外源甜菜碱对匍匐翦股颖的抗旱性调控作用分析

2015-01-02刘思露杨鹏尹淑霞

草业学报 2015年3期

刘思露，杨鹏，尹淑霞＊

（1.北京林业大学林学院草坪研究所，北京100083；2.内蒙古农业大学经济管理学院，内蒙古呼和浩特010019）

随着世界范围内的水资源短缺，干旱已经成为限制植物生长最主要的非生物胁迫因素之一［1－2］。在干旱胁迫下，植物生长受到抑制，细胞渗透调节能力下降，活性氧（reactive oxygen species，ROS）大量积累，严重时植株萎蔫甚至死亡［3－4］。为应对干旱胁迫，许多高等植物细胞内往往积累一些小分子有机化合物，甘氨酸甜菜碱（glycine betaine，GB）就是其中之一［5－6］。大量研究表明，植物在受到逆境胁迫时细胞内通过积累一定量的GB，以降低细胞渗透势，维持细胞膨压［7］，还能作为保护物质，维持植物细胞生物大分子的结构和完整性，并解除逆境胁迫对酶活性的毒害，清除活性氧的积累，保护呼吸酶和能量代谢，影响细胞内的离子分布［8］。近年来一些研究表明，不论外施GB还是通过基因工程促进GB在植物体内的积累，均可增强植物对干旱胁迫的抵抗能力［9－13］。目前对GB提高植物抗旱性的研究主要集中于经济作物——如棉花（Gossypiumhirsutum）、烟草（Nicotianatabacum）等［12，14］，或粮食作物——如玉米（Zeamays）、小麦（Triticumaestivum）等［11，15］，而对于 GB在提高草坪草抗旱性方面的研究则鲜见报道。

匍匐翦股颖（Agrostisstolonifera）属于禾本科翦股颖属，是一种重要的冷季型草坪草，因其具有质地细密、结构良好、耐低修剪等优良特性，在高尔夫球场果岭、发球台、球道等运动场草坪中广泛应用。但因其耐旱性较弱，养护中需大量用水，干旱胁迫会严重影响草坪质量与使用寿命［16］。基于GB有提高植物抗旱性的作用以及高档草坪耐旱性较弱的特点，本试验研究了干旱胁迫及复水条件下不同浓度GB处理对匍匐翦股颖的生理影响，其目的为，1）探明外施GB提高匍匐翦股颖抗旱性的可能，2）探讨GB调控匍匐翦股颖抗旱性的生理机理，3）初步探索GB作为草坪肥料在高档草坪中应用的可能性。从而为提高草坪草对干旱胁迫的适应性以及节约球场和城市绿地用水提供新途径。

1 材料与方法

1.1 供试材料

以匍匐翦股颖（T－1）的成熟草皮为供试材料。草皮由北京林业大学草坪研究所昌平区试验基地提供，于2013年5月中旬播种，期间正常养护管理。甘氨酸甜菜碱购买自北京科百奥公司。

1.2 试验设计

2013年9月初，选取生长良好、长势均一的供试草皮，从中切取16块边长15cm，厚度为5cm的方形草块，分别移栽于直径和深度均为16.5cm的盆钵中。所用土壤按照沙与土1∶2比例混合，供试土壤所含养分如下：全氮0.385g，有效磷10.9mg／kg，速效钾61.0mg／kg，有机质5.70g／kg，全盐0.24g／kg，pH 8.58。将盆钵放置在温室中进行适应性生长，每周向每盆均匀施入等量的1／2Hoagland’s全营养液，修剪并维持草坪高度为5 cm左右。期间草坪无其他胁迫。

