结核特异性多肽E6、E7和C14对单核-巨噬细胞亚型极化的影响

申东梅，方毅敏，申雁鸣，刘国标，姚亚男，赖小敏



结核特异性多肽E6、E7和C14对单核-巨噬细胞亚型极化的影响

申东梅，方毅敏，申雁鸣，刘国标，姚亚男，赖小敏

【摘要】

目的运用流式细胞术检测单核-巨噬细胞极化亚型 M1 （CD14+CD16+）及 M2（CD14+CD163+），探讨结核特异性多肽对单核-巨噬细胞极化分型的影响。

方法以 3 种结核特异性多肽 E6、E7 和 C14 作为刺激物，刺激人急性白血病单核细胞株（THP-1 细胞）、结核病患者胸水单个核细胞及外周血单个核细胞（PBMC），用流式细胞术检测刺激物不同时间点对单核-巨噬细胞极化表面标记表达的影响。

结果结核特异性多肽 E6 刺激 THP-1 24 + 0 h、24 + 24 h、24 + 48 h、24 + 72 h 后，CD16/CD163 阳性率分别为16.85%/13.78%、19.59%/15.68%、18.14%/14.19%、13.61%/ 11.47%。E7 刺激效果与 E6 相似，C14 对 THP-1 的CD16/CD163 表达影响不如前两种多肽强。结核特异性多肽E6 刺激结核患者胸水或血标本单核细胞 19 h 后，CD14+CD16+阳性率（1# 患者：1.66%，2# 患者：4.37%）与 CD14+CD163+阳性率（1# 患者：1.76%，2# 患者：2.82%）差异不大，但 CD14+CD16+CD86+阳性率（1# 患者：2.20%，2# 患者：6.16%）大于 CD14+CD163+CD206+阳性率（1# 患者：1.37%，2# 患者：0.92%）。E7 刺激效果与 E6 相似，C14 对结核患者胸水或血标本单核细胞CD14/CD16/CD163 表达影响不如前两种多肽强。

结论3 种结核特异性多肽特别是 E6、E7 体外刺激单核细胞株 THP-1、结核患者胸水或血标本单核细胞主要向M1 型单核-巨噬细胞极化。

【关键词】肽类；白血病，单核细胞，急性；单核-巨噬细胞系统；极化分型

www.cmbp.net.cn中国医药生物技术, 2016, 11(3):216-223

作者单位：510080 广州，中山大学中山医学院微生物学教研室，热带病防治研究教育部重点实验室，结核病防治研究所，海洋微生物功能分子广东省高校重点实验室，广东省重大传染病预防和控制技术中心（申东梅、姚亚男、赖小敏）；510095 广州市胸科医院（方毅敏、申雁鸣、刘国标）

结核病是由结核分枝杆菌（mycobacterium tuberculosis，MTB）引起的严重威胁人类健康的慢性传染病，是我国重点防治疾病之一。

MTB 属于胞内寄生菌，在体内主要寄居于单核-巨噬细胞中。单核-巨噬细胞是一种异质性细胞群体，不同组织甚至同一组织的巨噬细胞在表型和功能方面存在较大的差异。而巨噬细胞根据表型和分泌因子不同可分为经典活化 M1 型及选择活化M2 型［1-2］。M1 型经典的表面标记有 CD16/CD86/ HLA-DR 等［3-4］，M2 型经典的表面标记有 CD163/ CD206/CD209/CD36 等［5-7］。

本研究采用 3 种结核特异性多肽 E6、E7 和C14 刺激人急性白血病单核细胞株 THP-1、结核患者胸水及外周血单个核细胞，用流式细胞术检测分析不同刺激时间、刺激物对单核细胞株表面标记CD16、CD163 等表达的影响。

