自噬在运动调节脂肪细胞分化过程中的作用研究进展
2015-08-15王天怡傅力
王天怡 傅力
天津医科大学基础医学院生理学与病理生理学系(天津300070)
真核细胞通过严格调控自噬体和自噬溶酶体的形成与融合,将细胞内变形、衰老或损伤的蛋白质和细胞器靶向运输到溶酶体中消化降解, 这一过程在维持细胞内环境稳态、 保持细胞代谢功能稳定方面起着重要作用[1-3]。研究发现,细胞自噬活性还与机体肥胖及其相关疾病的发生存在一定关联, 自噬水平的变化可引起脂肪细胞分化的改变[4]。运动已被证实在调控机体脂质代谢以及白色脂肪棕色化过程中发挥重要作用[5],运动能够增加机体骨骼肌、 肝脏和大脑皮层细胞的自噬活性,还可诱导脂肪细胞的自噬过程[6]。但是,对于运动调节脂肪细胞分化和机体脂质代谢过程是否与运动调节脂肪细胞的自噬有关目前尚无相关报道。 本文针对运动与自噬、 脂肪细胞分化这三者关系研究的最新进展进行综述, 以期为揭示运动改善机体脂代谢的分子机制提供新线索。
1 脂肪细胞自噬
1.1 自噬在脂肪细胞分化中的作用
正常的自噬功能在调控早期胚胎发生、 参与干细胞分化过程, 保证新生儿对内外环境适应过程中发挥重要作用[7]。在前脂肪细胞分化为成熟脂肪细胞这一过程中,一些细胞器如线粒体、过氧化物酶体被降解并最终被脂滴取代。 虽然清除这些细胞器的机制目前尚不明确,但自噬,作为一种“自我消化”的过程,是目前研究最多的细胞内容物降解过程。 在对自噬相关基因Atg5-/-小鼠表型的研究中首次发现自噬在脂肪组织发育过程中发挥调控作用,Atg5-/-小鼠表现为全身性自噬功能缺失[8],对其皮下组织进行分析发现,Atg5-/-小鼠胚胎和新生儿体内围脂滴蛋白-A 阳性脂肪细胞数目明显少于野生型, 这提示了自噬在胚胎脂肪组织发育中的潜在作用。 在Jong等人的研究中,使用α-硫辛酸(α-lipoic acid) 处理前脂肪细胞能够抑制脂肪细胞的分化[9]。 α-硫辛酸是一种抗肥胖物质,能够抑制AMPK的活性,而AMPK是细胞内激活自噬的关键蛋白,在脂肪分化的早期阶段发挥维持细胞自噬水平的作用。 在前脂肪细胞分化的早期阶段给予α-硫辛酸处理, 能够抑制细胞内LC3-Ⅱ的表达、AMPK的活性和酸性囊泡的形成,抑制了细胞自噬水平,进而导致前脂肪细胞内脂滴的聚集受阻, 使得前脂肪细胞分化为成熟脂肪细胞的过程受到抑制[9]。 敲除Atg7基因[10,11]或使用抑制剂如氯喹宁[8,12]和3-甲基腺嘌呤[13]抑制自噬作用的小鼠脂肪细胞3T3-L1和鼠胚胎成纤维细胞MEFs,均发现基本相似的结果。 但是Zhao等人在研究γ-T3影响人类脂肪干细胞分化的过程中发现,γ-T3能够激活生长抑制信号通路,包括AMPK信号通路和自噬。 γ-T3是维生素E的一种亚型,用它处理前脂肪细胞,可观察到处理后的细胞自噬水平高于脂肪细胞分化过程中正常的自噬水平, 在脂肪细胞分化初期抑制脂肪细胞的分化并且导致细胞凋亡,但是对成熟的脂肪细胞没有影响[13]。 上述研究结果说明自噬被抑制或激活都会导致前脂肪细胞正常分化成为成熟脂肪细胞过程受损。