适应性生长50d后，进行GB预处理。GB设4个处理浓度：0，50，100，200mmol／L（G0、G50、G100、G200）。叶面喷施GB，喷施方法为用小型手持式喷雾剂在叶片正背两面均匀喷施，以叶面湿润不流滴为准，每盆施入20mL（G0施入等量蒸馏水）。每天下午17时进行一次处理，连续处理3d。最后一次处理3d后进行水分胁迫处理。设置土壤含水量5个水平，分别为：第0天80%～90%（D0），1～14d降至50%～60%（轻度干旱，D1），第15～21天降至40%～50%（中度干旱，D2），第22～28天降至30%～40%（严重干旱，D3），第29～35天恢复至80%～90%（复水处理，R）。每天用ML2x便携式土壤水分测量仪对每组土壤水分进行监测。通过自然蒸发的方式，当土壤水分蒸发降至设计的下限时，即进行灌水达到相应的上限含水量。水分处理的第0，14，21，28，35天（表示为D0、D1、D2、D3、R），剪取生长状况基本一致的充分展开叶2～3g，其中相对含水量、电导率和叶绿素含量立即用鲜叶测量，余下样品用液氮速冻并存于－80℃冰箱中，用于其他相关指标的测定，每处理4次重复。

1.3 测定指标与方法

坪观质量（visual turf quality）采用 NTEP草坪外观质量评价法测定［17］；相对含水量（relative water content，RWC）采用称重法测定［18］；电导率（electrolyte leakage，EL）采用电导率仪测定［19］；叶绿素（chlorophyll）采用浸提比色法测定［20］；游离脯氨酸（free proline）采用茚三酮比色法测定［21］；可溶性蛋白（soluble protein）采用考马斯亮蓝法测定［22］；丙二醛（malondialdehyde，MDA）采用 Dhindsa等［23］的方法测定；超氧化物歧化酶（superoxide dismutase，SOD）采用Zhang和 Kirkham［24］的方法测定；过氧化氢酶（catalase，CAT）采用紫外吸收法测定［25］；过氧化物酶（peroxidase，POD）采用愈创木酚法测定［26］。

1.4 统计分析

采用Excel 2010进行数据处理和绘图；SPSS Statistics 19软件进行方差分析和显著性分析（P＜0.05）。

2 结果与分析

2.1 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖坪观质量的影响

GB预处理3d后（D0），G200的坪观质量（7.3分）显著低于对照（7.7分）（P＜0.05），而G50和G100与对照基本一致（图1）。随着干旱程度的不断加剧，对照坪观质量呈下降趋势，后期迅速降低，GB处理显著降低了坪观质量的下降幅度，并以100mmol／L浓度效果最为显著。其中，轻度干旱时期（D1），对照与GB处理组差异不显著；中度干旱（D2），G100比对照增加了48.57%并达差异显著水平（P＜0.05）；至严重干旱（D3），G50、G100和 G200分别比对照增加45.45%，90.91%和63.64%，均达显著差异（P＜0.05）。复水后（R），坪观质量逐渐回升，GB处理组均显著高于对照，并以G100效果最好。该结果表明，中低浓度GB能够显著提高干旱胁迫下匍匐翦股颖的坪观质量，而高浓度GB可能会对匍匐翦股颖的正常生长产生不利影响。

2.2 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片相对含水量的影响

外源GB预处理后（D0），G50与G100处理的匍匐翦股颖叶片相对含水量分别维持在94.54%和85.47%，与对照（91.03%）相近，而G200（83.44%）处理显著低于对照（P＜0.05）（图2）。在干旱胁迫中，叶片相对含水量随干旱时间的延长逐渐下降，后期迅速下降。干旱初期（D1，D2），对照与GB处理组差异不明显；至严重干旱（D3），G100和G200分别较对照增加71.89%和60.00%（P＜0.05），G50效果不显著。复水后（R），叶片相对含水量迅速上升，GB处理组均显著高于对照，并以G100效果最好。可见，GB处理能够提高匍匐翦股颖叶片细胞的渗透调节能力，从而促进其保水性，但浓度过高可能会对正常生长条件下的匍匐翦股颖造成一定伤害。

