星形胶质细胞在听觉形成及听觉中枢重塑中的作用*

陈祖华 张志敏 综述 杨琨 审校

星形胶质细胞(astrocyte,Ast)为中枢神经系统中一类具有辐射状星形突起的细胞群体，是神经胶质细胞的主要类型。星形胶质细胞在中枢神经系统的作用体现在以下方面：通过神经元细胞间隙中离子浓度的改变调节神经元的兴奋性[1]；通过缝隙连接与神经元相互作用，并分泌多种神经活性物质，促进神经元的发育[2]；利用神经活性氨基酸载体，调控突触间隙神经递质的摄取与清除，维持神经元间突触传递效能[3]；诱导成年神经干细胞的神经发生及突触形成[4]；参与中枢神经系统感觉信息处理[5]。近年来的研究发现，星形胶质细胞在听觉形成与听觉中枢重塑过程中有着不可或缺的作用。为此，本文对星形胶质细胞在听觉形成及听觉中枢重塑中的作用研究进展进行综述。

1 促进鸣禽类动物听觉脑干的成熟

鸣禽类动物低位脑干的听觉核团由位于延髓的巨细胞核(nucleus magnocellularis, NM)、角状核(nucleusamgularls,NA)及层状核(nucleus laminavis,NL)组成，前两者构成听觉上行通路的第一级中继站，后者则为第二级中继站，它们是禽类声源定位时计算双耳时差的重合探测器，禽类通过巨细胞核与层状核的双向传递完成听觉传入和声源定位。胶质纤维酸性蛋白(glial fibrillary acidic protein, GFAP)是星形胶质细胞所特有的细胞骨架蛋白，是后者公认的特征性标记物，在大脑受严重生理刺激及病理损害时，星形胶质细胞快速增殖，GFAP大量堆积，引起反应性胶质细胞肥大，这一过程可持续存在于任何受损部位[1]；与此同时，GFAP也是星形胶质细胞参与胶质瘢痕形成的重要物质基础。2008年Korn等[6]通过特异性抗体和组织学标记的方法，探究鸡胚脑干发育过程中胶质细胞的空间表达模式，发现GFAP阳性星形胶质细胞主要沿层状核的腹侧分布，其渗入层状核的时间介于突触发生之后成熟之前，且多个GFAP阳性细胞直接结合在巨细胞核—层状核的轴突和髓鞘碱性蛋白上，由此可推测，星形胶质细胞可促进听觉脑干中髓鞘的发生，进而促进听觉通路的成熟。

2011年Korn等[7]在研究星形胶质细胞分泌因子对层状核的调节作用时发现，树突形态改变与听觉脑干中星形胶质细胞表达GFAP的时间相吻合，前者主要表现为层状核外侧部初级树突的延长；另外，行层状核神经元的单染重复成像可发现，星形胶质细胞条件培养液可引起初级树突在数量上以拓扑分级的方式减少，这与观察到的正常发育过程相似；该研究证实星形胶质细胞可通过分泌因子调节听觉脑干神经元树突的数目，从而调节神经元的兴奋性。此外，层状核神经元在接收巨细胞核的兴奋性传入信号之余，还可接收来自上橄榄核的抑制性传入信号，后者在成年动物对声源定位的准确性中起到重要作用。最新研究发现[8]，星形胶质细胞分泌因子可调节禽类层状核抑制性突触的分布，以囊泡γ-氨基丁酸(GABA)转运作为抑制性突触前神经末梢的标记物，通过免疫荧光技术检测胚胎发育过程中抑制性传入信号的动态变化，发现免疫荧光染色首次出现在第9天胚胎的层状核中，其表达随胚胎的发育而增加，在13～15天和16～17天之间出现荧光染色密度显著增加，此时星形胶质细胞发育成熟，且开始有GFAP表达；研究者进一步将第13天的脑干神经元与取自第16天脑干的星形胶质细胞条件培养液共培养，发现囊泡GABA转运位点的密度显著增加，且与正常发育过程中观察到的现象相似；这表明GFAP阳性星形胶质细胞可能通过分泌细胞因子促进听觉脑干中抑制性通路的成熟。

