炎性反应在骨关节炎软骨退变中的作用

郑 洁，王瑞辉，寇久社

(陕西中医学院 1.针灸推拿系；2.第二附属医院 康复针灸科，陕西 咸阳 712046)

短篇综述

炎性反应在骨关节炎软骨退变中的作用

郑 洁1*，王瑞辉1，寇久社2

(陕西中医学院 1.针灸推拿系；2.第二附属医院 康复针灸科，陕西 咸阳 712046)

慢性炎性反应是骨关节炎软骨破坏的一个主要原因。骨关节炎性环境下，软骨细胞异常活跃，细胞外基质重塑加快，引起软骨细胞生物力学环境的改变，进而推动病理进程。细胞外基质成分和结构的异常改变干扰骨髓间充质干细胞的成软骨分化，从而使软骨的修复无法进行。

骨关节炎; 炎性反应；细胞外基质；软骨细胞；骨髓间充质干细胞

骨性关节炎(Osteoarthritis, OA)是一种累及关节软骨、软骨下骨、滑膜和韧带等关节周围多种组织的退行性疾病。由于病理机制不明确，目前没有有效方法可完全阻止OA的病理进程。多种因素可影响OA进程，其中包括持续存在的炎性反应和关节软骨磨损和(/或)创伤引起的关节生物力学环境的变化。骨关节炎性环境下，软骨细胞异常活跃，细胞外基质重塑加快，引起软骨细胞生物力学环境的改变，进而加速了OA进程。细胞外基质成分和结构的改变干扰了骨髓间充质干细胞(mesenchymal stem cells, MSCs)的成软骨分化，从而使软骨的修复无法进行。

本综述将重点关注炎性反应诱导的细胞外基质(extracellular matrix, ECM)重塑是如何干扰软骨细胞活动，进而阻止OA软骨自我修复的这一过程。

1 炎性反应诱导的ECM改变

1.1 OA中ECM合成的改变

ECM成分和结构的改变是OA进程的主要特征。

正常软骨基质主要由Ⅱ型胶原和蛋白聚糖组成，前者构成了软骨的支架，后者发挥着抗压和减振的作用。OA大鼠蛋白聚糖基因表达水平显著下调[1]。OA中蛋白聚糖以非聚集形式存在，改变了基质的渗透性和机械顺应性[2]。以聚集形式存在的蛋白聚糖的含量减少降低了软骨的抗压模量，使组织在负载时承受更大的压力。与此相反，胶原的合成率在OA初期升高并持续维持在高水平，但胶原成分由原来的Ⅱ型转变为Ⅰ型(主要存在于软骨下骨)[3]，基质胶原成分的这种变化影响了ECM网络的机械稳定性。这些ECM组成及结构的变化逐步改变了对软骨细胞活动具有重要调节作用的生物及机械微环境。

1.2 炎性反应诱导的ECM改变

OA进程中，炎性反应在ECM数量与质量的改变过程中发挥了积极作用。机械损伤和(/或)增龄性磨损引发了包括关节软骨、滑膜、软骨下骨和韧带等多种组织的系统性炎性反应[4]。炎性环境下，软骨细胞分解代谢加快，最终导致软骨ECM的降解[5]。与软骨破坏相关的多种炎性基因在OA大鼠膝关节的表达相继上调[1]。这些炎性因子可增加基质金属蛋白酶(MMPs)和蛋白聚糖酶的表达量[6- 7]。细胞聚集的增加是OA早期阶段软骨细胞典型的形态特征，这一过程伴随着MMP-13的高表达[8]。糖基化终产物受体在OA软骨细胞表达的上调可刺激MAP激酶和核转录因子κB (NF-κB)的活性，进而使MMP-13的合成增加，加速软骨基质的分解代谢[9]。在软骨基质降解的同时，炎性介质还介导了转化生长因子-β(transforming growth factor β, TGF-β)、sry基因型高迁移率组盒9 (SOX9)、胰岛素样生长因子(insulin-like growth factor, IGF)和结缔组织生长因子(connective tissue growth factor, CTGF)等参与软骨基质合成的转录因子的表达下调[1]。腱糖蛋白-C (Tenascin-C, TN-C)是ECM中的一种糖蛋白，参与组织损伤和修复过程，OA患者膝关节液中TN-C浓度显著升高，并参与诱导炎性介质和促进ECM降解[10]。OA进程中关节软骨和半月板中双链蛋白聚糖碎片及髋和膝关节液中纤连蛋白碎片的含量增加[11]。蛋白聚糖和纤连蛋白均可通过激活toll样受体(toll-like receptor, TLR)发挥促炎效应[12]。可见，炎性反应诱导的基质蛋白酶表达上调和软骨细胞ECM合成下调共同作用，促进软骨基质降解，加速了OA进程。除以上作用，慢性炎性反应还可诱导细胞死亡。健康人软骨细胞经OA患者关节滑液诱导后，软骨细胞中白介素-6(IL-6)、 IL-8、单核细胞趋化蛋白-1 (MCP-1)和血管内皮生长因子(VEGF)等细胞因子表达量明显上调，且软骨细胞凋亡速度明显加快[5]。