2.3 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片细胞膜透性（电导率）的影响

如图3所示，GB处理3d后（D0），与对照相比，G50、G100叶片电导率有所增加，而G200高于对照并达显著水平（P＜0.05）。干旱胁迫期间，对照电导率持续升高，后期迅速升高，而GB处理增幅低于对照。干旱初期（D1，D2），对照和各GB处理差异不显著；严重干旱（D3）时，与干旱前相比，对照叶片电导率增加3.76倍，G50、G100和G200分别增加了1.52，1.27和1.02倍。复水（R）后，对照叶片电导率继续升高，但增幅有所降低，GB处理组则均出现下降，且显著低于对照（P＜0.05）。该结果显示，严重干旱可能会对细胞膜造成不可逆的破坏，而GB处理缓解并修复了这种伤害，降低了膜透性，同时进一步证明了高浓度GB可能会对匍匐翦股颖的正常生长造成渗透损伤。

2.4 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片叶绿素含量的影响

GB预处理3d后（D0），对照和GB处理后的叶片叶绿素含量基本无差异（图4）。干旱胁迫过程中，对照组叶片叶绿素含量逐渐下降，不同浓度的GB处理能够显著提高匍匐翦股颖叶绿素含量。其中，G100和G200处理效果最明显，干旱胁迫的3个时期均显著高于对照（P＜0.05）。如轻度干旱（D1）时，G100较对照增加23.44%，G50和G200无显著影响；中度干旱（D2）时，G100和G200比对照增加了31.03%和29.31%；G50影响不显著；严重干旱（D3）时，对照降至最低，G50、G100和G200分别比对照增加14.29%，35.71%和28.57%。复水（R）后，各组叶绿素含量逐渐上升，G50和G100上升了17.54%左右为最高，其次为对照（16.67%）。

图1 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖坪观质量的影响Fig.1 Effects of glycine betaine（GB）on visual turf quality of creeping bentgrass under drought stress and rehydration conditions

图2 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片相对含水量的影响Fig.2 Effects of glycine betaine（GB）on leaf relative water content of creeping bentgrass under drought stress and rehydration conditions

图3 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片电导率的影响Fig.3 Effects of glycine betaine（GB）on leaf electrolyte leakage of creeping bentgrass under drought stress and rehydration conditions

图4 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片叶绿素含量的影响Fig.4 Effects of glycine betaine（GB）on leaf chlorophyll content of creeping bentgrass under drought stress and rehydration conditions

2.5 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片游离脯氨酸含量的影响

如图5所示，喷施GB后（D0），处理组叶片游离脯氨酸含量高于对照且随GB浓度的升高而增加。干旱期间，对照与GB处理组叶片脯氨酸含量呈增长趋势。轻度干旱（D1）时，与对照相比，G50、G100和G200依次较对照增加了1.89，1.88和2.41倍；中度干旱（D2）时各组之间无显著差异；至严重干旱（D3），处理组叶片脯氨酸含量大幅度提高，其中G50增至对照的2.13倍，G100和G200依次增加为对照的2.03和1.39倍，均达显著差异（P＜0.05）。复水（R）后，脯氨酸含量逐渐降低，其中对照降幅度最低（11.67%），处理组随GB浓度的升高依次降低了39.23%、36.94%和49.73%。说明匍匐翦股颖本身具有良好的渗透调节能力与自我修复能力。

2.6 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片可溶性蛋白含量的影响

如图6，GB处理3d后（D0），处理组叶片可溶性蛋白含量随处理浓度的提高依次增加为对照的2.65，2.71和1.62倍（P＜0.05）。说明GB诱导了大量蛋白质的合成与积累。干旱胁迫过程中，对照叶片可溶性蛋白含量呈逐渐上升趋势；而GB处理后可溶性蛋白含量在干旱初期基本保持不变，当水分进一步亏缺至严重干旱（D3），G50比对照增加49.64%，G100和G200依次比对照增加了22.54%和21.58%。复水（R）后，各组可溶性蛋白含量逐渐降至干旱前的水平，其中对照降幅最低（34.53%）；G50降幅最高（47.92%），G100和G200降幅分别为39.53%和38.86%。

图6 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片可溶性蛋白含量的影响Fig.6 Effects of glycine betaine（GB）on leaf soluble protein content of creeping bentgrass under drought stress and rehydration conditions

