厌氧消化泡沫形成的影响因素探究

张 珏，邢保山，马 春，王 慧，金仁村

（杭州师范大学生命与环境科学学院，浙江 杭州 310036）

随着工农业的发展，大量有机废水随之产生，而这些废水的厌氧消化也得到了广泛关注[1]。厌氧消化具有众多优点，如低剩余污泥产量、低能源消耗、可回收能源等[2]。同时，该工艺在应用中常有泡沫产生，严重影响了反应器和设备的正常运转[3-5]。Oerther等[6]将活性污泥表面产生的具有黏滞性、深褐色的气泡定义为生物泡沫。在表面活性剂存在的条件下，由于厌氧产气发生搅拌形成大量气泡，Varley等[7]将其称为表面活性剂泡沫。由此可知，厌氧消化池中的泡沫由污泥表面的液膜所包围的气泡累积而成。

厌氧消化池中泡沫的产生使得气体的传递效率降低，增加了能耗；同时，泡沫还导致消化池内污泥浓度呈逆向分布，使得消化池上部污泥浓度高，下部浓度低，进而使得死区增加，有效体积减少，不利于工艺的稳定运行。此外，过量的泡沫不仅易于造成气体混合设备及气体收集管道堵塞，而且不利于污泥回流装置的正常运行。由此带来的能耗、人力成本和消泡剂使用等均会导致运行成本增加，成为污水处理厂面临的一个重要挑战[8-11]。

通过厌氧消化泡沫成因的研究，一般认为厌氧消化池中的泡沫问题主要由于有机负荷过高，造成挥发性脂肪酸尤其是乙酸大量积累所致，或者是由于污泥中丝状菌的过量繁殖引发。Barjenbruch等[3]和 Barber[4]研究表明，混合不足、温度波动、负荷冲击、胞外聚合物以及疏水性物质等因素也可导致厌氧消化泡沫的形成。然而，由于试验研究的局限性，对于厌氧消化中形成泡沫的其它影响因素仍有待进一步研究。

鉴于此，本文作者重点讨论了影响厌氧消化池中泡沫形成的化学组分和微生物类群，综述了有关泡沫形成影响因素的最新研究进展，就其中存在的问题及以后的探究方向进行了阐述，以期为厌氧消化过程中泡沫产生机制的进一步探究提供支持。

1 表面活性剂

表面活性剂包括油类、挥发性脂肪酸、洗涤剂、蛋白质等[12]。消化池中表面活性剂的浓度是影响泡沫形成的一个关键因子[13-15]。表面活性剂吸附到气泡上，延长气泡寿命，从而导致泡沫形成[10，16]。表面活性剂对厌氧消化泡沫的影响取决于表面活性剂化学组分的特性。蛋白质相对于脂类和纤维较难降解，使其对泡沫的影响更为显著。乙酸积累是否导致泡沫产生尚无定论。厌氧条件下，洗涤剂也较难降解，所以厌氧消化池中洗涤剂的存在对于泡沫的发生也起到一定作用。

诸多研究[12-17]认为，厌氧消化泡沫成因需要重点考虑以下两方面因素：一方面，在厌氧消化池中，表面活性剂相互之间以及表面活性剂与污泥中固体颗粒物之间的相互作用，在一定程度上可以增加或者减少泡沫的形成；另一方面，表面活性剂在厌氧消化工艺中分解为更小成分（如有机酸），或彻底矿化，使得其作用尚不明确，探明这些物质在厌氧消化过程中的降解途径及其副产物组分，有利于理解表面活性剂对于泡沫形成的影响。厌氧消化池中蛋白质以及洗涤剂由于较难降解形成蓄积，乙酸的积累和产甲烷菌对乙酸的部分利用等因素导致厌氧消化不稳定，促进了泡沫形成。因此，对诸如表面活性剂的临界浓度、表面张力、气速等关键参数，进行定性或定量监测显得尤为必要[18-19]。

