志贺菌属整合子系统研究进展

梁蓓蓓，邱少富，宋宏彬，任玉红

志贺菌属整合子系统研究进展

梁蓓蓓，邱少富，宋宏彬，任玉红

志贺菌属（Shigella）是感染性腹泻的主要病原，对公共健康造成严重威胁，也给国家带来巨大的疾病负担。随着临床治疗上抗生素的不合理应用，志贺菌耐药问题越来越凸显，其中整合子-基因盒系统在其多重耐药性传播发展过程中起重要作用。以往单一针对志贺菌属整合子-基因盒系统的传播规律和流行特点的研究较少。本文拟对志贺菌属整合子系统及其耐药调控机制和耐药性的传播特点进行综述。

整合子类；志贺菌属；药物耐受性

志贺菌属是感染性腹泻的重要病原，可引起胃肠炎并进一步发展为黏液性血样腹泻。志贺菌属分痢疾志贺菌、福氏志贺菌、鲍氏志贺菌和宋内志贺菌4个群，除宋内志贺菌外，其余3个群又可分多个亚型[1]。全球每年因感染志贺菌死亡人数超过100万，在亚洲志贺菌病每年发病约9100万例，其中约41.4万例死亡[2]。随着抗生素的不合理使用，志贺菌对相关药物（包括氨苄西林、链霉素、甲氧苄啶/磺胺甲噁唑和四环素等）的耐药性也随之出现[3-4]，并出现了对氟喹诺酮类和头孢类抗生素的耐药性[5]。志贺菌的耐药性通过质粒、转座子、整合子和基因岛等可移动遗传元件的介导使其能在不同种属细菌间水平转移，其中整合子-基因盒系统在革兰阴性菌多重耐药性的传播发展过程中起重要作用[6]。本文重点对志贺菌携带的整合子类型与整合子抗性基因的调控机制进行综述。

1 整合子系统的结构

图1 整合子结构示意图Figure 1 Stucture of the integron

整合子是天然的克隆和表达的工具，可携带开放阅读框（open reading frame,ORF）并将其转化为功能性基因。整合子包括以下几部分：5′保守末端（conserved segament,CS）、可变区和3′CS（图1）。两端的5′CS和3′CS具有高度保守性，中间是由1个或多个耐药基因盒组成的可变区域。稳定的5′CS端包括整合酶基因intI、特异性重组位点attI和启动子，3′CS的结构则因整合子的类型不同而异[7]。整合酶intI属于酪氨酸结合酶，5′CS催化区中含有保守的氨基酸组合Arg146-Lys171-His277-Arg280-His/Trp303和亲核性酪氨酸Tyr312，此外，在整合酶基因intI中还含有1段约25个氨基酸长度的含α螺旋结构的保守区[8]。attI是外源性基因盒的整合位点，长度为40～70 bp，具有保守特异性。绝大多数基因盒都不含启动子，所以5′CS的启动子决定了耐药基因的表达。由于基因盒都按照从5′到3′的方向整合于attI位点，故启动子可使插入其中的基因盒得到共表达。在1类整合子中，启动子的变异体类型由其-35区和-10区之间间隔的碱基数目所决定[9]。大约有10%的1类整合子含有2个启动子，第2个启动子P2位于P1启动子下游90bp处，有2种变异体：在5′CS的-35区和-10区之间间隔17个碱基的是P2强变异体，属强启动子；间隔14个碱基的为P2弱变异体，不利于表达。在P1启动子的强度较弱时，基因盒的表达则主要依赖P2启动子（分为PcW和PcH1）的作用[10]。

可变区可以有1个或多个基因，每个基因都是1个独立的基因盒。整合子通过整合酶特异性重组位点的催化将基因盒从原来的基因序列中切除，同时将基因盒插入到attI与attC位点之间或2个attC位点之间[11]。基因盒是一种可移动的遗传因子，具有不同的大小和功能，但它们具有共同的结构，均拥有2个功能元件：1个碱基元件（59-be）和1个基因编码区。59-be位点又称为attC位点，由于第1个被发现的attC位点为59个碱基对，故常用“59-be位点”表示attC位点，但后来的研究证实attC位点的长度为57～141个碱基对。59-be位点是1个不完全的反向重复序列，可被DNA整合酶识别，因此特异性基因重组位点59-be位点是基因盒的重要组成部分。随着时间的发展，基因盒的种类和数量呈现出逐渐增加的趋势，在整合子上发现了许多新的基因盒及新的基因盒组合的结构[12]。