1　材料与方法

1.1材料

1.1.1标本人急性单核细胞白血病单核细胞株THP-1 由中山大学中山医学院黄曦教授惠赠。结核患者胸水及外周血等标本来自广州市胸科医院，用于分离单个核细胞。

1.1.2主要材料与试剂12 孔板为加拿大杰特生化制品国际有限公司产品；3 种结核特异性多肽为本实验室前期自行研发，包括多肽 E6（中国发明专利公开号：201110130364.8）、E7（中国授权发明专利号：200810220523.1）和 C14，委托西安华辰生物科技有限公司合成，纯度 ≥ 98%，其中 E6、E7 来源于 MTB 特异性分泌蛋白 ESAT-6，C14来源于另一种特异性分泌蛋白 CFP-10；对照刺激剂 LPS（大肠埃希菌 055：B5）为美国 Sigma 公司产品；人重组 IFN-γ、IL-4、IL-13 均为美国 PeproTech 公司产品；流式抗体鼠抗人 CD14-FITC、CD16-APC-eFluor 780、CD163-PerCP-eFluor 710、CD206-eFluor 450 均购自美国 eBioscience 公司；鼠抗人 CD163-PerCP-Cy5.5 购自美国 Biolegend公司；鼠抗人 CD86-APC 购自美国 BD 公司；细胞培养基 RPMI 1640、胎牛血清和青霉素/链霉素双抗混合液均为美国 Gibco BRL 公司产品。

1.1.3仪器流式细胞仪 FACS Gallios 为美国Beckman Coulter 公司产品。

1.2方法

1.2.1THP-1 细胞株培养用 RPMI 1640 完全培养基（含10% 胎牛血清 FBS、100 U/ml 青霉素、100 mg/ml 链霉素）于 37 ℃、5% CO2恒温培养箱中培养。

1.2.2THP-1 的体外刺激将处于对数期的THP-1 细胞按密度为（6 ～ 8）× 105/ml 铺于 12 孔细胞培养板中，实验分组如下：组 1（阴性对照组）：RPMI 1640 培养 THP-1 细胞 24 h；组 2（阳性对照组 1）：LPS（1 μg/ml）和 IFN-γ（20 ng/ml）共刺激培养；组 3（阳性对照组 2）：IL-4（20 ng/ml）和 IL-13（20 ng/ml）共刺激培养；组 4：E6 （20 μg/ml）刺激培养；组 5：E7（20 μg/ml）刺激培养；组 6：C14（20 μg/ml）刺激培养。各组对应刺激剂刺激培养 THP-1 24 h（培养基不含血清及双抗），半量换液后再加 1 ml 完全培养基，培养 0、24、48、72 h，以上 4 个时间点（24 + 0 h、24 + 24 h、24 + 48 h、24 + 72 h）分别收集细胞作流式细胞分析。

1.2.3结核患者胸水及血液标本中单个核细胞的体外刺激用淋巴细胞分离液分离胸水及外周血得到单个核细胞，按细胞密度为 3 × 105/ml 铺于12 孔细胞培养板中，实验分组如下：组 A（阴性对照组 1）：未刺激、未培养；组 B（阴性对照组 2）：未刺激、RPMI 1640 培养（含 IL-2）19 h；组 C（阳性对照组 1）：LPS（1 μg/ml）和 IFN-γ （20 ng/ml）刺激培养；组 D（阳性对照组 2）：IL-4 （20 ng/ml）和 IL-13（20 ng/ml）刺激培养；组 E：E6（20 μg/ml）刺激培养；组 F：E7（20 μg/ml）刺激培养；组 G：C14（20 μg/ml）刺激培养，各刺激组均加入 IL-2。各刺激剂分别刺激培养细胞19 h 后收集细胞作流式细胞分析。

1.2.4流式细胞术检测细胞表面标记将收集到的细胞离心，2% 小牛血清 PBS 洗涤 1 次，用50 μl 染色缓冲液重悬细胞，按说明书加鼠抗人CD14-FITC、CD16-APC-eFluor 780、CD163-PerCP-eFluor 710 或 CD163-PerCP-Cy5.5 抗体，经体外刺激的胸水及血标本单个核细胞加染鼠抗人CD86-APC、CD206-eFluor 450 抗体，4 ℃ 避光孵育 30 min，2% 小牛血清 PBS 洗去游离的抗体，300 ～ 400 μl 2% 多聚甲醛固定细胞后用流式细胞仪检测细胞表面 CD14、CD16、CD163、CD86、CD206 等的表达。

1.3统计学处理

采用 SPSS16.0 软件对数据进行统计分析，根据数据正态分布以均数、非正态分布以上四分位间距（P25）、中位数（P50）和下四分位间距（P75）进行统计描述，采用 t 检验、Wilcoxon 秩和检验和 Kruskal Wallis 检验进行统计验证。P ≤ 0.05 表示差异具有统计学意义。