此外,Skop等的研究发现在脂肪细胞分化的不同时期抑制脂肪细胞的自噬, 对脂肪细胞分化的抑制效果存在差异。 用诱导脂肪细胞分化的标准化方法培养3T3-L1细胞,在开始诱导的0~2、2~4、4~6、6~8 天,使用天冬酰胺或3-甲基腺嘌呤处理细胞, 检测细胞自噬水平和分化状态,发现在开始诱导分化的0~2天抑制前脂肪细胞的自噬活性,不仅能够抑制细胞表型变化,而且能够改变基因表达模式, 但是在其他时期抑制自噬活性不能带来上述效果或者只能出现上述的一种效果。并且, 在分化初期抑制自噬能够抑制前脂肪细胞有丝分裂扩增和线粒体网络重建[14]。 有研究表明,自噬在脂肪细胞分化的过程中,能够降解Klf2和Klf3这两种脂肪细胞分化负调控因子。 自噬对Klf2和Klf3的降解过程主要发生在脂肪细胞分化起始2~4天[15]。 这项研究提示,在分化的不同时期, 自噬对前脂肪细胞分化的影响可能不同。
1.2 自噬对脂肪细胞表型的影响
脂肪组织是由大量的成熟脂肪细胞、 少量前脂肪细胞、巨噬细胞、免疫细胞和成纤维细胞以及纤维结缔组织、血管、神经组织等构成,在调节能量平衡中发挥重要作用。传统观点认为,哺乳动物体内的脂肪组织分为白色脂肪组织(white adipose tissue,WAT) 和棕色脂肪组织(brown adipose tissue,BAT)。 WAT和BAT两者在形态和分布上具有显著差别,具体表现为:①白色脂肪细胞含有一个大的脂滴, 占据了绝大部分的细胞质容积,棕色脂肪细胞则含有多个小的脂滴;②白色脂肪细胞含有相对较少的线粒体, 而棕色脂肪细胞则含有大量多嵴的线粒体;③与WAT相比,BAT含有更丰富的血管,并且受神经系统(交感神经系统) 的支配;④WAT主要分布在皮下、附睾、肠系膜、肾周等处,BAT主要分布在颈部、肩胛间、肩胛下、主动脉周围、心脏等区域。WAT和BAT在形态上的显著差别导致他们具有截然不同的功能。 WAT主要以三酰甘油的形式储存能量,BAT 主要通过产热的方式来消耗能量, 这两种脂肪组织共同调节体内能量代谢。 人类的WAT自出生后才开始出现并逐渐增多,而BAT从胎儿期即开始出现,婴儿时期达到高峰,并随着年龄增长而减少[16-18]。
近年的研究表明, 两种脂肪组织可能是混合分布的,在不同脂肪组织中占多数的脂肪细胞类型不同,即在WAT中,除占主导地位的白色脂肪细胞之外,也散在分布着棕色脂肪细胞[19]。 有研究报道,脂肪组织来源的间充质干细胞(ADSC)在分化过程中出现的一过性富含线粒体及解耦联蛋白UCP-l的高表达阶段提示在脂肪细胞分化成熟过程中需经历一个“棕色化”阶段[20]。 研究发现, 在脂肪细胞分化早期细胞内线粒体数目和线粒体蛋白的表达显著增加,而随着脂肪细胞的成熟,线粒体的数目又逐渐减少, 从脂肪组织分离出的成熟脂肪细胞内只含有少量线粒体[21,22]。线粒体经自噬途径进行降解的过程称为线粒体自噬。 一方面,老化以及在各种应激刺激下受损伤的线粒体需要经过自噬途径被清除以维持细胞内环境稳态[21];另一方面,线粒体自噬在细胞分化成熟过程中起重要作用。 幼红细胞分化为成熟红细胞的过程需线粒体自噬清除线粒体, 抑制线粒体自噬会因红细胞生成障碍导致严重贫血[23]。 Singh等人在研究脂肪组织特异性敲除自噬关键基因Atg7的小鼠时, 发现自噬的缺失有可能使脂肪组织类型发生改变, 自噬在其中发挥的作用可能是是促进白色脂肪组织转化成棕色脂肪组织或阻遏棕色脂肪组织转化为白色脂肪组织。 研究发现在Atg7-/-小鼠白色脂肪组织中,PGC-1α的表达增加, 而PGC-1α能够使白色脂肪组织具有棕色脂肪组织的特征, 提示了自噬的缺失能够使进入棕色脂肪细胞分化通路的脂肪细胞数目增加,从而减少白色脂肪组织的质量[10]。 