2 ECM变化对关节软骨细胞的影响

炎性环境下，ECM成分和结构的变化引起软骨细胞基质微环境改变，进而推动了软骨细胞的分解代谢，最终导致软骨破坏。OA进程中，基质代谢不平衡(基质降解大于合成)和非软骨性ECM的形成导致软骨的机械顺应性不断下降。ECM局部硬化灶的增加对软骨细胞活动具有抑制作用。软骨细胞可感受基质硬化并改变其细胞表型，导致不同类型ECM(如Ⅱ型胶原合成减少，Ⅰ型胶原合成增加)的生成[13- 15]。适当的基质硬化可促进软骨细胞SOX9, Ⅱ型胶原α1链 (COL2α1)和蛋白聚糖的基因表达，而过高或过低的基质硬化可通过TGF-β信号通路诱导细胞向纤维软骨细胞表型分化[13]。OA软骨基质成分的变化不仅能影响软骨细胞的机械环境，还可改变软骨基质蛋白与软骨细胞间的相互作用。母系蛋白-3(Matrilin-3, MATN3)是健康软骨基质的一种组成成分，有溶解和凝固两种形式，凝固形MATN3有助于ECM合成和堆积，溶解形MATN3可使人软骨细胞分解代谢增加，合成代谢减少[16]。OA患者关节软骨MATN3表达上调且关节液MATN3含量显著升高[16- 17]，提示MATN3可改变软骨细胞的活动。这一结果表明，通过与软骨细胞的相互作用及改变软骨细胞的机械环境，ECM直接或间接的参与了OA进程。软骨钙化是OA的一个重要特征，并随OA严重程度的加重而增多，研究显示，软骨钙化与肥大软骨细胞分化密切相关[18]。纤维连接蛋白是另一影响软骨细胞代谢的基质成分，基质纤维连接蛋白含量与软骨细胞凋亡呈显著正相关[19]。以上结果表明，ECM的改变引起基质合成下降、分解增加，软骨细胞凋亡，加速了OA的病理进程。

3 OA炎性环境对MSCs成软骨分化的影响

在特定环境下，MSCs可向骨、软骨和脂肪等多种间质组织分化，在骨质破坏的修复中发挥重要作用。软骨下骨骨髓中MSCs距关节软骨较近，加之其具有成软骨分化的能力，因此可能成为软骨修复的细胞来源。但关节炎性反应、ECM结构改变以及损伤软骨生物力学环境的变化均对MSCs的软骨分化造成影响。研究表明，IL-1β和TNF-α等多种炎性细胞因子除影响原有软骨细胞的自稳功能，还可干扰MSCs的成软骨分化[20- 21]。在OA滑膜来源的条件培养基中，人MSCs的成软骨分化受到抑制[22]。这些炎性因子抗软骨生成的作用是通过激活NF-κB信号通路实现的。可见，OA软骨的炎性条件可抑制MSCs的成软骨分化，进而阻止了损伤软骨的再生修复。