2　结果

2.1LPS + IFN-γ/IL-4 + IL-13 对 THP-1 表面标记 CD16/CD163 表达的影响

1 μg/ml LPS + 20 ng/ml IFN-γ、20 ng/ml IL-4 + 20 ng/ml IL-13［8］分别作用于 THP-1 细胞 24 h，低浓度的各刺激剂再分别作用 0、24、48、72 h，4 个时间点分别收集细胞，并用 CD16-APC-eFluor 780、CD163-PerCP-eFluor 710 流式抗体进行表面染色。4 次独立实验结果显示，①阳性对照组 1：各时间点 CD16 阳性率分别为 12.86%（阴性对照组13.97%）、16.99%（20.68%）、17.86%（16.67%）、24.98%（12.93%）（与阴性对照组相比 P 均 ＞ 0.05）（图1B），提示随着刺激时间延长，CD16 表达呈升高的趋势（图2A）；4 个时间点 CD163 阳性率分别为 8.78%（阴性对照组 11.28%）、12.49% （17.51%）、13.83%（13.80%）、13.18%（12.46%）（P 均 ＞ 0.05）（图1B），提示随着刺激时间延长，CD163 表达呈先升高后下降的趋势（图2B）。②阳性对照组 2：各时间点 CD16 阳性率分别为12.46 %（阴性对照组 13.97%）、12.05%（20.68%）、10.32%（16.67%）、9.19%（12.93%）（P 均 ＞ 0.05）（图1B），提示随着刺激时间延长，CD16 表达呈下降的趋势（图2A）；4 个时间点 CD163 阳性率分别为 8.98%（阴性对照组 11.28%）、10.48% （17.51%）、7.13%（13.80%）、6.34%（12.46%）（P 均 ＞ 0.05）（图1B），提示随着刺激时间延长，CD163 表达呈下降的趋势（图2B）。Genin 等［9］用 150 nmol/L PMA 作用于 THP-1 细胞 24 h，再用 20 ng/ml IL-4 + 20 ng/ml IL-13 刺激，实验结果显示随着刺激时间的延长 CD163 表达不断升高，与我们的结果有所不同。

图1　无刺激物或阳性刺激物刺激培养 THP-1 细胞后 CD16和CD163 表达情况［A：THP-1 细胞未刺激、培养 24 + 48 h 的流式表面染色结果；B：LPS（1 μg/ml）+ IFN-γ（20 ng/ml）、IL-4（20 ng/ml）+ IL-13（20 ng/ml）分别刺激 THP-1 后 CD16/CD163的表达情况］Figure 1　The expressions of CD16 and CD163 on THP-1 cells after cultivation with no-irritant or the positive irritants ［A： The results of flow cytometry of THP-1 cells which was unstimulated and cultured for 24 + 48 h； B： The expression of CD16/CD163 on THP-1 cells after stimulation with LPS （1 μg/ml） + IFN-γ （20 ng/ml）， or IL-4（20 ng/ml） + IL-13（20 ng/ml）］

2.2多肽对 THP-1 表面标记 CD16/CD163 表达的影响

20 μg/ml 结核特异性多肽 E6 刺激 THP-1细胞 24 + 0 h、24 + 24 h、24 + 48 h、24 + 72 h，各时间点 CD16 阳性率分别为 16.85%（阴性对照组13.97%）、19.59%（20.68%）、18.14%（16.67%）、13.61%（12.93%）（P 均 ＞ 0.05）（图3），提示随着刺激时间延长，CD16 表达呈先升高后下降的趋势，在刺激 24 + 24 h 达到峰值（图2A）；各时间点 CD163 阳性率分别为 13.78%（阴性对照组11.28%）、15.68%（17.51%）、14.19%（13.80%）、11.47%（12.46%）（P 均＞ 0.05）（图3），提示随着刺激时间延长，CD163 表达同样呈先升高后下降的趋势，在刺激 24 + 24 h 达到峰值（图2B）。E7、 C14 多肽 CD16、CD163 表达趋势与 E6 基本相同。值得注意的是 C14 对表面标记的影响，除刺激 24 + 72 h，CD163 稍微比阴性对照组低，其他时间点 CD16 与 CD163 表达都比阴性对照组高（P ＞ 0.05）（图2 和图3）。