2 整合子系统的分类

整合子结构在细菌体内出现已久，环境菌中整合子的类型超过百种，临床上对1类整合子及其基因盒研究最多[13]。在志贺菌属中已发现了携带1类和2类整合子耐药基因盒的菌株。类型及耐药表型不同的志贺菌所携带的整合子类型也不尽相同。通过PCR和DNA测序技术，研究发现这2类整合子保守区之间的耐药基因类型具有规律性[14]。此外也有研究发现了在耐药志贺菌株中主要流行的耐药基因类型[15]（表1）。

表1 志贺菌属中的整合子类型Table 1 Types of the integrons in Shigella

2.1 1类整合子志贺菌属中的1类整合子分为典型1类整合子与非典型1类整合子。2种类型的整合子5′CS相似，有编码整合酶的基因intI1和启动子，但3′CS间存在差异。典型1类整合子3′CS区有3个开放读码框，即编码对季铵盐化合物和溴乙锭等消毒防腐剂耐药的基因（qacEΔ1）、对磺胺类耐药的基因（sulⅠ）和功能不明的ORF-5。非典型1类整合子的3′CS则表现为某些基因的插入或删除。其中典型1类整合子位于质粒上[16]，而非典型1类整合子则位于细菌染色体的Tn21转座子上[17]。国内外多地区的多重耐药志贺菌中都发现过1类和2类整合子，其中以2类整合子多见，1类整合子检出率相对较低[1]。Pan等[16]的研究提示12.9%的宋内志贺菌1类整合子检测呈阳性。他们在1类整合子阳性的菌株中主要发现了3种类型的基因盒组合序列，包括aadA2、dfrA17+aadA5和dfrA1+aadA1a，其中dfr和aad基因分别编码对甲氧苄啶和大观霉素/链霉素的耐药性，其研究提示有84.9%的福氏志贺菌和3.2%的宋内志贺菌中含有非典型1类整合子。这些菌株的非典型1类整合子通常携带blaoxa-30和aadA1基因盒，这2种基因盒通常结合出现，使志贺菌表现出对氨苄西林和链霉素的耐药性。Peirano等[18]的研究发现在福氏志贺菌中检测到的1类整合子包含2种基因盒：dfr17和aadA5，分别编码对甲氧苄啶和大观霉素/链霉素的耐药基因；在其收集的宋内志贺菌中检测的1类整合子则只含1个aadA1基因盒，编码对大观霉素/链霉素的耐药基因。这些在志贺菌中发现的基因盒序列也常常在临床及环境中的肠杆菌科细菌中出现，且其他菌属的肠杆菌科细菌的基因盒种类和组合也不尽相同[19]。说明耐药基因可以通过1类整合子的耐药基因盒在不同类型志贺菌甚至不同种属细菌之间发生水平转移。

2.2 2类整合子志贺菌属的2类整合子位于染色体的Tn7转座子上，其位置在glmS基因下游的attTn7区域。2类整合子的整合酶基因intI2具有缺陷性，这一缺陷型基因不能转化基因盒序列。因此与1类整合子相比，2类整合子可变区基因盒变化范围不大，主要为3个耐药基因盒的组合：编码对甲氧苄啶类耐药的基因dfr、编码对氨基糖苷类耐药的基因aad和编码对链丝霉素耐药的基因sat。2类整合子没有类似1类整合子的3′CS保守区，但却含5个编码张力蛋白的基因tns，可能与转座子的移动功能有关。其整合酶基因中插入1个终止密码子，该密码子是保守序列，无论是否携带不同的耐药基因盒，2类整合子的5′CS中都含有该终止密码子[20]。因此起初人们认为整合酶intI2无功能，但研究发现当intI2的终止密码子被编码氨基酸的其他密码子替代后就成为功能性intI2，虽不能从1类整合子中删去相似的基因盒，但在2类整合子中它既可删去也可插入自身的基因盒，其功能似乎依赖于其他整合酶的存在，其中intI1是首选。一些研究在宋内和福氏志贺菌中均发现2类整合子，但宋内志贺菌中出现的频率更高。在我国西南一所小学爆发的急性菌痢感染事件中，337株宋内志贺菌全部携带2类整合子，其中2株携带1类整合子，对7种抗生素表达耐药性[21]。Peirano等[18]在2类整合子阳性的志贺菌中发现了与Tn7转座子家族同源的dfrA1、sat和aadA1基因盒，分别表达对甲氧苄啶、链霉丝素和大观霉素/链霉素的耐药性。通过质粒接合试验发现，整合酶基因intⅠ1和耐药基因blaTEM会一起发生转移，耐药基因catA1和tet（B）也会同时发生转移。但质粒接合实验无法观察到2类整合子阳性菌株上整合酶基因intⅠ2的转移，这可证明2类整合子的位置不在接合质粒上。研究也证明2类整合子在宋内志贺菌中出现的概率更高，且2类整合子可以转移到福氏志贺菌体内。在Pan等[16]的研究中有80.6%的宋内志贺菌和87.9%的福氏志贺菌携带2类整合子，其中所有2类整合子阳性的菌株都携带dfrA1+sat1+aadA1基因盒的组合，这类基因盒组合可使细菌产生对甲氧苄啶和链霉素的耐药性。