因此,这些研究提示在脂肪细胞分化过程中抑制自噬可能使脂肪细胞获得棕色细胞的表型。通过增加脂肪酸β氧化和UCP-l介导的非耦联呼吸产热来减少细胞内甘油三酯的聚集。 但是在大型哺乳动物,包括人类,棕色脂肪组织在出生后会逐渐被白色脂肪组织所取代, 在这一过程中棕色脂肪细胞的细胞质发生重塑, 自噬在其中发挥重要的调节作用, 例如自噬能够移除棕色脂肪组织细胞质中过多的线粒体, 也可能通过促进移除和降解维持棕色脂肪细胞特点的一个或多个蛋白发挥调控作用[10]。
2 长期有氧运动与机体脂肪组织
2.1 运动对脂肪组织脂质代谢的影响
目前存在大量证据证明运动能够诱导脂肪分解作用,促进脂肪酸的释放和氧化供能。运动能够激活交感神经系统,增加肾上腺素的分泌,通过脂肪组织中的肾上腺素信号通路刺激脂肪的分解[24]。Hashimoto等发现6周的有氧运动训练能够增加大鼠附睾周脂肪组织内围脂滴蛋白 (Perilipin)、 Comparative gene identification-58 (CGI-58)、激素敏感性脂肪酶HSL 和甘油三酯脂酶ATGL 的水平。 Perilipin和CGI-58对激活脂肪细胞内的脂肪分解酶HSL和ATGL是至关重要的。 在脂肪分解过程中,CGI-58结合Perilipin和ATGL,促进脂肪分解[25]。
运动除了能够介导白色脂肪组织质量减少[26],还会导致脂肪组织分解发生适应性变化,这表现为β-肾上腺素信号传导通路中功能蛋白的表达和磷酸化增加,这些蛋白包括β3-肾上腺素能受体、 神经源性孤儿受体1 (NOR1)[27]、下游脂肪分解调节因子ATGL和HSL[25]。此外, 人们发现运动训练会诱导脂肪组织表达丙酮酸脱氢酶、硫辛酰胺激酶同工酶4 (PDK4) 和磷酸烯醇式丙酮酸羧基酶(PEPCK)[28],促进脂肪酸复酯化。然而,考虑到研究脂肪组织分解存在局限性,没有确切结论能够证明运动能够诱导脂肪组织分解能力发生适应性变化。
2.2 长期有氧运动对脂肪细胞分化的影响
运动能够改善机体代谢状态、 增加机体的能量消耗。 有研究发现,运动能够增加C57BL/6小鼠体内棕色脂肪组织中棕色脂肪祖细胞的数量, 并且运动能够诱导棕色脂肪组织和白色脂肪组织中棕色脂肪细胞特异性基因的表达水平增加。 研究还发现运动训练能够增强离体培养的前脂肪细胞线粒体中UCP-1的表达,并且能够促进前脂肪细胞分化成为棕色脂肪细胞[29]。 上述结果说明运动具有促进小鼠棕色脂肪细胞增殖并且诱导白色脂肪组织棕色化的潜在作用。
目前发现, 受运动调节的肌肉因子鸢尾素被认为是联系运动和白色脂肪棕色化二者的纽带。 对小鼠的研究表明运动能够促进肌肉内PGC-1α 的表达,而PGC-1α能够刺激肌肉分泌一种多肽激素鸢尾素。 鸢尾素能够作用于脂肪细胞, 在离体实验和在体实验中均证实,鸢尾素能够强烈促进脂肪细胞UCP-1的表达,使白色脂肪组织具有棕色脂肪组织的特点, 即诱导白色脂肪组织棕色化[26]。 鸢尾素在人的白色脂肪细胞棕色化过程中发挥与上述结果相似的作用, 并且能够抑制脂肪组织的扩张[30]。 但是,有研究发现,跑台运动不影响大鼠棕色脂肪组织Ucp1 mRNA的水平和棕色脂肪组织的质量[31]。Pgc1α 转基因小鼠肩胛部的棕色脂肪组织与野生型小鼠相比没有改变。 