图2　THP-1 细胞刺激前后 CD16/CD163 随时间的变化趋势Figure 2　The expressions of CD16/CD163 on THP-1 cells before and after stimulation

图3　结核特异性多肽 E6、E7 和 C14 刺激 THP-1 细胞后 CD16和CD163 表达结果Figure 3　The expressions of CD16 and CD163 on THP-1 cells after stimulation with the MTB-specific peptides

2.3LPS + IFN-γ/IL-4 + IL-13 对结核患者标本表面标记 CD14/CD16/CD163 表达的影响

1# 结核患者胸水单个核细胞，各刺激剂作用19 h 后，收集细胞流式表面染色。结果显示，①LPS + IFN-γ 刺激组：CD14 阳性率为 1.39%（两个阴性对照组：组 A 和组 B 分别为 11.75%、7.24%），CD14+CD16+（M1 型单核-巨噬细胞）阳性率为0.12%（组 A 11.06%/组 B 6.30%），CD14+CD163+（M2 型单核-巨噬细胞）阳性率为 0.22%（组A 11.31%/组 B 6.32%）。可见 M1 型与 M2 阳性率差异不大，后者稍多于前者。2# 结核患者胸水及血标本分析结果显示 M1 型（阳性率 1.86%）稍少于 M2 型（阳性率 3.5%），且差异较大。M1/M2 两群细胞分别增加一个表面标记后，CD14+CD16+CD86+（M1' 型单核-巨噬细胞）阳性率为 0.85%（组 A 10.49%/组 B 6.71%），CD14+CD163+CD206+（M2' 型单核-巨噬细胞）阳性率 0.72%（组 A 3.57%/组 B 5.44%），可见 M1'型占优势。2# 结核患者胸水及血标本显示也是M1' 型占优势。②IL-4 + IL-13 刺激组，与组 A/组 B比较，CD14+、CD14+CD16+、CD14+CD163+、CD14+CD16+CD86+阳性率均降低，M1 型与 M2阳性率差异不大，后者稍多于前者，2# 患者则为 M1 型稍多；M1/M2 各增加一个表面标记后，1# 与 2# 患者结果都显示 M1' 占优势（表1 ～表3）。

2.4多肽对结核患者标本表面标记 CD14/CD16/ CD163 表达的影响

表1　1# 结核患者胸水单核细胞亚群阳性率（%）Table 1　The positive percentages of monocyte subsets from the No. 1 patient’s hydrothorax （%）

表2　2# 结核患者胸水单核细胞亚群阳性率（%）Table 2　The positive percentages of monocyte subsets from the No. 2 patient’s hydrothorax （%）

1# 结核患者胸水单个核细胞，E6 刺激 19 h后，CD14 阳性率为 2.83%（组 A 11.75%/组 B 7.24%），CD14+CD16+（M1 型单核-巨噬细胞）阳性率为 1.66%（两个阴性对照组：组 A 和组 B 分别为 11.06%、6.30%），CD14+CD163+（M2 型单核-巨噬细胞）阳性率为 1.76%（组 A 11.31%/组 B 6.32%），可见 M1 型与 M2 阳性率差异不大，后者稍多于前者。2# 结核患者胸水显示 M1 型（阳性率 4.37%）多于 M2 型（阳性率 2.82%），且差异较大。1# 结核患者 M1/M2 两群细胞分别增加一个表面标记后，CD14+CD16+CD86+（M1′ 型单核-巨噬细胞）阳性率为 2.20%（组 A 10.49%/组 B 6.71%），CD14+CD163+CD206+（M2' 型单核-巨噬细胞）阳性率为 1.37%（组 A 3.57%/组 B 5.44%），可见 M1' 型占优势。2# 结核患者胸水显示也是M1' 型占优势。E7 与 E6 结果几乎一致。值得注意的是 C14 刺激组，1# 结核病本胸水单个核细胞，相比于组 A/B，CD14+、CD14+CD16+、CD14+CD163+、CD14+CD16+CD86+、CD14+CD163+CD206+阳性率有增高有降低，而 E6、E7 刺激组，相对于组 A/B 都是降低的。2# 结核患者胸水单个核细胞，C14 刺激组相比于 E6、E7 刺激组，以上各细胞群的阳性率几乎均最高（表1 ～ 3）。