2.3 整合子-基因盒系统志贺菌染色体或质粒上的1类整合子通常可编码对氨苄西林（oxa-1）、链霉素（aadA）、甲氧苄啶（dfrA）等药物的耐药性。2类整合子常出现在宋内志贺菌中，它起源于转座子Tn7，其携带的基因盒序列组合变化较小，通常由dfrA1、satA 1和aadA1组成。这些基因可表达对甲氧苄啶、链丝霉素和链霉素的耐药性。此外，还有一些其他的耐药基因盒如氯霉素耐药基因cat（编码氯霉素乙酰基转移酶）、苯唑西林耐药基因oxa、喹诺酮耐药基因qnr、红霉素耐药基因ere、利福平耐药基因arr和沙门基因岛SGI1等[22]。尽管仍有大部分基因盒功能尚未探明，但许多研究者仍然在不同的环境下收集了许多基因盒样本，试图探明基因盒在细菌进化过程中所起的作用以及对细菌适应力的影响[23-24]。表2为一些常见的整合子基因盒[25]。

表2 整合子的基因盒类型及其编码的蛋白Table 2 Gene cassettes and coding proteins of the integrons

3 整合子系统调控机制

为了适应环境中各种抗生素的出现，细菌进化出了许多维持生长的功能如产生灭活酶或钝化酶。产β-内酰胺酶、氨基糖苷类钝化酶和氯霉素乙酰转移酶等可使抗生素结构发生改变或失去活性；或产生识别特异性药物耐药基因的机制。整合子的识别机制可能是细菌增强适应力最有效的方法之一，整合子通过捕获并表达外源性基因，使耐药基因以水平方式在细菌中广泛传播。

3.1 一类整合子翻译的起始整合子是细菌基因组中的可移动遗传物质，携带特异性重组位点系统，可捕获耐药基因和其他类型的基因，并促进其转录和翻译，从而使细菌形成多重耐药性。例如6'-N-氨基糖苷腺苷酰基转移酶基因[aac（6′）-Ⅰb7]可依赖于整合子的翻译[26]。基因盒编码的aac（6′）-Ⅰb7变体可插入到整合子的attI位点，随着所在菌株的不同其相似度也不同。与6′-N-氨基糖苷腺苷酰基转移酶基因［aac（6′）-Ⅰb7］介导的耐药水平相比，其变体对耐药基因的表达量均不高。从它们相似的结构基因序列上游发现其都有一段特殊的翻译起始序列，可能缺少翻译的起始区域。由氨基糖苷乙酰转移酶决定的N端氨基酸序列可清楚地识别翻译的启动子。对于aac（6′）-Ⅰb7变体而言，其N端氨基酸序列由G276TG碱基决定，既不是翻译起始区域（translation initiation region,TIR）的一部分，也不与调节转录过程的二类启动子相连。GTG密码子并不位于TIR，而N端序列揭示这一基因由GTG密码子开始转录过程。在一些菌株中发现，与attI1位置有重叠的1个短小序列ORF-11在aac（6′）-Ⅰb7的转录的过程中起识别定点突变的作用。从乙酰转移酶-荧光素酶结合产物来看，当ORF-11和TIR同时被删除时，翻译效率至少下降80%。当ORF-11的启动子ATG失效，其核糖体结合假位点AGAGG序列的表达量也会减少超过60%。然而，当ORF-11编码的假定肽的氨基酸序列发生改变或ORF-11与aac（6′）-Ⅰb7之间距离加倍时，其表达的减少量就会显著下降。ORF-11和aac（6′）-Ⅰb7各自的启动子间大约有20 bp的距离，但ORF-11和aac（6′）-Ⅰb7之间却没有明确的区分位点，因为将ORF-11和这段间隔区一起删除与同时删除ORF-11和aac（6′）-Ⅰb7的影响相同。这说明aac（6′）-Ⅰb7的翻译依赖于ORF-11，但其对应的密码子却不明确。这些结果可以得出：在许多1类整合子的5′区有一小段插入的ORF，可使那些原本不能表达或低表达的耐药基因盒表达量增多，从而显著提高菌株的耐药水平。