此外,甚至在3周耐力运动的大鼠棕色脂肪组织内观察到Ucp1 mRNA表达水平有下降趋势[26]。 相比之下,只有一项研究发现跑台运动可以导致棕色脂肪细胞特异性基因表达的增加[29]。 因此, 运动干预可能对啮齿类动物经典棕色脂肪组织没有影响。关于白色脂肪组织棕色化,已经证实运动后小鼠附睾周白色脂肪组织中线粒体数量增加并且棕色脂肪细胞特异性基因表达增强[29]。 还有研究证明,3周运动训练能够诱导大鼠内脏脂肪白色脂肪组织中UCP-1的表达[32]。 除了对啮齿类动物的研究,运动是否也具有诱导人类白色脂肪组织棕色化的潜力? 最近的研究证明12周的运动训练没有改变人类的白色脂肪组织。 在运动干预下,皮下脂肪组织中一些棕色脂肪细胞特异性标记基因(如UCP1和PRDM16) 的表达没有明显改变[33]。因此,从目前的研究结果来看,运动对啮齿类动物白色脂肪棕色化的影响仍然存在很大争议, 尤其是在运动导致白色脂肪组织重建方面。此外,运动能否诱导人体白色脂肪组织发生棕色化尚未被证实, 因此在这一方面进行后续研究非常重要。
3 长期有氧运动与自噬
在体条件下,运动能够诱导多种细胞发生自噬,包括骨骼肌细胞、心肌细胞和肝细胞[6]。 Bayod 等人研究了36周适量运动对成年大鼠不同器官自噬水平的影响,分析了大脑皮层、海马体、心肌、骨骼肌和肝脏中自噬水平标记物, 包括mTOR 活化水平和自噬蛋白Beclin1,p62,LC3B (LC3B-II/LC3B-I) 以及溶酶体蛋白LAMP1和泛素化蛋白的水平。 结果表明运动大鼠大脑皮层LAMP1增加、mTOR失活、自噬潮增加(LC3-II/LC3-I增加同时p62减少)。 与这些效应相关的是泛素化蛋白含量下降。海马体、骨骼肌和心肌内自噬通路没有受运动的影响发生变化。 只有肝脏mTOR磷酸化和p62水平在运动后降低, 这可能与运动对器官代谢产生的有益影响相关[34]。
运动通过复杂的分子调控机制诱导骨骼肌自噬。目前研究最多的是AMPK/mTOR信号通路。 AMPK和mTOR都能够调控骨骼肌的自噬,但是二者产生的效应是相反的。其中AMPK通过磷酸化激活ULK1,进而激活自噬,但mTOR则是抑制ULK1的激活,继而抑制自噬[35]。而且AMPK能够通过TSC1/2依赖或非依赖的方式抑制mTOR。因此,运动既可以通过激活AMPK直接激活骨骼肌自噬,也可以通过抑制mTOR间接激活自噬。 骨骼肌自噬水平的升高能够增加外周组织对胰岛素的敏感性,促进骨骼肌对脂肪酸的摄取和氧化代谢,进而减轻体重[36]。
4 小结
自噬通过调节脂肪组织的分化影响脂肪细胞的表型,自噬的缺失将抑制前脂肪细胞内脂滴的聚集,并能诱导白色脂肪细胞棕色化。相反,自噬的过度激活则导致脂肪细胞凋亡。 合理的运动能够在生理水平激活骨骼肌、肝脏细胞的自噬水平。目前运动对脂肪细胞自噬水平的影响尚不明确, 我们推测运动对脂质代谢和脂肪细胞表型的调节可能与自噬活性相关。因此,今后有关运动与脂代谢的研究也应注重研究运动对脂肪组织自噬活性的影响。
[1] Todde V, Veenhuis M, van der Klei IJ, et al. Autophagy:principles and significance in health and disease. Biochim Biophys Acta. 2009, 1792(1): 3-13.