此外，当表面活性剂分子在溶剂中缔合形成胶束的浓度低于临界胶束浓度（critical micelle concentration，cmc）时，表面活性剂分子以单体的形态存在，而浓度高于cmc时则以胶束的形态存在[12，20]。Schramm[21]研究表明，表面活性剂分子浓度高于cmc时，会形成大量胶束，此时表面活性剂对泡沫的影响显著。简言之，表面活性化合物浓度超过cmc时，如果溶液中同时存在气泡，就会形成泡沫。Clarkson等[22]报道称牛血清蛋白的cmc为0.03 mg/mL。Garcia等[11]指出直链烷基磺酸盐（LAS）的cmc随着 LAS 同源烷基链（1.5 × 10−3～2.0 × 10−5mol/L）的增长而呈减小的趋势。

2 丝状菌

许多文献都指出丝状菌，如戈登氏菌（Gordonia amarae）和微丝菌（Microthrix parvicella），是诱导厌氧消化泡沫形成的主要原因[23-27]。此外，丝状菌引发泡沫形成的同时能够保持泡沫稳定[10]。厌氧消化池剩余污泥中的絮状颗粒污泥表面均出现丝状菌。G. amarae和M. parvicella均是好氧菌，然而相关文献称二者在厌氧条件下也能存活[28]。吸附在生物泡沫上的丝状菌由于自身疏水性，使得生物泡沫朝着水面聚集。随着厌氧消化池水面表面活性剂的增多，丝状菌越聚越多，导致污泥表面张力降低，从而促进泡沫的形成[4]。

Hernandez等[28]研究了中温厌氧消化污泥中G.amarae的存活数。浓度为 0.05～0.1 gGordonia/g TSS的戈登氏菌属（Gordoniaspp.），在实验室规模或工业规模的厌氧消化池中均能产生严重的生物泡沫现象。Hernandez等[28]研究表明，虽然Gordoniaspp.是专性好氧菌，但在厌氧条件下保存 14 d，仍有60%的Gordoniaspp.存活。此外，相对于两相消化系统，Gordoniaspp.在单相消化系统中的多样性衰减速率更慢，其中单相消化系统的一阶速率常数为0.02/d。此外，Mamais等[29]发现M. parvicella在缺氧或厌氧条件下同样能存活。

Pagilla等[8]平行运行两个工业规模的厌氧消化池，一个采用机械混合，另一个采用气体混合，每隔一段时间对消化池中的泡沫进行取样，对泡沫上的菌体进行监测分析，经过近300 d的监测发现，污泥中过量的Gordoniaspp.（多达107个/g VS）显著影响气体混合消化池中的泡沫层。

Gordoniaspp.和M. parvicella引发活性污泥形成泡沫的同时，也能导致厌氧消化池中生物泡沫的形成。Pagilla等[8]和Westlund等[9]将这两种丝状菌定义为工业化规模厌氧消化池的发泡剂。关于活性污泥中泡沫成因的研究表明，除了菌体促使泡沫稳定以外，Gordoniaspp.、M. parvicella及其它丝状菌也可通过产生生物表面活性剂启动泡沫[30]。目前，针对厌氧消化池中形成的泡沫，文献仅仅对相关菌群及菌群丰度进行了研究，对其有无生物表面活性剂的产生缺乏研究。厌氧消化池中丝状菌数量的减少并不明显，使得这些丝状菌在厌氧消化池中仍有可能分泌生物表面活性剂，说明活性污泥与厌氧消化池泡沫形成机理具有相同点。对拥有相似形态学特征的其它丝状菌，就其对厌氧消化池中泡沫产生的影响进行研究，可以为确认何种丝状菌引发泡沫形成提供理论依据。

3 温 度

与生物泡沫形成有关的丝状菌都有各自适宜的生长温度[31-32]，如表1所示。诺卡氏菌（Nocardia amarae）为 23～27 ℃、松树样诺卡氏菌（N.pinensis）为15～31 ℃，M. parvicella的适应范围较广，为8～35 ℃，适合的生长环境温度较低。当环境温度或水温有利于它们生长时，就可能产生泡沫。大多数诺卡氏菌属和其它丝状菌能够在较宽的温度范围内存活[33]。这些丝状菌可以在发泡活性污泥中分离出来，也能在不同温度下进行实验室培养。大多数丝状菌能够在 30～35 ℃的培养基中生长，意味着中温厌氧消化池的温度对丝状菌的生长并无不利影响。此外，中温厌氧消化池中形成泡沫的主要因素在于，泡沫基体内的温度低于污泥絮体，有利于泡沫基体中细菌的增殖。此外，对于活性污泥，温度还可通过改变系统中微生物群落结构，导致生物泡沫的产生。

