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动物初情期表观遗传调控的研究进展

2015-04-16方富贵

家畜生态学报 2015年4期
关键词:情期雌鼠表观

田 园,宋 敏,方富贵

(安徽农业大学 动物科技学院,安徽 合肥 230036)



动物初情期表观遗传调控的研究进展

田 园,宋 敏,方富贵*

(安徽农业大学 动物科技学院,安徽 合肥 230036)

初情期是动物从不能繁殖到能够繁殖的转折点和过渡时期,是非常重要的阶段。初情期的启动机制复杂,主要与遗传因素、环境因素、神经内分泌因素及其相互作用有关。由于中枢途径控制初情期发育的关键部件还涉及到表观遗传学机制,因而本文综述了DNA甲基化、组蛋白修饰、非编码RNA和转录因子等表观遗传学机制对初情期影响的研究进展,为调控初情期的研究提供依据。

初情期; 表观遗传; DNA甲基化; 组蛋白修饰

初情期是指母畜初次发情并发生排卵、公畜睾丸具有分泌功能和生精功能的时期,是动物从出生开始发育到获得繁殖能力的标志,其出现的早晚直接关系到动物的性成熟和以后的繁殖性能。在动物生产上,培育初情期早的母畜一方面可以节约饲养成本,提高母畜利用率,另一方面可以缩短优良母畜世代间隔,加快遗传育种进程。另外,在医学领域的性早熟、性晚熟等相关疾病防治方面也有较大的研究和应用价值。

初情期由下丘脑-垂体-性腺轴(hypothalamic-pituitary-gonadal axis,HPGA)活化引起,但HPGA活化引起初情期启动的具体机制目前尚不清楚。初情期启动的机制很复杂,一般认为与遗传因素、环境因素、神经内分泌因素及其相互作用有关[1],但实际上环境和神经内分泌因子在遗传因素的基础上发挥作用[2]。大量的基因参与了神经内分泌控制的初情期启动过程[3-5],Elks等[6]报道超过30种的基因变异与人类的月经初潮年龄相关。目前已鉴定出下丘脑中与动物初情期启动过程相关的重要调控基因系统包括Kiss-1/GPR54系统[7-8]、NPY系统[9]和Leptin系统[10]、LIN28系统[11]和NKB系统[12-14]等。没有独立的途径或唯一的基因能完全控制初情期的发育过程[15]。由此可见,多基因遗传是初情期启动的基础[15-17],与下丘脑相关分子、受体基因的转录和表达水平的改变密切相关[16-18]。但是,这些与初情期相关的基因是如何被程序性的启动、进行转录和翻译;DNA序列内部的、永久的变化是如何动态的调节基因表达,又同时协调多基因的转录,从而调控初情期等机理尚不明确。表观遗传机制建立了对DNA和组蛋白错综复杂的修饰模式,导致了细胞表型和其功能的巨大差异[19]。表观遗传机制对外界刺激十分敏感,能够通过修饰使细胞适应外界环境,而这些复杂的修饰模式至今并未探明。众所周知,神经内分泌系统对于环境变化同样有着高度敏感性,所以近年来表观遗传机制成为了神经内分泌系统功能的研究热点。例如人们已证实DNA甲基化在帕金森发病机制中起到重要作用[20]。同样,科学家们也开展了对动物初情期表观遗传机制的研究。本文综述了近年来表观遗传机制在初情期过程中的发现,以期为相关研究提供基础。

1 表观遗传对初情期的影响

表观遗传是指基因的核苷酸序列不发生变化,但基因表达却发生了可遗传的改变。这种改变是细胞内除了遗传信息以外的其他可遗传物质发生的改变,能够在胚胎发育、细胞增殖过程中稳定传递。表观遗传机制主要涉及DNA甲基化、组蛋白修饰、非编码RNA和转录因子结合等[21]。过去的研究主要集中在DNA甲基化和组蛋白修饰领域。

1.1 DNA甲基化

DNA甲基化是最常见的一种表观遗传机制,是指由S-腺苷甲硫氨提供的甲基供体(-CH3),在DNA甲基转移酶的催化下,转移到DNA分子特定的碱基上,将胞嘧啶转变为5-甲基胞嘧啶(5-mC)[20]。在哺乳动物中,胞嘧啶-鸟嘌呤二核苷酸(CpG)是甲基化的高发部位。启动子区的CpG甲基化抑制转录因子与启动子结合,导致相关基因的表达抑制或沉默。