2.7 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片丙二醛含量的影响

GB处理3d后（D0），不同浓度处理的叶片MDA含量变化不大并与对照差异不显著（图7）。干旱胁迫开始后，与D0相比，对照叶片 MDA含量随干旱程度的加剧依次增加了29.94%（D1）、68.18%（D2）和84.02%（D3），GB处理组增幅均小于对照并以G100最低（依次为8.52%、24.46%和40.00%），G50和G200效果次之，且在干旱后期才作用显著。该结果表明，适宜的GB处理能降低干旱胁迫对匍匐翦股颖造成的膜脂过氧化强度。复水（R）后，各组叶片MDA含量迅速下降至干旱前的水平。其中，对照下降了34.27%，降幅最大，而GB处理组降幅较小。

2.8 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片超氧化物歧化酶（SOD）活性的影响

如图8所示，GB预处理3d后（D0），对照与GB处理组的匍匐翦股颖叶片SOD活性基本保持一致。干旱胁迫期间，对照叶片SOD活性呈增长趋势，施加GB后增幅明显提高。干旱初期以G100效果最明显，轻度干旱（D1）和中度干旱（D2）时，G100处理SOD活性分别比对照增加了18.59%和31.25%；至严重干旱（D3）时，G50、G100和G200依次比对照增加11.01%，47.42%和6.47%，其中 G100与对照达差异显著（P＜0.05）。复水后（R），各组SOD活性均有所降低，但依然高于干旱前的水平，且GB处理后的叶片SOD活性高于对照。

2.9 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片过氧化氢酶（CAT）活性的影响

喷施GB 3d后（D0），GB处理显著提高了叶片 CAT活性（P＜0.05），G50，G100和 G200平均增加为对照的1.84，2.71和2.61倍（图9）。干旱胁迫期间，叶片CAT活性呈增长趋势，与对照相比GB处理组增幅较大，G50在各干旱时期（D1，D2，D3）依次比对照增加了0.48，0.70和0.32倍，而 G100处理依次增加了1.11，0.83和0.43倍，G200处理效果不明显。复水（R）后，CAT活性出现不同程度的下降，GB处理组几乎降至干旱前的水平，而对照降幅较低，且比干旱前增加了1.84倍。这进一步证明了匍匐翦股颖自身具备较强的抗氧化能力与自我调节能力，且复水过程使匍匐翦股颖积累了更多的抗旱性。

2.10 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片过氧化物酶（POD）活性的影响

如图10所示，GB预处理后（D0），各组叶片POD活性几乎无差别。干旱初期，各组POD活性缓慢增加，其中G100在轻度干旱（D1）时比对照增加34.91%（P＜0.05），其余各组与对照差异未达显著。至严重干旱（D3）时期，各组POD活性均大幅度提高，但GB处理与对照差异不显著。复水（R）后，各组POD活性有所降低但高于干旱前的水平，其中G50比对照增加14.6%，达显著差异（P＜0.05）。

图7 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片丙二醛含量的影响Fig.7 Effects of glycine betaine（GB）on leaf malondialdehyde content of creeping bentgrass under drought stress and rehydration conditions

图8 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片SOD活性的影响Fig.8 Effects of glycine betaine（GB）on activities of superoxide dismutase（SOD）in leaves of creeping bentgrass under drought stress and rehydration conditions

图9 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片CAT活性的影响Fig.9 Effects of glycine betaine（GB）on activities of catalase（CAT）in leaves of creeping bentgrass under drought stress and rehydration conditions

图10 外源甜菜碱对干旱胁迫及复水条件下匍匐翦股颖叶片POD活性的影响Fig.10 Effects of glycine betaine（GB）on activities of peroxidase（POD）in leaves of creeping bentgrass under drought stress and rehydration conditions