2 参与听觉中枢的损伤与修复过程

2.1参与噪声损伤后小鼠耳蜗腹侧核变性 神经营养因子-3(neurotrophin-3,NT3)在维持成人耳蜗核(cochlear nucleus, CN)突触的稳定性中起到非常重要的作用，当耳蜗核组织发生变性，突触大量损失时，耳蜗神经末梢NT3的浓度相应减少。

Feng等[9]通过小鼠噪声损害模型来探究噪声引起听力损失和耳鸣的机制，他们选择具有可塑性且与NT3分布相关的后腹核作为研究对象，通过观察其体积变化，并同时运用光密度分析、显微聚类分析等方法检测神经的变性；在噪声暴露后第1周，星形胶质细胞的数目显著增加，此时耳蜗神经末梢NT3的表达水平下降；第4周时，星形胶质细胞继续增加，但NT3的表达量有所回升；到第8周时，NT3的表达水平继续下降。另外，免疫荧光染色显示，NT3和星形胶质细胞之间可能存在连接[9]。研究者由此推测，噪声暴露后期，幸存的耳蜗神经纤维形成侧支，与失神经支配的神经元胞体发生接触，此时星形胶质细胞分泌NT3，以代偿损伤导致的耳蜗核变性。

2.2参与听觉中枢相关疾病的病理代偿机制

星形胶质细胞增殖是机体中枢神经系统对其损伤的一种较为显著的反应，其增殖导致神经或胶质瘢痕的形成以及胶质界膜的重构，但并非所有胶质细胞都会在损伤后即进入增殖周期。蛋白酪氨酸磷酸化可见于星形胶质细胞的增生和分化过程，并在很多系统的细胞周期调节中起到重要的作用；蛋白酪氨酸磷酸酶(protein tyrosine phosphatase,SHP-1)在造血系统细胞分化过程中起负性调节作用，并与多种生长因子的促有丝分裂作用有关。

Sekiya等[10]发现前庭神经鞘瘤患者在外科手术后听力水平逐渐下降，在探讨该现象的发生机制时，他们选择性压迫小鼠桥小脑角的听神经轴突，同时监测听神经复合动作电位和听性脑干反应，并于第1周和第8周对颞骨进行免疫组化分析处理；其研究发现，机械损伤后听神经及耳蜗核均有反应性的胶质增生，星形胶质细胞突起从过渡区向听神经外周部位大量生长，且在耳蜗核以及神经元胞体周围，肥大的星形胶质细胞突起十分丰富；与此同时，压迫部位及其邻近部位的听神经横径显著下降，并开始萎缩；由此可推测，手术损伤后的进行性反应性胶质增生可引起听觉通路的功能障碍，这可能是前庭神经鞘瘤手术后进行性听力损失的主要原因之一。

2.3参与去传入损伤导致的听觉中枢神经元重塑 细胞外基质参与病变引起的神经元纤维变性、轴突生长和突触形成等可塑性过程。星形胶质细胞的细胞外基质中存在埃兹蛋白(ezrin)、唾液酸(polysialic acid) 、基质金属蛋白酶9(matrix metalloprotease-9,MMP-9)和基质金属蛋白酶2(matrix metalloprotease-2,MMP-2)，这四种蛋白参与损伤后中枢神经系统神经元的变性与再生[11]。

Fredrich等[12]在研究MMP-2参与耳蜗病变后的突触重塑时，通过单侧耳蜗损毁，观察到MMP-2的分布发生了改变；与此同时，耳蜗腹侧核神经元的数量也出现增加；MMP-2的积累和生长相关蛋白-43(growth-associated protein 43,GAP-43)的表达在时间和空间上一致，在突触后神经元以及星形胶质细胞的介导下，MMP-2可被转移到新增的GAP-43阳性突触末梢的区域。该研究表明MMP-2在病变引起的听觉中枢重塑中起重要作用，并提示与GAP-43直接相关的轴突生长和突触协同作用有关。其进一步研究发现，传入神经阻滞引起MMP-2再分配与成年大鼠耳蜗核GAP-43阳性轴突的存在密切相关[13]。