4 ECM改变对MSCs软骨分化的影响

OA中ECM成分的变化同样也影响了MSCs的成软骨分化。随着OA的进展，软骨细胞Ⅰ型胶原合成增多，Ⅱ型胶原合成减少。这一变化将影响到MSCs向软骨细胞分化，与Ⅰ型胶原相比，Ⅱ型胶原对细胞形态的调节作用更有利于诱导软骨形成[23]。不仅如此，ECM机械特性的变化 (蛋白聚糖流失引起的基质硬化)通过对细胞形态的调节也干扰了MSCs的成软骨分化[24]。与硬度较高的机械环境相比，柔软的机械环境更有利于MSCs的软骨分化。有人用不同硬度的聚丙烯酰胺水凝胶作为培养基培养人MSCs，观察机械环境对MSCs软骨分化的影响，结果发现不论初始细胞接种密度如何，较软的凝胶培养基更有利于人MSCs向软骨细胞分化[25]。这一研究充分说明，细胞与基质的相互作用在MSCs成软骨分化过程中的重要性。由此可见，OA中ECM构成及机械特性的改变极大限制了MSCs的成软骨分化，从而抑制损伤软骨的再生修复。

5 小结

综上所述，在慢性炎性反应及异常基质环境中，软骨细胞向肥大细胞表型转变，导致非软骨性ECM的合成。炎性反应下ECM的变化及软骨基质的降解，加快了生物力学环境改变带来的软骨退变过程。通过影响固有关节软骨细胞以及软骨下骨MSCs对损伤软骨的修复，炎性因子和ECM成分的异常改变推动了OA的病理进程。这样，炎性环境下ECM的改变与细胞功能的变化相互影响，形成了一个推动OA病理进展的正反馈环。

[1] Nam J, Perera P, Liu J,etal. Sequential alterations in catabolic and anabolic gene expression parallel pathological changes during progression of monoiodoacetate-induced arthritis[J]. PLoS ONE, 2011, 6: e24320.doi:10.1371/journal.pone.0024320.

[2] Sun Y, Mauerhan DR, Kneisl JS,etal. Histological examination of collagen and proteoglycan changes in osteoarthritic menisci[J]. Open Rheumatol J, 2012, 6: 24- 32.

[3] Lahm A, Mrosek E, Spank H,etal. Changes in content and synthesis of collagen types and proteoglycans in osteoarthritis of the knee joint and comparison of quantitative analysis with photoshop-based image analysis[J]. Arch Orthop Trauma Surg, 2010, 130: 557- 564.

[4] Goldring MB. Articular cartilage degradation in osteoarthritis[J]. HSS J, 2012, 8:7- 9.

[5] Hoff P, Buttgereit F, Burmester GR,etal. Osteoarthritis synovial fluid activates pro-inflammatory cytokines in primary human chondrocytes[J]. Int Orthop, 2013, 37:145- 151.

[6] Troeberg L, Nagase H. Proteases involved in cartilage matrix degradation in osteoarthritis[J]. Biochim Biophys Acta, 2012,1824:133- 145.

[7] Kaspiris A, Khaldi L, Grivas TB,etal. Subchondral cyst development and MMP-1 expression during progression of osteoarthritis: an immunohistochemical study[J]. Orthop Traumatol Surg Res, 2013, 99:523- 529.

[8] Hasegawa A, Nakahara H, Kinoshita M,etal. Cellular and extracellular matrix changes in anterior cruciate ligaments during human knee aging and osteoarthritis[J]. Arthritis Res Ther, 2013, 15: article R29.doi:10.1186/ar4165.

[9] Frank S, Peters MA, Wehmeyer C,etal. Regulation of matrixmetalloproteinase-3 and matrixmetalloproteinase-13 by SUMO-2/3 through the transcription factor NF-kappaB[J]. Ann Rheum Dis, 2013, 72:1874- 1881.

[10] Patel L, Sun W, Glasson SS,etal. Tenascin-C induces inflammatory mediators and matrix degradation in osteoarthritic cartilage[J]. BMC Musculoskeletal Disorders, 2011, 12: article 164. doi: 10.1186/1471-2474-12-164.

[11] Melrose J, Fuller ES, Roughley PJ,etal. Fragmentation of decorin, biglycan, lumican and keratocan is elevated in degenerate human meniscus, knee and hip articular cartilages compared with age-matched macroscopically normal and control tissues[J]. Arthritis Res Ther, 2008,10: article R79.doi: 10.1186/ar2453.