3 讨论

干旱降低了植物体内的水分平衡，进而影响植物体正常的生理生化功能。植物叶片相对含水量的变化可以直观反映植物体内水分含量，因此相对含水量可作为植物遭受逆境胁迫伤害程度的指标［27］。草坪的坪观质量可以直接反映草坪的生长状况。本研究中，外源GB明显缓解了匍匐翦股颖叶片相对含水量的下降，并在复水后使其快速上升并依然高于对照，这与坪观质量的结果相一致。说明GB提高了植物细胞的渗透调节能力，减轻和修复叶片的受损，使匍匐翦股颖在复水后积累了更多对干旱逆境的防御能力，提高了匍匐翦股颖的抗旱能力。

叶绿素是植物光合作用过程中负责吸收和转换光能的重要色素，干旱胁迫导致植物叶片失水，进而影响叶绿素的生物合成，并促进已合成的叶绿素分解［28］。本研究发现，GB处理能够显著提高干旱胁迫条件下匍匐翦股颖叶绿素含量。Kel等［2］在干旱及盐胁迫条件下对番茄（Lycopersiconesculentum）叶面喷施GB也得到类似结果。研究认为，外施GB能够保护和修复干旱胁迫对光系统II（PSII）的损伤［2，29］，提高叶绿素psbA基因的表达，加快受损光合蛋白D1的周转［30］。也有研究认为，脱落酸、GB等内源激素的增加能够阻止叶绿素的分解［31］，而外施GB促进了干旱胁迫过程中相关内源激素的合成［11，32］，从而缓解了叶绿素的降解。

研究表明，植物可以通过积累渗透调节物质如脯氨酸等，降低细胞渗透势，提高细胞吸水能力，维持细胞膨压，同时能够稳定酶和一些蛋白复合物等生物大分子的结构和功能，从而抵御干旱胁迫［2］。本试验中，GB预处理显著促进了干旱胁迫中匍匐翦股颖叶片脯氨酸的积累，并在复水后使其依然维持较高水平，其中100mmo／L处理浓度效果最佳。本研究中，干旱胁迫同时造成匍匐翦股颖叶片可溶性蛋白含量的下降，外施GB提高了可溶性蛋白含量并高于对照，这与Iqbal等［10］的研究结果一致。说明干旱胁迫抑制了部分蛋白质的合成，而GB可能诱导合成了更多对干旱更稳定的耐旱蛋白，使蛋白质的合成依然大于分解。同时，可溶性蛋白也可以提高细胞渗透势，从而提高匍匐翦股颖的抗旱性。

植物在干旱胁迫下生成大量活性氧，引起活性氧清除系统平衡的破坏和膜脂过氧化作用［1，33－34］。SOD、CAT和POD是抗氧化调节系统中的关键酶，清除植物体因环境胁迫生成的过多氧化产物和阻止自由基的形成。SOD是超氧阴离子的清除剂，通过催化超氧阴离子发生歧化反应，生成H2O2和O2；CAT可以清除高浓度的H2O2，将H2O2转化为H2O和O2；而POD主要作用于低浓度的H2O2。这3种酶在植物体内通过合理调节抗氧化系统，在植物应对干旱等胁迫过程中发挥着重要作用［33，35－36］。本研究发现，抗氧化酶活性随着干旱程度的加剧而升高，而复水后酶活性迅速降低，说明缺水是抗氧化酶活性的调控因子之一。干旱胁迫过程中，与对照相比GB处理提高了抗氧化酶活性，其中对SOD和CAT活性影响较为显著，并以100mmol／L处理效果最好。以SOD为例，干旱中后期（D2，D3），对照叶片SOD活性几乎保持不变，说明酶活性达到饱和，而GB处理后酶活性进一步提高，表明外源GB处理可以提高抗氧化酶活性，有利于清除匍匐翦股颖体内过多的活性氧，减缓了干旱胁迫对植物细胞的过氧化伤害，从而维持了膜系统的完整［35－36］。这可能与GB作为分子伴侣在渗透胁迫下稳定抗氧化酶等生物大分子的结构和功能有关，也可能是由于GB参与了超氧阴离子非酶途径的清除，直接缓解了氧化损伤。复水后，叶片抗氧化酶活性依然保持较高水平，甚至高于干旱初期，说明干旱胁迫使匍匐翦股颖的抗旱性得到增强，同时GB处理后的叶片抗氧化酶活性依然保持较高水平，说明GB处理使匍匐翦股颖积累了更多的抗旱能力。