促性腺激素释放激素(gonadatrophin releasing hormone, GnRH)是初情期的始动因素和核心物质。哺乳动物在胚胎晚期及新生儿早期便存在GnRH的脉冲性分泌,但在个体出生后不久即被抑制。初情期前GnRH的脉冲式释放再次激活,作用于性腺促进性器官的发育及性激素的分泌,从而启动初情期。Terasawa等[22]将猕猴的GnRH神经元剥离进行体外培养,发现GnRH mRNA表达量的增加与GnRH基因5′末端CpG 富集区CpG 甲基化状态的减少存在关联。Terasawa等进一步对处于少年期和成年期雄性猕猴内侧基底下丘脑(medial basal hypothalamic,MBH)组织的GnRH mRNA水平和CpG岛的甲基化状态进行了测定,发现成年猕猴与少年猕猴相比,GnRH mRNA显著增高,CpG的第5、6、8、9、12和14位点的甲基化状态显著降低。所以推测,初情期启动时GnRH的DNA甲基化状态可能发生改变。

5-氮杂胞苷(5-Azacytidine,5AZA)是胞嘧啶核苷类药物,能够渗入并结合到DNA上,对DNA甲基转移酶(DNA metyltransferase, DNMTs)起到阻碍作用,进而抑制DNA甲基化的发生。在雌性啮齿类动物中,阴道口的开启(Vaginal opening,VO)是其初情期启动的标志。Lomniczi等[16]向雌鼠注射了AZA,观察到注射组雌鼠的初情期和性成熟明显延迟。在该试验中,发现注射AZA的雌鼠VO日龄为(36.67 ± 0.67)d,而空白组的雌鼠VO日龄为(31.33±0.21)d,两组时间差异极显著。同时观察两组雌鼠28 d的卵巢形态,发现注射组与空白组相比卵巢较小、有腔卵泡的数量少,并且注射AZA的雌鼠44 d时卵巢内缺乏黄体。以上试验结果显示,当甲基化被AZA抑制时,初情期延迟。

通过几项研究结果表明,DNA甲基化与初情期启动有着密切联系,然而其具体的作用机制目前尚不明确。

1.2 组蛋白修饰

组蛋白是核小体的重要组成部分,依靠自身的正电荷从而与带负电荷的双螺旋DNA结合来影响基因的表达模式。组蛋白的翻译后修饰(Post-translational modification of histone proteins,HPTMs)通过改变组蛋白与DNA间的结合力来吸引或排斥转录运作机制和组蛋白修饰酶,从而改变转录效率和基因表达。常见的HPTMs包括乙酰化、甲基化、磷酸化、泛素化和ADP核糖基化等,其中乙酰化和甲基化是人们研究神经内分泌系统的主要关注点。乙酰化是最早发现的组蛋白修饰方式,能使组蛋白的负电荷增多,使染色质区域的结构变得松散,开放某些基因的转录,进而提高其表达水平。而甲基化则属中性,根据不同的位点和不同程度的甲基化(一甲基化、二甲基化、三甲基化)来抑制或促进基因的表达[23]。

Iyer等[24]研究分析了两种GnRH表达量不同的细胞株中的HPTMs。GN11是由小鼠嗅基板肿瘤分离出的细胞,GnRH mRNA表达量十分低;而GT1是由小鼠下丘脑中类似的肿瘤分离出的细胞,具有较高的GnRH mRNA表达量。通过比较发现,GN细胞中GnRH 基因的启动子和增强子区域与抑制性HPTM-组蛋白3赖氨酸9(histone 3 lysine 9,H3K9)的二甲基化作用有关。而在GT1细胞中发现同区域与促进性HPTM-H3K9 乙酰化和H3K4三甲基化作用密切相关。为了便于比较,他们随后又测定了非神经元细胞株NIH3T3中的HPTM,发现抑制性HPTM作用在NIH3T3中表达最强,GN11次之,GT1细胞中最弱。相反,促进性HPTM作用在NIH3T3、GN11中表达很低且相近,而在成熟GT1细胞中表达显著增高-表明GnRH mRNA的表达量与HPTMs有关,而GnRH是初情期启动的核心物质。 Rzeczkowska等[25]向雌鼠注射去乙酰转移酶(histone deacetylase, HDAC)的抑制剂异羟肟酸(suberoylanilide hydroxamic acid, SAHA),发现初情期启动时间推迟。取32 d卵巢和子宫称重,发现注射SAHA的雌鼠卵巢重量(1.6±0.1) mg显著低于空白组(2.0±0.1) mg;注射SAHA的雌鼠子宫重量(11.4±1.7) mg也显著低于空白组(17.1±3.0) mg;注射组的雌鼠VO日龄显著迟于正常组,种种现象显示雌鼠初情期的启动时间推迟。作为去乙酰转移酶的抑制剂,SAHA最终导致组蛋白的乙酰化修饰,促进转录提高了基因的表达,这些基因的表达抑制了初情期的启动。那么,当这些基因活性受到抑制时,初情期的启动会发生怎样的改变呢?Rzeczkowska等[25]对雌鼠进行了L甲硫氨酸(L-methionine,L-MET)处理,L-MET能够提供甲基化所需的甲基供体。结果显示,L-MET提前了雌鼠初情期的启动(处理组(30.5±2.2)d ,空白组(31.6±2.2) d。这些初步的研究结果表明,组蛋白修饰与初情期启动息息相关,然而其调控初情期启动的机制仍不清楚。