表3　2# 结核患者外周血标本单核细胞亚群阳性率（%）Table 3　The positive percentages of monocyte substrate from the blood of 2# patient （%）

3　讨论

单核-巨噬细胞因所处微环境的不同，M1、M2两种亚型可相互转换。在脂多糖（LPS）和 IFN-γ 或TNF-α 刺激下可分化成 M1 型，在 IL-4 和 IL-13刺激下则可分化成 M2a 型，免疫复合物和 IL-β的微环境则分化成 M2b 型，IL-10 刺激分化成M2c 型［10］。Boudjeltia 等［11］提出 CD14+CD16+单核细胞，抗原递呈能力强，产生促炎细胞因子。CD16+单核细胞在 TLR2 配体存在下培养 2 d，会优先分化成 CD16+树突状细胞，该细胞抗原递呈能力强［12］，说明 CD14+CD16+单核细胞迁移至组织后更倾向于成为 M1 型巨噬细胞，并且该群细胞产生高水平的促炎性因子 TNF-α 及低水平的抗炎性因子 IL-10［13-14］，这也进一步证实 CD14+CD16+单核细胞倾向于成为 M1 型巨噬细胞。CD163 是表达于单核-巨噬细胞表面的一种膜受体，是清道夫受体家族成员之一。腹主动脉瘤上清中可溶性的CD163 促进巨噬细胞高表达 CD163，低表达HLA-DR，该细胞分泌 IL-10 多，而产生促炎性因子 IL-12 少［15］，可认为 CD163+细胞是 M2 型巨噬细胞。

THP-1 是比较成熟的用于体外研究单核-巨噬细胞功能的细胞株，本文用结核特异性多肽 E6、E7、C14 刺激 THP-1，探讨几种多肽对单核-巨噬细胞 M1/M2 极化的影响。结果发现，在刺激 24 + 0 h、24 + 24 h、24 + 48 h、24 + 72 h，各时间点都为 CD16+细胞群占优势，即使在加入 CD14 表面标记共染情况下，也得到相似的结果（数据未展示）。说明结核特异性多肽 E6、E7、C14 体外刺激THP-1 型单核细胞更倾向分化 M1 型单核-巨噬细胞。

本文用结核患者胸水和血标本，进一步验证E6、E7、C14 对单核-巨噬细胞极化亚型的影响，实验中发现两例结核患者胸水单核细胞在受几种多肽刺激 19 h 后，1# 患者 CD14+CD16+阳性率小于 CD14+CD163+阳性率，2# 患者 CD14+CD16+阳性率大于 CD14+CD163+阳性率，但差异不明显，可能由个体差异引起。在两群细胞分别增加CD86（M1 型表面标记［16］）、CD206（M2 型表面标记［7， 16］）标记染色后，2 例患者都显示CD14+CD16+CD86+细胞群阳性率高于CD14+CD163+CD206+细胞群，即 M1 型单核-巨噬细胞占优势，这与 THP-1 的体外刺激实验结果相似。

目前数篇文献报道，应用 MTB 感染纯种小鼠或转基因小鼠试验模型研究中发现，早期感染的小鼠组织中存在 M1 型巨噬细胞的极化，而晚期感染的组织或体液如骨髓或支气管肺泡灌洗液中主要为 M2 型巨噬细胞，推测 M2 型巨噬细胞有助于MTB 的潜伏感染和结核病灶的形成［17-18］。但是，在人类结核病发生发展过程中，外周血单核细胞、局部病灶组织或体液（如胸水等）中巨噬细胞，特别是结核抗原特异性单核-巨噬细胞的极化状态如何，与机体局部及全身免疫状态相关性尚未见文献报道。THP-1 是目前公认的可用于体外研究单核-巨噬细胞功能的细胞株，用 10 ～ 160 ng/ml 不等浓度的 PMA 刺激不同时间让 THP-1 分化成M0 型巨噬细胞［9， 16］，再用 LPS 和 IFN-γ 或者IL-4 和 IL-13 分别刺激分化成 M1/M2 型巨噬细胞。机体感染结核菌之后，结核菌首先通过其特异性的抗原物质作用于单核细胞诱导各种免疫反应和炎症反应。因此，本文试图用结核特异性多肽直接作用于 THP-1 细胞株、结核患者胸水及血标本单核细胞，探讨各刺激剂对 M1/M2 型单核-巨噬细胞极化是否有影响。初步试验结果显示，3 种标本得出一致的结果是 M1 型（CD14+/CD16+和CD14+CD16+CD86+）占优势。提示这些多肽或许更偏向于 M1 型诱导。但仍需要更多的试验验证。此外，体外的试验不能完全反应体内真实情况，需进一步用结核患者病理组织 M1/M2 原位染色探讨局部病灶中各型细胞数量和比例。