植物遭受环境胁迫时，自由基的大量积累会对细胞膜造成一定伤害，而电导率（EL）和膜脂过氧化产物（MDA）是检测细胞膜伤害程度的重要指标［37］。本试验中，外源GB的施加减缓了匍匐翦股颖叶片EL和MDA含量的升高，并在复水后使其依然维持较低水平，说明GB能够缓解干旱胁迫对匍匐翦股颖造成的膜脂过氧化反应，维持细胞膜的正常结构与功能，并且对于修复干旱对植物造成的损伤有一定作用。有文献报道，这种缓解作用归因于GB参与了干旱胁迫下植物体的抗氧化反应，从而降低了胁迫对植物造成的氧化损伤［38］。复水后，对照叶片EL依然小幅度上升而GB处理则基本不变，但是对照和GB处理组的MDA含量均出现大幅度下降，二者变化趋势有所差异说明MDA含量的降低不仅能够通过细胞膜的修复，复水处理可能诱发了其他清除MDA的途径。

此外本试验发现，GB对匍匐翦股颖抗旱性的调控呈现一定剂量效应，即在小于100mmol／L浓度GB处理时，抗旱性与浓度的增加表现为正相关，而施加更高浓度的外源GB时，并没有继续提高匍匐翦股颖的抗旱性。说明过高浓度的GB可能对匍匐翦股颖造成一定的渗透胁迫，不利于匍匐翦股颖的正常生长。

4 结论

综上所述，外施适宜浓度的GB可以缓解干旱胁迫对匍匐翦股颖造成的不利影响，并且使匍匐翦股颖在复水后部分或全部恢复干旱所造成的损伤，从而积累了更多对干旱逆境的防御能力，使匍匐翦股颖更好地适应多变低水环境，这对于提高匍匐翦股颖的耐旱性具有实践性意义，且本试验发现100mmol／L浓度的GB效果最好。从最终研究结果来看，GB之所以能够较好的调控匍匐翦股颖抗旱性，一方面在于维持了匍匐翦股颖叶片细胞较高的渗透调节作用，以保证水分的合理利用，另一方面在于它能够提高匍匐翦股颖抗氧化代谢能力，及时清除干旱胁迫过程中产生的过量活性氧。虽然其作用机理已被初步揭示，但GB参与的抗旱代谢途径以及与GB有关的抗旱调控物质的具体作用还有待进一步研究。

Reference：

［1］Reddy A R，Chaitanya K V，Vivekanandan M.Drought－induced responses of photosynthesis and antioxidant metabolism in higher plants.Journal of Plant Physiology，2004，161（11）：1189－1202.

［2］Kel P M，Rkk Inen J K，Somersalo S.Effect of glycine betaine on chloroplast ultrastructure，chlorophyll and protein content，and rubpco activities in tomato grown under drought or salinity.Biologia Plantarum，2000，43（3）：471－475.

［3］Asada K.The water－water cycle in chloroplasts：scavenging of active oxygens and dissipation of excess photons.Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology，1999，50：601－639.

［4］Yu L，Liu Y H，Zhou L P，etal.A study on the changes of ascorbic acid and related physiological indexes in different cultivars ofZoysiaunder drought stress.Acta Prataculturae Sinica，2013，22（4）：106－115.

［5］Liu F H，Guo Y，Gu D M，etal.Salt tolerance of transgenic plants with BADH cDNA.Acta Genetica Sinica，1997，（1）：56－60.

［6］Liang Z，Luo A L.Betaine and betaine synthetase.Plant Physiology Communications，1995，（1）：1－8.

［7］Sakamoto A，Murata N.Genetic engineering of glycine betaine synthesis in plants：current status and implications for enhancement of stress tolerance.Journal of Experimental Botany，2000，51（342）：81－88.

［8］Ashraf M，Foolad M R.Roles of glycine betaine and proline in improving plant abiotic stress resistance.Environmental and Experimental Botany，2007，59（2）：206－216.