3.2 抗性基因表达调控整合子之间的主要区别在于启动子序列与基因盒数量和顺序的不同。不同类型的整合子其启动子的结构和启动强度也不相同。整合子的5′CS存在2个启动区域，启动子的方向相反，一个是编码整合酶int基因的启动子Pint，另一个是编码基因盒的启动子P1和P2。P1和P2有不同的变异类型，目前发现P1有4种变异类型，P2有2种。在P1的4个变异体中，强P1变异体是TTGACA（-35）TAAACT（-10）,其转录水平是大肠埃希菌tac启动子转录水平的6倍，研究表明大肠埃希菌中P1的弱变异体如果结合1个P2，其活性会比tac启动子的活性高3倍[27]，同时可以看出启动子强度的不同可使基因盒介导的耐药水平差异20倍。大多数基因盒自身都不含启动子，有少数基因盒自身携带启动子,如与氯霉素耐药性有关的c mlA、cmlA2及qacF、aac（3′）-Ⅰb、ere基因等，这些抗性基因在表达时不受自身插入位置的限制以及5′CS端启动子的影响[28]。基因盒翻译的起始与P1和P2均有关系，但是当P1为弱变异体时，基因盒的表达则主要依赖P2启动子的作用。当有多个基因盒插入时，它们会共同依靠上游整合子5′CS的启动子来完成表达，形成一个类似操纵子的结构，在这种情况下，插入的多个基因盒中，最靠近启动子的基因盒表达水平最高，而下游的基因盒表达水平依次降低，即使同一个基因盒在同一个整合子的不同位点上其表达水平也不同。通过Northern（RNA）blots试验检测质粒上含有多种基因盒的菌株，发现翻译的原始序列不连续且长短不一，只有较长的翻译片段才含有末端基因。表明这些序列的翻译过程在每个基因盒的3′末端或3′末端附近终止，基因盒在翻译过程中存在转录提前终止的现象。因此，基因盒3′末端59-be的功能可能不仅仅是作为结合位点，还可能是转录的终止子[20]。

3.3 attC序列中插入的ORF许多携带耐药基因与attC位点（59-be）的基因盒可形成环形结构，其中attC位点可在基因盒的形态变化中发挥作用[29]。位点的长度为57～141 bp，当一些基因盒插入序列时，attC位点可在每个基因之间形成间隔。在1类整合子当中，基因盒的转录过程会按照attI1位点上游P1启动子的顺序依次开始。偶尔也会出现其他情况，比如P1启动子的下游存在一个强启动子P2，基因盒或插入序列自身携带了启动子，这时转录的过程便不会按照P1的顺序进行[30]。当整合子中含有多个基因盒时，P1位点与耐药基因之间的距离会影响基因盒与耐药水平的表达。最靠近5′CS端的抗性基因盒转录表达能力最强，下游插入的基因盒表达强度便逐渐减弱。这可能是由于基因盒3′端attC位点包含的不完全反向重复序列与非rho依赖型转录终止子的作用相似，其容易形成茎-环结构，使转录过程在基因盒的3′端提前终止，从而影响下游基因盒的表达。

非rho依赖型转录终止子主要表现为不稳定的发夹结构，其后有1个T-rich区[10]。由于基因盒3′端的结构并非典型的T-rich结构，所以attC核位点在转录终止中的作用不能确定。Jacquier等[6]的研究通过用含有突变且片段较长的attC位点替换blaIMP-8上的attC位点，检测依赖于整合子转录的aac（6′）-暴发b7基因，转录产物要么只是第1个基因盒，要么是第1个与第2个基因盒的组合。通过对野生型一类整合子In73构建质粒，研究发现attC位点可通过在RNA中形成环状构型阻碍转录时mRNA中核糖体的进程。在attC序列中插入一小段转录的ORF可通过转录终止再起始机制增强3′端基因的表达，这也说明在转录过程中存在阻碍作用。