1.3 非编码RNA

非编码RNA为不能翻译为蛋白的功能性 RNA 分子,在RNA水平行使生物学功能。根据功能不同分为看家非编码RNA和调控非编码RNA两类。其中调控非编码RNA又分为短链非编码 RNA(包括 siRNA、miRNA、piRNA)和长链非编码 RNA[26]。虽然之前的研究热点都聚集在DNA甲基化和HPTMs,但非编码 RNA 同样在表观遗传学修饰中扮演了重要的角色。

Perry等[27],利用全基因组关联研究(Genome-Wide Association Studies,GWAS)技术证实了对初情期启动时间起调控作用的32个新的基因位点和通路。其中,人类月经初潮的年龄同LIN 28B基因上或其附近的6q21易变有关。LIN 28及其相关的Lin 28B、LIN 28A都是高度保守的RNA结合蛋白,编码抑制产生非编码RNA的细胞质结合蛋白,并通过抑制let-7成熟的前体来阻止let7家族的miRNA发挥作用[28]。LIN28B的同系物LIN28和LIN28A在秀丽隐杆线虫[29]、雌鼠[28]中的过量表达,能够分别引起幼虫发育延迟和性晚熟,并且在啮齿类动物中,从新生儿到初情期LIN 28B家族成员的mRNA在下丘脑的表达水平显著下降。另外,大鼠下丘脑let-7a和let-7b表达,同LIN 28B mRNA水平成反比,如在雄性和雌性大鼠出生后到青春期成熟时,检测到其下丘脑的let-7miRNAs相对含量显著增加。这些研究结果表明,LIN 28B / let-7可能在中枢控制初情期启动方面具有潜在作用,miRNA可能参与调节初情期的启动。

1.4 转录因子结合

转录因子(transcription factors,TFs)是能够与基因5'端上游特定序列专一性结合的蛋白质分子,保证目的基因以特定的强度在特定的时间与空间表达。TFs以单独或组合的形式结合到DNA上,不同发育阶段的不同组织中不同的组合是基因空间和时空表达的重要决定因素[30]。TFs结合通过改变染色质结构和DNA来影响基因表达。转录因子在HPGA轴上一直扮演重要角色。例如, PROP1、HESX1和 LHX3突变影响垂体的发育,而NR5A1的突变则导致卵巢、睾丸和肾上腺的缺陷。此外,GWAS鉴别出的32个与女性初潮年龄有关基因位点中有15个是转录因子。

虽然TFs参与初情期调控机制尚未确定,但这些GWAS数据显示了TFs在调节初情期时间的作用。转录因子IRF2BPL被称作EAP1(enhanced at puberty 1)。在啮齿动物下丘脑研究发现 ,转录因子EAP1 与初情期延迟有关[31],初步揭示TFs在初情期的时间上发挥重要作用。

2 结语

DNA甲基化、HPTMs、miRNA和TFs等均参与初情期的调控,有望成为调控初情期的新途径、新方法。但是,迄今有关调控初情期的表观遗传学方面的研究仅局限于表型观察,对初情期调控的表观遗传学研究目前主要是有关啮齿动物鼠的报道,其它动物如家畜方面还没有涉及;表观遗传学调控初情期启动的具体基因和靶标仍不清楚。因此,表观遗传学调控初情期启动的确切机制有待进一步重视,加强研究。

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Research Progress on Epigenetic Regulation of Animal Puberty

TIAN Yuan, SONG Min, FANG Fu-gui*

(CollegeofAnimalScienceandTechnology,AnhuiAgriculturalUniversity,Hefei,Anhui230036,China)

The puberty is an important transitional period for animals to acquire reproductive capacity. The startup mechanism of puberty is very complex and related to genetic factors, environmental factors, neuroendocrine factors and their interaction. Recent research showed that epigenetics was also involved in the regulation of puberty in central pathway . In the paper, the research progress in epigenetic mechanisms of puberty, including DNA methylation, histone modification, non-coding RNA and transcription factors were summarized to provide a basis for the study of puberty.

puberty; epigenetics; DNA methylation; histone modifications

2014-09-23,

2014-11-18

国家自然科学基金资助(31472096)

田 园(1991-),女,山东高唐县人,硕士生,研究方向:动物生理生化。E-mail:tianynan22106@163.com

*[通讯作者] 方富贵(1973-),女,安徽潜山县人,博士,教授,硕士生导师,研究方向:动物生殖调控技术与机制。E-mail:fgfang@ahau.edu.cn

S811.6

A

1005-5228(2015)04-0006-04

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