［9］Agboma P C，Sinclair T R，Jokinen K，etal.An evaluation of the effect of exogenous glycine betaine on the growth and yield of soybean：timing of application，watering regimes and cultivars.Field Crops Research，1997，54（1）：51－64.

［10］Iqbal N，Ashraf Y，Ashraf M.Modulation of endogenous levels of some key organic metabolites by exogenous application of glycine betaine in drought stressed plants of sunflower（HelianthusannuusL.）.Plant Growth Regulation，2011，63（1）：7－12.

［11］Huang Y C，Li J M，Duan L S，etal.Drought resistance of maize seedlings induced by betaine.Journal of Maize Sciences，2011，19（1）：95－100.

［12］Lv S，Yang A，Zhang K，etal.Increase of glycine betaine synthesis improves drought tolerance in cotton.Molecular Breeding，2007，20（3）：233－248.

［13］Xin J N，Han L B，liu J，etal.Transformation of kentucky Bluegrass（PoapratensisL.）by particle bombardment.China Biotechnology，2006，26（8）：10－14.

［14］Liang T B，Zhang J L，Tian L，etal.Effects of exogenous glycine betaine and proline on antioxidant metabolism of flue－cured tobacco under drought stress.Tobacco Science ＆ Technology，2013，（2）：68－71.

［15］Muhammad Aown Sammar Raza M F S，Ashraf M Y，Ali A，etal.Glycine betaine applied under drought improved the physiological efficiency of wheat（TriticumaestivumL.）plant.Soil ＆Environment，2012，31（1）：67－71.

［16］Sun J X.Turf Science［M］.Beijing：China Agriculture Press，1995.

［17］Turgeon A J.Turfgrass Management（4th Ed）［M］.Upper Saddle River，NJ：Prentice－Hall，1996.

［18］Hu L，Hu T，Zhang X，etal.Exogenous glycine betaine ameliorates the adverse effect of salt stress on perennial ryegrass.Journal of the A－merican Society for Horticultural Science，2012，137（1）：38－46.

［19］Blum A，Ebercon A.Cell membrane stability as a measure of drought and heat tolerance in wheat.Crop Science，1981，21：43－47.

［20］Liu J X，Wang X，Wang R J，etal.Photosynthetic physiological response of lolium perenne to NaHCO3stress.Acta Prataculturae Sinica，2012，21（3）：184－190.

［21］Zhang D Z，Wang P H，Zhao H X.Determination of the content of free proline in wheat leaves.Plant Physiology Communications，1990，4：62－65.

［22］Bradford M M.A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein－dye binding.Analytical biochemistry，1976，72：248－254.

［23］Dhindsa R S，Plumb－Dhindsa，Thorpe T A.Leaf senescence：correlated with increased levels of membrane permeability and lipid peroxidation，and decreased levels of superoxide dismutase and catalase.MedSci Entry for Journal of Experimental Botany，1981，32：93－101.

［24］Zhang J X，Kirkham M B.Enzymatic responses of the ascorbate－glutathione cycle to drought in sorghum and sunflower plants.Plant Science，1996，2（113）：139－147.

［25］Chance B，Maehly A C.Assay of catalase and peroxidase.Methodes in Enzymology，1955，2：764－775.

［26］Liu Z Q，Zhang S C.Plant Resistance Physiology［M］.Beijing：China Agriculture Press，1994：369－382.

［27］Costa M A，Pinheiro H A，Shimizu E S C，etal.Lipid peroxidation，chloroplastic pigments and antioxidant strategies inCarapaguianensis（Aubl.）subjected to water－deficit and short－term rewetting.Trees，2010，24（2）：275－283.

［28］Zhang J Z，Zhang Q Y，Sun G F，etal.Effects of drought stress and re－watering on growth and photosynthesis of hosta.Acta Prataculturae Sinica，2014，23（1）：167－176.

［29］Ma Q，Wang W，Li Y，etal.Alleviation of photoinhibition in drought－stressed wheat（Triticumaestivum）by foliar－applied glycine betaine.Journal of Plant Physiology，2006，163（2）：165－175.