4 总结

药物滥用及耐药基因的水平转移是造成志贺菌属产生抗生素耐药性的主要原因。在以前的报道中，2类整合子主要出现在宋内志贺菌中，而如今发现大量的福氏志贺菌也同时存在1类和2类整合子[31]。大多数整合子阳性的志贺菌其整合子对耐药表型仅有部分影响，且当整合子位于染色体上时也会在一定程度上限制耐药性的传播。但已有文献报道过非典型1类整合子、1类整合子和2类整合子可以在1株志贺菌中同时存在，这须要进一步研究整合子的插入机制，以及整合子介导的耐药性与其他耐药基因之间的关系，从而从源头控制志贺菌多重耐药性的广泛性传播。

[1]Shen Y,Qian H,Gong J,et al.High prevalence of antibiotic resistance and molecular characterization of integrons among Shigella isolates in Eastern China［J］.Antimicrob AgentsChemother, 2013,57(3):1549-1551.

[2]Bardhan P,Faruque AS,Naheed A,etal.Decrease in shigellosisrelated deaths without Shigella spp.-specific interventions,Asia［J］.Emerg Infect Dis.2010,16(11):1718-1723.

[3]曲芬，毛远丽.宋内志贺菌流行新趋势和耐药新特点［J］.传染病信息，2013，26(1):17-20.

[4]Mu YJ,Zhao JY,Luo Q,etal.Analysis of etiological surveillance results of Shigella spp between 2009 and 2010 in Henan province［J］.Zhonghua Yu Fang Yi Xue Za Zhi,2012,46(4):334-337.

[5]Goh K,Chua D,Beck B,etal.Arginine-dependent acid-resistance pathway in Shigella boydii［J］.Arch Microbiol,2011,193(3):179-185.

[6]Jacquier H,Zaoui C,Sanson-le Pors MJ,et al.Translation regulation of integrons gene cassette expression by the attC sites［J］.Mol Microbiol,2009,72(6):1475-1486.

[7]Sambe-Ba B,Seck A,Wane AA,et al.Sensitivity to antibiotics and genetic support to resistance of Shigella flexneri strains isolated in Dakar from 2001 to2010［J］.Bull Soc Pathol Exot,2013, 106(2):89-94.

[8]Ozmert EN,Orun E,Sengelen M,etal.Sensitivity and specificity ofbloody diarrhea in Shigella gastroenteritis［J］.Turk JPediatr,2010, 52(5):488-490.

[9]Papagiannitsis CC,Tzouvelekis LS,Miriagou V.Relative strengths of the class 1 integron promoter hybrid 2 and the combinations of strongand hybrid 1with an activep2 promoter［J］.AntimicrobAgents Chemother,2009,53(1):277-280.

[10]Jove T,Da Re S,Denis F,et al.Inverse correlation between promoter strength and excision activity in class 1 integrons［J］. PLoSGenetics,2010,6(1):e1000793.

[11]Odumosu BT,Adeniyi BA,Chandra R.Analysis of integrons and associated gene cassettes in clinical isolates ofmultidrug resistant Pseudomonasaeruginosa from Southwest Nigeria［J］.Ann Clin MicrobiolAntimicrob,2013,12:29

[12]Zhu Y,Yi Y,Yang X,etal.Discovery of new structure of class 1 integron in MDR Pseudomonas aeruginosa and its association with drug-resistance［J］.Wei ShengWu Xue Bao,2013,53(9):927-932.

[13]Rapa RA,Labbate M.The function of integron-associated gene cassettes in Vibrio species:the tip of the iceberg［J］.FrontMicrobiol, 2013,4:385

[14]Gassama Sow A,Aidara-Kane A,Barraud O,et al.High prevalence of trimethoprim-resistance cassettes in class 1 and 2 integrons in Senegalese Shigella spp isolates［J］.JInfectDev Ctries, 2010,4(4):207-212.

[15]Gu B,Pan S,Wang T,etal.Novel cassette arrays of integrons in clinical strains of Enterobacteriaceae in China［J］.Int JAntimicrob Agents,2008,32(6):529-533.

[16]Pan JC,Ye R,Meng DM,etal.Molecular characteristics of class 1 and class 2 integrons and their relationships to antibiotic resistance in clinical isolates of Shigella sonnei and Shigella flexneri［J］.JAntimicrob Chemother,2006,58(2):288-296.

[17]Dubois V,Parizano MP,Arpin C,et al.High genetic stability of integrons in clinical isolates of Shigella spp.of worldwide origin［J］.Antimicrob Agents Chemother,2007,51(4):1333-1340.