[12] Fan L, Wang Q, Liu R,etal. Citrullinated fibronectin inhibits apoptosis and promotes the secretion of pro-inflammatory cytokines in fibroblast-like synoviocytes in rheumatoid arthritis[J]. Arthritis Res Ther, 2012, 14: article R266.doi:10.1186/ar4112

[13] Allen JL, Cooke ME, Alliston T. ECM stiffness primes the TGFbeta pathway to promote chondrocyte differentiation[J]. Mol. Biol. Cell, 2012, 23: 3731- 3742.

[14] Schuh E, Kramer J, Rohwedel J,etal. Effect ofmatrix elasticity on the maintenance of the chondrogenic phenotype[J]. Tissue Eng Part A, 2010, 16: 1281- 1290.

[15] Schuh E, Hofmann S, Stok KS,etal. The influence of matrix elasticity on chondrocytebehavior in 3D[J]. J Tissue Eng Regen Med, 2012, 6: 31- 42.

[16] Vincourt JB, Gillet P, Rat AC,etal. Measurement of matrilin-3 levels in human serum and synovial fluid using a competitive enzyme-linked immunosorbent assay[J]. Osteoarthritis & Cartilage, 2012, 20: 783- 786.

[17] Vincourt J, Etienne S, Grossin L,etal. Matrilin-3 switches from anti-to pro-anabolic upon integration to the extracellular matrix[J]. Matrix Biology, 2012, 31: 290- 298.

[18] Fuerst M, Bertrand J, Lammers L,etal. Calcification of articular cartilage in human osteoarthritis[J]. Arthritis & Rheumatism, 2009, 60: 2694- 2703.

[19] Thomas CM, Murray R, Sharif M. Chondrocyte apoptosis determined by caspase-3 expression varies with fibronectin distribution in equine articular cartilage[J]. Int J Rheum Dis, 2011, 14: 290- 297.

[20] Felka T, Schäfer R, Schewe B,etal. Hypoxia reduces the inhibitory effect of IL-1β on chondrogenic differentiation of FCS-free expanded MSC[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2009, 17:1368- 1376.

[21] Boeuf S, Graf F, Fischer J,etal. Regulation of aggrecanases from the ADAMTS family and aggrecan neoepitope formation duringinvitrochondrogenesis of human mesenchymal stem cells[J]. Eur Cell Mater, 2012, 23:320- 332.

[22] Heldens GTH, Blaney Davidson EN, Vitters EL,etal. Catabolic factors and osteoarthritis-conditioned medium inhibit chondrogenesis of human mesenchymal stem cells[J]. Tissue Eng A, 2012, 18: 45- 54.

[23] Lu Z, Doulabi BZ, Huang C,etal. Collagen type II enhances chondrogenesis in adipose tissuederived stem cells by affecting cell shape[J]. Tissue Eng A,2010, 16:81- 90.

[24] Nam J, Johnson, Lannutti JJ,etal. Modulation of embryonic mesenchymal progenit J or cell differentiation via control over pure mechanical modulus in electrospunnanofibers[J]. Acta Biomaterialia, 2011, 7:1516- 1524.

[25] Xue R, Li JY, Yeh Y,etal. Effects of matrix elasticity and cell density on human mesenchymal stem cells differentiation[J]. J Orthop Res, 2013, 31: 1360- 1365.

The role of inflammation in degeneration of arthritic cartilage in osteoarthritis

ZHENG Jie1*, WANG Rui-hui1, KOU Jiu-she2

(1.Dept. of Acupunture and Moxibustion; 2.Dept. of Acupuncture & Rehabilitation of the Second Affiliated Hospital,Shan’xi Universtiy of Chinese Medicine， Xianyang 712046, China)

Chronic inflammation is one of the major causes of cartilage destruction in osteoarthritis. During the progression of osteoarthritis, extracellular matrix of cartilage (ECM) is actively remodeled by chondrocytes in inflammatory conditions. This alteration of ECM, in turn, changes the biomechanical environment of chondrocytes, which further drives the progression of the disease in the presence of inflammation. The changes in ECM composition and structure also prevent participation of mesenchymal stem cells in the repair process by inhibiting their chondrogenic differentiation.

osteoarthritis; inflammation; extracellular matrix; chondrocytes; esenchymal stem cells

2013- 10- 16

2013- 11- 22

陕西省中医康复学重点学科建设项目(陕中医药发[2011]46号)

*通信作者(correspondingauthor)： 15005178161@163.com

1001-6325(2014)08-1146-04

R 683

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