,53(141):1-16.
[25] Liu Z, Jiang Z, Huang J, et al. Mesenchymal stem cells show little tropism for the resting and differentiated cancer stem cell-like glioma cells[J]. Int J Oncol, 2014,44(4):1223-1232.
国家自然科学基金资助项目(81471175);天津市卫生局科技基金资助项目(2014KZ017)。
刘晓智(E-mail: lxz7997@126.com)
10.3969/j.issn.1002-266X.2016.43.034
R739.4
A
1002-266X(2016)43-0101-04
2016-06-26)