[2] Singh R, Cuervo AM. Autophagy in the cellular energetic balance. Cell Metabolism,2011, 13(5): 495-504.
[3] Levine B, Klionsky DJ. Development by self -digestion;molecular mechanisms and biological functions of autophagy.Developmental cell,2004, 6(4): 463-477.
[4] Kimmelman AC. The dynamic nature of autophagy in cancer.Genes and Development,2011, 25(19): 1999-2010.
[5] De Matteis R, Lucertini F, Guescini M, et al. Exerciseas a new physiological stimulus for brown adipose tissue activity.Nutr Metab Cardiovasc Dis, 2013, 23(6): 582-590.
[6] He C, Sumpter R Jr, Levine B. Exercise induces autophagy in peripheral tissues and in the brain. Autophagy,2012, 8(10):1548-1551.
[7] Mizushima N, Levine B. Autophagy in mammalian development and differentiation. Nature cell biology,2010, 12(9):823-830.
[8] Baerga R, Zhang Y, Chen PH, et al. Targeted deletion of autophagy-related 5 (atg5) impairs adipogenesis in a cellular model and in mice. Autophagy,2009, 5(8): 1118-1130.
[9] Jong RH, Hae SN, Ji HH, et al. Alpha-lipoic acid attenuates adipocyte differentiation and lipid accumulation in 3T3-L1 cells via AMPK-dependent autophagy. Life Sciences,2014,100: 125-132.
[10] Singh R, Xiang Y, Wang Y, et al. Autophagy regulates adipose mass and differentiation in mice. The J Clin Invest,2009, 119(11): 3329-3339.
[11] Zhang Y, Goldman S, Baerga R, et al. Adipose-specific deletion of autophagy-related gene 7 (atg7) in mice reveals a role in adipogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2009, 106(47): 19860-19865.
[12] Zhang C, He Y, Okutsu M, et al. Autophagy is involved in adipogenic differentiation by repressesing proteasome -dependent PPARγ2 degradation. Am J Physiol. Endocrinol Metab, 2013, 305(4):530–539.
[13] Zhao L, Ha J, Meshail O, et al. Activation of autophagy and AMPK by gamma-tocotrienol suppresses the adipogenesis in human adipose derived stem cells. Mol Nutr Food Res, 2014,58: 569–579.
[14] Skop V,Cahova M,Dankova H, et al. Autophagy inhibition in early but not in later stages prevents 3T3-L1 differentiation:Effect on mitochondrial remodeling. Differentiation,2014, 87(5): 220-229.
[15] Guo L, Huang JX, Liu Y, et al. Transactivation of Atg4b by C/EBPβ Promotes Autophagy To Facilitate Adipogenesis. Mol Cell Biol,2013, 33(16): 3180-3190.
[16] Manieri M, Murano I, Fianchini A, et al. Morphological and immunohistochemical features of brown adipocytes and preadipocytes in a case of human hibernoma. Nutr Metab Cardiovasc Dis, 2010, 20(8): 567-574.
[17] Cinti S. Transdifferentiation properties of adipocytes in the adipose organ. Am J Physiol. Endocrinol Metab, 2009, 297(5):E977-E986.
[18] Murano I, Barbatelli G, Giordano A, et al. Noradrenergic parenchymal nerve fiber branching after cold acclimatisation correlates with brown adipocyte density in mouse adipose organ. J Anat, 2009, 214(1): 171-178.