参考文献

［1］ Krausgruber T， Blazek K， Smallie T， et al. IRF5 promotes inflammatory macrophage polarization and TH1-TH17 responses. Nat Immunol， 2011， 12（3）：231-238.

［2］ Satoh T， Takeuchi O， Vandenbon A， et al. The Jmjd3-Irf4 axis regulates M2 macrophage polarization and host responses against helminth infection. Nat Immunol， 2010， 11（10）：936-944.

［3］ Tanoue S， Chang LY， Li Y， et al. Monocyte-derived dendritic cells from cirrhotic patients retain similar capacity for maturation/activation and antigen presentation as those from healthy subjects. Cell Immunol，2015， 295（1）：36-45.

［4］ Mueller CK， Schultze-Mosgau S. Histomorphometric analysis of the phenotypical differentiation of recruited macrophages following subcutaneous implantation of an allogenous acellular dermal matrix. Int J Oral Maxillofac Surg， 2011， 40（4）：401-407.

［5］ Kasonga AE， Deepak V， Kruger MC， et al. Arachidonic acid and docosahexaenoic acid suppress osteoclast formation and activity in human CD14+ monocytes， in vitro. PLoS One， 2015， 10（4）：e0125145.

［6］ Boss M， Kemmerer M， Brüne B， et al. FABP4 inhibition suppresses PPARγ activity and VLDL-induced foam cell formation in IL-4-polarized human macrophages. Atherosclerosis， 2015， 240（2）：424-430.

［7］ Wynn TA， Barron L， Thompson RW， et al. Quantitative assessment of macrophage functions in repair and fibrosis. Curr Protoc Immunol，2011， Chapter 14：Unit14.22.

［8］ Chanput W， Mes JJ， Savelkoul HF， et al. Characterization of polarized THP-1 macrophages and polarizing ability of LPS and food compounds. Food Funct， 2013， 4（2）：266-276.

［9］ Genin M， Clement F， Fattaccioli A， et al. M1 and M2 macrophages derived from THP-1 cells differentially modulate the response of cancer cells to etoposide. BMC Cancer， 2015， 15：577.

［10］ Laskin DL. Macrophages and inflammatory mediators in chemical toxicity： a battle of forces. Chem Res Toxicol， 2009， 22（8）：1376-1385.

［11］ Boudjeltia KZ， Brohee D， Piro P， et al. Monocyte-platelet complexes on CD14/CD16 monocyte subsets： relationship with ApoA-I levels. A preliminary study. Cardiovasc Pathol， 2008， 17（5）：285-288.

［12］ Azeredo EL， Neves-Souza PC， Alvarenga AR， et al. Differential regulation of toll-like receptor-2， toll-like receptor-4， CD16 and human leucocyte antigen-DR on peripheral blood monocytes during mild and severe dengue fever. Immunology， 2010， 130（2）：202-216.

［13］ Sekerkova A， Krepsova E， Brabcova E， et al. CD14+CD16+ and CD14+CD163+ monocyte subpopulations in kidney allograft transplantation. BMC Immunol， 2014， 15：4.

［14］ Wang X， Kang FB， Wang GP， et al. Research progress of CD14+CD16+ subtypes monocytes. Immunol J， 2012， 28（10）：910-913. （in Chinese）王鑫， 康富标， 王桂平， 等. CD14+CD16+亚型单核细胞的研究进展. 免疫学杂志， 2012， 28（10）：910-913.

［15］ Rubio-Navarro A， Amaro Villalobos JM， Lindholt JS， et al. Hemoglobin induces monocyte recruitment and CD163-macrophage polarization in abdominal aortic aneurysm. Int J Cardiol， 2015，201：66-78.