［30］Hou P F，Ma J Q，Zhao P F，etal.Effects of betaine on chloroplast protective enzymes and psbA gene expression in wheat seedlings under drought stress.Acta Agronomica Sinica，2013，39（7）：1319－1324.

［31］Xu Y F，Jin J W，Chen H，etal.Physiological mechanism of turfgrass shadow tolerance.Acta Agrestia Sinica，2011，19（6）：1064－1069.

［32］Wang G P，Li F，Zhang J，etal.Overaccumulation of glycine betaine enhances tolerance of the photosynthetic apparatus to drought and heat stress in wheat.Photosynthetica，2010，48（1）：30－41.

［33］Li Z，Peng Y，Su X Y.Physiological responses of white clover by different leaf types associated with anti－oxidative enzyme protection and osmotic adjustment under drought stress.Acta Prataculturae Sinica，2013，22（2）：257－263.

［34］Jia X J，Dong L H，Ding C B，etal.Effects of drought stress on reactive oxygen species and their scavenging systems in chlorophytum capense var.medio－pictum leaf.Acta Prataculturae Sinica，2013，22（5）：248－255.

［35］Dacosta M，Bingru H.Changes in antioxidant enzyme activities and lipid peroxidation for bentgrass species in response to drought stress.Journal of the American Society for Horticultural Science，2007，132（3）：319.

［36］Wani S H，Singh N B，Haribhushan A，etal.Compatible solute engineering in plants for abiotic stress tolerance－role of glycine betaine.Current Genomics，2013，14（3）：157－165.

［37］Yang Z，Yu J，Merewitz E，etal.Differential effects of abscisic acid and glycine betaine on physiological responses to drought and salinity stress for two perennial grass species.Journal of the American Society for Horticultural Science，2012，137（2）：96－106.

［38］He C，Zhang W，Gao Q，etal.Enhancement of drought resistance and biomass by increasing the amount of glycine betaine in wheat seedlings.Euphytica，2011，177（2）：151－167.

［4］俞乐，刘拥海，周丽萍，等.干旱胁迫下结缕草叶片抗坏血酸与相关生理指标变化的品种差异研究.草业学报，2013，22（4）：106－115.

［5］刘凤华，郭岩，谷冬梅，等.转甜菜碱醛脱氢酶基因植物的耐盐性研究.遗传学报，1997，（1）：56－60.

［6］梁峥，骆爱玲.甜菜碱和甜菜碱合成酶.植物生理学通讯，1995，（1）：1－8.

［11］黄义春，李建民，段留生，等.甜菜碱对玉米幼苗抗旱性的诱导效应.玉米科学，2011，19（1）：95－100.

［13］信金娜，韩烈保，刘君，等.基因枪转化法获得草地早熟禾（PoapratensisL.）转基因植株.中国生物工程杂志，2006，26（8）：10－14.

［14］梁太波，张景玲，田雷，等.干旱胁迫下外源甜菜碱和脯氨酸对烤烟抗氧化代谢的影响.烟草科技，2013，（2）：68－71.

［16］孙吉雄.草坪学［M］.北京：中国农业出版社，1995.

［20］刘建新，王鑫，王瑞娟，等.黑麦草对NaHCO3胁迫的光合生理响应.草业学报，2012，21（3）：184－190.

［21］张殿忠，汪沛洪，赵会贤.测定小麦叶片游离脯氨酸含量的方法.植物生理学通讯，1990，4：62－65.

［26］刘祖琪，张石诚.植物抗逆生理学［M］.北京：中国农业出版社，1994：369－382.

［28］张金政，张起源，孙国峰，等.干旱胁迫及复水对玉簪生长和光合作用的影响.草业学报，2014，23（1）：167－176.

［30］侯鹏飞，马俊青，赵鹏飞，等.外源甜菜碱对干旱胁迫下小麦幼苗叶绿体抗氧化酶及psbA基因表达的调节.作物学报，2013，39（7）：1319－1324.