[18]Peirano G,Agerso Y,Aarestrup FM,etal.Occurrence of integrons and resistance genes among sulphonamide-resistant Shigella spp. from Brazil［J］.JAntimicrob Chemother,2005,55(3):301-305.

[19]Li B,Hu Y,Wang Q,etal.Structural diversity of class 1 integrons and their associated gene cassettes in Klebsiella pneumoniae isolates from a hospital in China［J］.PLoSOne,2013,8(9):e75805.

[20]Hansson K,Sundstrom L,Pelletier A,etal.IntI2 integron integrase in Tn7［J］.JBacteriol,2002,184(6):1712-1721.

[21]Xiao GG,Fan J,Deng JJ,et al.A school outbreak of Shigella sonnei infection in China:clinical features,antibiotic susceptibility andmolecularepidemiology［J］.Indian Pediatrics,2012,49(4):287-290.

[22]Charan J,Mulla S,Ryavanki S,et al.New Delhi Metallo-beta lactamase-1 containing enterobacteriaceae:origin,diagnosis,treatmentand public health concern［J］.Pan Afr Med J,2012,11:22.

[23]Elsaied H,Stokes HW,Yoshioka H,et al.Novel integrons and gene cassettes from a Cascadian submarine gas-hydrate-bearing core［J］.FEMSMicrobiol Ecol,2014,87(2):343-356.

[24]Koenig JE,Bourne DG,Curtis B,et al.Coral-mucus-associated Vibrio integrons in the Great Barrier Reef:genomic hotspots for environmental adaptation［J］.ISME J,2011,5(6):962-972.

[25]Ke X,Gu B,Pan S,etal.Epidemiology and molecularmechanism of integron-mediated antibiotic resistanc e in Shigella［J］.Arch Microbiol,2011,193(11):767-774.

[26]Hanau-Bergot B,Podglajen I,Casin I,et al.An intrinsic control element for translational initiation in class1 integrons［J］.Mol Microbiol,2002,44(1):119-130.

[27]Depardieu F,Podglajen I,Leclercq R,etal.Modes andmodulations ofantibiotic resistancegeneexpression［J］.ClinMicrobiolRev,2007, 20(1):79-114.

[28]Peters ED,Leverstein-van Hall MA,Box AT,et al.Novel gene cassettesand integrons［J］.Antimicrob Agents Chemother,2001,45 (10):2961-2964.

[29]MazelD.Integrons:agentsofbacterial evolution［J］.NatRevMicrobiol, 2006,4(8):608-620.

[30]Naas T,Mikami Y,Imai T,et al.Characterization of In 53,a class 1 plasmid-and composite transposon-located integronof Escherichia coli which carries an unusual array of gene cassettes［J］.JBacteriol, 2001,183(1):235-249.

[31]Zhu JY,Duan GC,Yang HY,et al.Atypical class 1 integron coexistswith class 1 and class 2 integrons in multi-drug resistant Shigella flexneri isolates from China［J］.Curr Microbiol,2011,62 (3):802-806.

（2014-09-09收稿 2014-09-27修回）

（责任编委 王永怡 本文编辑 陈玉琪）

Research advances in the integrons in Shigella

LIANG Bei-bei,QIU Shao-fu,SONG Hong-bin,REN Yu-hong
College of Animal Science and Veterinary Medicine of Shanxi Agricultural University,Jinzhong,Shanxi030800,China
*

,E-mail:renyuhong1963@163.com

Shigella is an important pathogen of infectious diarrhea.It is not only a huge burden of disease to the country,but also a serious threat to public health.With the unrational of antibiotics in clinical practice,the problem caused by the isolates of multidrug resistant Shigella has become more and more prominent.Integrons are ancient structures present in bacteria from the broader environment.However,there is still a significant lack of knowledge on how integron-gene cassettes in Shigella species spread and become epidemic.The authors aim to summarize the work of previous studies and make a deeper understanding on the epidemiology and molecularmechanism of integron-mediated antibiotic resistance in Shigella.

integrons;Shigella;drug resistance

S852.6

A

1007-8134(2014)06-0377-05

国家“十二五”科技重大专项（2013ZX10004607）；国家自然科学基金（81371854、81373053）

030800晋中，山西农业大学动物科技学院（梁蓓蓓、任玉红）；100071北京，解放军军事医学科学院疾病预防控制所（邱少富、宋宏彬）

任玉红，E-mail:renyuhong1963@163.com