表1 与泡沫形成有关的主要菌群及其生长温度

Dohanyos等[34]研究表明：相比于中温消化，高温消化较难形成泡沫。其原因可能在于较高温度利于降低表面张力和污泥黏度，使形成的泡沫稳定性下降[4，35]。因此，在泡沫连续产生的情况下，高温消化能够有效地部分或全部消除所产生的泡沫。

此外，研究温度与泡沫形成的关系，需要考虑温度波动的影响。温度波动影响厌氧消化中微生物的代谢活性，致使厌氧消化效果不佳从而引起表面活性剂积累。Chae等[36]通过猪粪厌氧消化过程研究了温度波动的影响，表明温度从35℃降至30℃仅对沼气产量具有影响，并未提及产生泡沫。

4 有机负荷

在不同的负荷下，生物泡沫中的丝状菌的种群是不同的。在高负荷条件下，Nocardia会大量增殖，产生泡沫。然而，在低温条件下，无论负荷高低，M. parvicella在丝状菌种群中始终为优势菌[29]。

相关研究表明：有机负荷过量会导致泡沫形成[23，37-38]，其原因可能在于消化池内过量的化合物不能被细菌完全降解，造成疏水性增强或表面活性剂累积，进而促进泡沫形成[20，31-32]。传统中温厌氧消化的市政污泥中可挥发性有机负荷为 1.0～7.2 kgVS/(m3·d）[16，37，39-41]。Brown 等[37]认为，有机负荷若超过 4.5 kgVS/(m3·d），在消化池中易形成泡沫。然而，尚鲜见支持上述结论的定量研究。因此，尽管许多研究认为有机负荷是泡沫形成的重要影响因素，但仍缺乏研究证实泡沫形成与有机负荷之间的确切关系。污泥特性存在差异，使得不同消化池内泡沫出现时，相应的有机负荷阈值也不同。

5 搅拌方式和消化池构型

搅拌使消化池中的液相与微生物充分接触，从而有利于工艺最佳性能的实现[39]。搅拌的关键是避免液相出现死区，死区的出现会减少消化池的有效体积。Pagilla等[8]通过在相同进水基质和操作条件（如负荷、温度）下，运行气体混合式和机械混合式消化池，结果发现：气体混合式消化池存在更多的泡沫积累。一般认为，气体混合式消化池中液相气泡的存在促进了表面活性剂和污泥中的疏水性物质吸附到气泡上，为泡沫形成提供了有利条件。随着气泡上升至消化池液体表面，表面活性剂和疏水性物质在气泡周围就会形成液膜，阻止泡沫破碎，增加表面活性，形成更多的泡沫。Barber[4]指出气体混合是形成厌氧消化泡沫的操作因素，Moen[23]将微气泡混合系统视为厌氧消化泡沫形成的原因之一。此外，搅拌不足或过度同样可以导致泡沫的形成[8，23，37]。一方面，在工业规模的厌氧消化系统中，搅拌不足致使泥水分离，气液交界处表面活性物质降解不足，出现积累，致使表面活性增加，形成泡沫；另一方面，过度搅拌增加了液相中气泡数量，促进了表面活性剂和疏水性物质的吸附，增加了表面活性和泡沫的数量；其中，形成的泡沫除了由于气体过量形成的气泡外，还包括由于搅拌过度形成的气泡[42]。

不同的消化池构型具有不同的优缺点。与蛋形消化池相比，圆筒形消化池具有较大的表面积，蛋形消化池具有更大的气体储存体积，有利于浮渣和泡沫的积累；然而，蛋形消化池液面以上有限的表面积减少了浮渣和泡沫的积累。在圆筒形消化池中观察到搅拌不足和砂砾堆积造成消化池中出现死区，污泥短路，然而在蛋形消化池中这些问题较少出现。圆筒形消化池应用更为广泛，其原因在于蛋形消化池基建费用较高，而且到目前为止尚无文献报道蛋形消化池中不产生泡沫[42]。