［16］ Wei J， Besner GE. Besner M1 to M2 macrophage polarization in heparin-binding epidermal growth factor-like growth factor therapy for necrotizing enterocolitis. J Surg Res， 2015， 197（1）：126-138.

［17］ Schreiber T， Ehlers S， Heitmann L， et al. Autocrine IL-10 induces hallmarks of alternative activation in macrophages and suppresses antituberculosis effector mechanisms without compromising T cell immunity. J Immunol， 2009， 183（2）：1301-1312.

［18］ Redente EF， Higgins DM， Dwyer-Nield LD， et al. Differential polarization of alveolar macrophages and bone marrow-derived monocytes following chemically and pathogen-induced chronic lung inflammation. J Leukoc Biol， 2010， 88（1）：159-168.

Author Affiliations: Department of Microbiology， Zhongshan School of Medicine， Sun Yat-sen University， Ministry of Education Key Laboratory of Tropical Disease Control， Institute of Tuberculosis Control， Guangdong Provincial Department of Education Key Laboratory of Functional Molecules from Marine Microorganisms， Guangdong Provincial Research Center for Severe Infectious Disease Prevention and Control Technology， Guangzhou 510080， China （SHEN Dong-mei， YAO Ya-nan， LAI Xiao-min）；Guangzhou Chest Hospital， Guangzhou 510095， China （FANG Yi-min， SHEN Yan-ming， LIU Guo-biao）

www.cmbp.net.cnChin Med Biotechnol, 2016, 11(3):216-223

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The influence of the Mycobacterium tuberculosis （MTB）-specific peptides E6， E7 and C14 on the monocyte-macrophage polarization

SHEN Dong-mei， FANG Yi-min， SHEN Yan-ming， LIU Guo-biao， YAO Ya-nan， LAI Xiao-min

【Abstract】

ObjectiveTo explore the influence of Mycobacterium tuberculosis （MTB）-specific peptide to monocyte-macrophage polarizationby utilizing flow cytometry to investigate the expression of CD14/CD16/CD163 of the cells.

MethodsThe expressions of M1 （CD14+CD16+）/M2 （CD14+CD163+） of the monocytes （THP-1， and the monocytes from the hydrothorax and peripherial blood from tuberculosis （TB） patients） were detected by flow cytometry with 3 MTB-specific peptides as stimulants at the different time.

ResultsThe positive percentages of CD16/CD163 of THP-1 cell line treated with the MTB peptide E6 at the times 24 + 0 h， 24 + 24 h， 24 + 48 h， and 24 + 72 h were 16.85%/13.78%， 19.59%/15.68%， 18.14%/14.19%， 13.61%/11.47%， respectively. The MTB peptide E7 exerted effect similar to E6， but the MTB peptide C14 showed a less effect. After treated with E6 at 19 h， the positive percentages of CD14+CD16+of the monocytes of hydrothorax from 2 TB patients were 1.66% （No. 1 patient） and 4.37% （No. 2 patient）， as well as CD14+CD163+were 1.76% （No. 1 patient） and 2.82% （No. 2 patient）. The difference between the two types of cells was not very remarkable， but the difference seemed to be significant when addedanother detection mark CD86 to CD14+CD16+， and CD206 to CD14+CD163+， respectively. E7 and C14 had the similar corresponding effects on the polarization of monocytes of hydrothorax and peripherial blood as observed at THP-1 cell line.

Conclusion3 MTB-specific peptides， especially E6 and E7， can mainly induce THP-1 and the monocytes of hydrothorax and peripherial blood from TB patients towards the M1 macrophage polarization.

【Key words】Peptide；Leukemia， monocytic， acute；Mononuclear phagocyte system；Polarization

DOI：10.3969/j.issn.1673-713X.2016.03.004

基金项目：国家自然科学基金面上项目（81271779）；“十二五”防治传染病科技重大专项分任务（2012ZX10004903-004-002）；广东省自然科学基金（2014A030313725）；广州市科创委产学研协同创新重大专项（2060404）

通信作者：赖小敏，Email：laixm@mail.sysu.edu.cn

收稿日期：2016-01-22

Corresponding Author:LAI Xiao-min， Email： laixm@mail.sysu.edu.cn