[19] Vitali A, Murano I, Zingaretti MC, et al. The adipose organ of obesity-prone C57BL/6J mice is composed of mixed white and brown adipocytes. J Lipid Res, 2012, 53(4): 619-629.
[20] Jo SJ, Choi WW, Lee ES, et al. Temporary increase of PPAR-gamma and transient expression of UCP-l in stromal vascular fraction isolated human adipocyte derived stem cells during adipogenesis. Lipids,2011, 46: 487-494.
[21] Wilson-Fritch L, Burkart A, Bell G, et al. Mitochondrial biogenesis and remodeling during adipogenesis mad in response to the insulin sensitizer rosiglitazone. Mol Cell Biol,2003, 23: 1085-1094.
[22] Goldman SJ, ZhangY, Jin S. Autophagic degradation of mitochondfia in white adipose tissue differentiation. Antioxid Redox Signal, 2011, 14: 1971-1978.
[23] Schweers RL, Zhang J, Randall MS, et al. NIX is required for programmed mitochondrial clearance during reticulocyte maturation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007, 104: 19500-19505.
[24] de Glisezinski I,Larrouy D,Bajzova M, et al. Adrenaline but not noradrenaline is a determinant of exercise-induced lipid mobilization in human subcutaneous adipose tissue. J Physiol,2009, 587: 3393-3404.
[25] Hashimoto T,Sato K,Iemitsu M. Exercise-inducible factors to activate lipolysis in adipocytes. J Appl Physiol, 2013, 115:260-267.
[26] Bostrom P, Wu J, Jedrychowski MP, et al. A PGC1-αdependent myokine that drives brown-fat-like development of white fat and thermogenesis. Nature,2012, 481: 463-468.
[27] Stephenson EJ,Lessard SJ,Rivas DA, et al. Exercise training enhances white adipose tissue metabolism in rats selectively bred for low- or high-endurance running capacity. Am J Physiol Endocrinol Metab, 2013, 305: E429–E438.
[28] Wan Z, Ritchie I,Beaudoin MS, et al. IL -6 indirectly modulates the induction of glyceroneogenic enzymes in adipose tissue during exercise.PLoS One,2012,7(7):e41719.
[29] Xu X, Ying Z, Cai M, et al. Exercise ameliorates high-fat diet -induced metabolic and vascular dysfunction, and increases adipocyte progenitor cell population in brown adipose tissue. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol,2011, 300: R1115–R1125.
[30] Huh JY,Dincer F,Mesfum E, et al. Irisin stimulates muscle growth-related genes and regulates adipocyte differentiation and metabolism in humans. Int J Obes (Lond), 2014,38(12):1538-1544.
[31] Segawa M, Oh-Ishi S, Kizaki T, et al. Effect of running training on brown adipose tissue activity in rats: a reevaluation. Res Commun Pathol Pharmacol,1998, 100: 77–82.
[32] Roca-Rivada A, Castelao C, Senin LL, et al. FNDC5/irisin is not only a myokine but also an adipokine. PLoS One,2013, 8:e60563.
[33] Norheim F, Langleite TM, Hjorth M, et al. The effects of acute and chronic exercise on PGC-1a, irisin and browning of subcutaneous adipose tissue in humans. FEBS Letters,2014,281: 739–749.
[34] Bayod S1,Del Valle J,Pelegri C, et al. Macroautophagic Process was Differentially Modulated by Long-Term Moderate Exercise in Rat Brain and Peripheral Tissues. J Physiol Pharmacol,2014, 65(2):229-239.
[35] Egan D, Kim J, Shaw RJ, et al. The autophagy initiating kinase ULK1 is regulated via opposing phosphorylation by AMPK and mTOR. Autophagy,2011, 7(6): 643-644.
[36] Bosma M. Lipid homeostasis in exercise. Drug Discov Today,2014, 19(7): 1019-1023.