在Lurie[14]的研究中，通过检测耳蜗损毁后一周内星形胶质细胞中埃兹蛋白、唾液酸、MMP-9和MMP-2的表达，并在耳蜗损毁术前通过注射红藻氨酸将腹侧核神经元破坏，发现星形胶质细胞可促进GAP-43阳性轴突侧支的发生，从而重新支配被阻滞的耳蜗神经核，该研究证实星形胶质细胞重构，在神经变性和突触联系丧失后重新支配的过程中起促进作用。

3 参与听觉中枢的信息处理

听觉同视觉一样，是机体重要的感觉系统，其功能的正常依赖于完整的听觉外周和听觉中枢功能的存在。研究表明[6]，在高频电流、机械、创伤以及受体激动剂等作用下，星形胶质细胞内会发生钙离子升高的现象，与此同时，也可引起相应脑区神经元的电活动。星形胶质细胞在听觉中枢对信息的处理中发挥着重要作用。

N-甲基-天冬氨酸(N-methyl-D-aspartic acid,NMDA)受体是配体和电压双重依赖的离子通道，在中枢神经系统的突触传递和突触可塑性调节中起着重要的作用。兴奋性信号由内毛细胞的突触前、后膜，传递到螺旋神经节神经元，再通过蜗神经至耳蜗核-上橄榄核-外侧丘系核-下丘-听皮层，最终产生听觉活动。作为听觉信号传导的重要受体，NMDA受体广泛存在于听觉传导通路的各级神经元[15]，并随听觉系统的发育发生动态变化[16]。王淑玉等[17]的研究表明，大鼠出生后早期的听觉剥夺降低了听皮层NMDA受体蛋白的表达，由此可以推测，NMDA受体的表达与声刺激存在一定的相关性。张静等[18]的研究表明，离体培养的星形胶质细胞细胞膜上存在NMDA受体，其激活可以升高细胞内Ca2+的浓度，这可能是星形胶质细胞与神经元相互作用的重要途径。Wang等[19]在探究星形胶质细胞内Ca2+信号的生理作用时发现，星形胶质细胞内Ca2+信号可激活Na+-K+-ATP酶，引起细胞外钾离子浓度短暂的下降，从而导致神经元超极化，抑制兴奋性突触的活性，降低兴奋性突触后电流频率，增加突触传递效能。这表明星形胶质细胞可通过Ca2+依赖的细胞外K+的摄取，调控听觉中枢神经系统网络的活性。Pap等[20]人也发现在胆碱能刺激下，小鼠耳蜗初级星形胶质细胞内钙离子浓度发生改变，表明星形胶质细胞在小鼠耳蜗神经核的胆碱能调节中起到一定作用。另外，有研究发现，星形胶质细胞释放的谷氨酸能够激活突触NR2A亚型NMDA受体，从而促进了突触后膜α-氨基-3-羧基-5-甲基恶坐-4-丙酸(α-aminocyclopentane-1,3-dicarboxylate,AMPA)受体的转运，导致膜电位增强，最终影响神经元的可塑性[21]。

综上所述，星形胶质细胞在听觉形成以及听觉中枢重塑过程可促进鸣禽类听觉脑干的成熟、参与听觉中枢的损伤与修复、调控听觉信号的处理，其相关研究正逐渐经历由低级到高级，由简单到复杂的过程。目前，国内外学者就星形胶质细胞在大鼠视皮层发育及视觉中枢可塑性的作用已达成共识，而其在哺乳类动物听觉中枢尤其是在听皮层的发育及可塑性中的作用和具体机制还有待于进一步研究。

4 参考文献

1 苑召虎, 吴炳义, Bing-yi WU. 星形胶质细胞主要细胞骨架研究的最新进展[J]. 中华神经医学杂志, 2012, 11:962.

2 闫荣, 罗晓光, 毕国荣，等. 星形胶质细胞条件培养液影响神经干细胞突触形成的神经营养机制探讨[J]. 中华医学杂志，2008,88:2 508.

3 Kuegler PB, Baumann BA, Zimmer B, et al. GFAP-independent inflammatory competence and trophic functions of astrocytes generated from murine embryonic stem cells[J]. Glia, 2012,60:218.

4 王淑玉, 李晓明, 赵丽, 等. 听觉剥夺幼鼠学习记忆能力及听皮质超微结构研究[J]. 中国康复医学杂志, 2010,25:1 047.

5 孙缦利, 虞燕琴. 星形胶质细胞在中枢感觉信息处理中的作用[J]. 浙江大学学报(医学版), 2011,40:673.

6 Korn MJ, Cramer KS. Distribution of glial-associated proteins in the developing chick auditory brainstem[J]. Dev Neurobiol, 2008,68:1 093.

7 Korn MJ, Koppel SJ, Cramer KS. Astrocyte-secreted factors modulate a gradient of primary dendritic arbors in nucleus laminaris of the avian auditory brainstem[J]. PLoS One, 2011,6:e27 383.

8 Korn MJ, Koppel SJ, Li LH, et al. Astrocyte-secreted factors modulate the developmental distribution of inhibitory synapses in nucleus laminaris of the avian auditory brainstem[J]. J Comp Neurol, 2012,520:1 262.

9 Feng J, Bendiske J, Morest DK. Degeneration in the ventral cochlear nucleus after severe noise damage in mice[J]. J Neurosci Res, 2012,90:831.

10 Sekiya T, Matsumoto M, Kojima K, et al. Mechanical stress-induced reactive gliosis in the auditory nerve and cochlear nucleus[J]. J Neurosurg, 2011,114:414.

11 Ethell IM, Ethell DW. Matrix metalloproteinases in brain development and remodeling: synaptic functions and targets[J]. J Neurosci Res, 2007,85:2 813.

12 Fredrich M, Illing RB.Deafferentation-induced redistribution of MMP-2, but not of MMP-9, depends on the emergence of GAP-43 positive axons in the adult rat cochlear nucleus[J].Neural Plast,2011.epub ahead.

13 Fredrich M, Zeber AC, Hildebrandt H, et al. Differential molecular profiles of astrocytes in degeneration and re-innervation after sensory deafferentation of the adult rat cochlear nucleus[J]. Eur J Neurosci, 2013.epub ahead.

14 Lurie DI, Solca F, Fischer EH, et al. Tyrosine phosphatase SHP-1 immunoreactivity increases in a subset of astrocytes following deafferentation of the chicken auditory brainstem[J]. J Comp Neurol, 2000,421:199.

15 Palygin O, Lalo U, Pankratov Y. Distinct pharmacological and functional properties of NMDA receptors in mouse cortical astrocytes [J]. Br J Pharmacol, 2011,163: 1 755.

16 唐峰, 熊平, 熊仙. NMDA 受体概述及其分布[J]. 中国伤残医学, 2012,20:115.

17 王淑玉, 李晓明, 李建红, 等. 早期听觉剥夺对幼鼠听皮层NMDA受体亚单位的影响[J]. 解放军医药杂志, 2012,24:12.

18 张静, 张赟, 张宁, 等. 谷氨酸、NMDA和吗啡对培养大鼠星形胶质细胞内钙振荡的影响[J]. 现代生物医学进展, 2012,12:5 221.

19 Wang F, Smith NA, Xu Q, et al. Astrocytes modulate neural network activity by Ca2+-dependent uptake of extracellular K+[J]. Sci Signal, 2012,5:26.

20 Pap P, Koszeghy A, Szucs G,et al. Cytoplasmic Ca2+concentration changes evoked by cholinergic stimulation in primary astrocyte cultures prepared from the rat cochlear nucleus[J]. Hear Res, 2009,255:73.

21 Astrocytes and human cognition: modeling information integration and modulation of neuronal activity[J]. Prog Neurobiol, 2010, 92:405.