总之，搅拌形式和消化池构型对于厌氧消化的效率具有重要的作用，搅拌过量或不足均会导致泡沫形成。因此，对于工业规模的消化池进行搅拌效率的监测，探明泡沫形成与不恰当搅拌的关系，同时研发新构型消化池，对于控制泡沫对于消化工艺的不良影响具有重要的理论和实际意义。

6 结 语

厌氧消化池内表面活性介质的累积、污泥中丝状菌的过度增殖、温度波动、过高的有机负荷、欠佳的搅拌方式以及消化池构型等，均在一定程度上诱发厌氧消化池中泡沫的形成。在日常工作中，操作者可通过参数调控，诸如减少温度波动和表面活性物质积累、保持消化池混合适度等措施，控制泡沫的形成。厌氧消化池中泡沫形成的环境因素较为复杂，各因素间的交叉作用有待于进一步研究。根据泡沫形成机理，结合工程的实际情况，考虑控制措施的经济性和合理性，是有效控制泡沫的关键。与国外相比，我国在该领域的研究尚未起步，开展该方面的研究，剖析厌氧消化泡沫的形成机制，提出有效的预防和控制措施，对污水处理厂的高效低耗运行具有重要的现实意义。

[1] 金仁村，郑平，蔡清，等. 负荷冲击下厌氧生物处理系统的稳定性[J]. 化工进展，2006，25（7）：770-774.

[2] 邢保山，金仁村，马春. 厌氧流化床反应器模型的研究进展[J]. 杭州师范大学学报：自然科学版，2012，11（3）：205-210.

[3] Barjenbruch M，Hoffmann H，Kopplow O，et al. Minimizing of foaming in digesters by pre-treatment of the surplus-sludge[J].Water Science and Technology，2000，42（9）：235-241.

[4] Barber W P. Anaerobic digester foaming：Causes and solutions[J].Water，2005，21：45-49.

[5] Siebels A，Long S C. Foaming phenomenon in bench-scale anaerobic digesters [J].Proceedings of the Water Environment Federation，2011，70：3971-3984.

[6] Oerther D B，Reyes D L. Quantifying filamentous microorganisms in activated sludge before，during and after an incident of foaming by oligonucleotide probe hybridizations and antibody staining[J].Water Research，2001，35（14）：3325-3336.

[7] Varley J，Brown A K. Dynamic multipoint measurement of foam behavior for a continuous fermentation over a range of key process variables[J].Biochemical Engineering Journal，2004，20：61-72.

[8] Pagilla K R，Craney K C，Kido W H. Causes and effects of foaming in anaerobic sludge digesters[J].Water Science and Technology，1997，36（6-7）：463-470.

[9] Westlund A D，Hagland E，Rothman. Operational aspects on foaming in digesters caused byMicrothrix parvicella[J].Water Science and Technology，1998，37（4-5）：51-55.

[10] Ganidi N，Tyrrel S，Cartmell E. Anaerobic digestion foaming causes—A review[J].Bioresource Technology，2009，100（23）：5546-5554.

[11] Garcia M T，Campos E，Sánchez-Leal J，et al. Effect of linear alkylbenzene sulphonates (LAS) on the anaerobic digestion of sewage sludge[J].Water Research，2006，40（15）：2958-2964.

[12] Elmitwalli T A，Soellner J，De Keizer A，et al. Biodegradability and change of physical characteristics of particles during anaerobic digestion of domestic sewage[J].Water Research，2001，35（5）：1311-1317.

[13] Ron E Z，Rosenberg E. Biosurfactants and oil bioremediation[J].Current Opinion in Biotechnology，2002，13（3）：249-252.

[14] Nitschke M，Pastore G M. Production and properties of a surfactant obtained from Bacillus subtilis grown on cassava wastewater[J].Bioresource Technology，2006，97（2）：336-341.

[15] Mulligan C N. Environmental applications for biosurfactants[J].Environmental Pollution，2005，133（2）：183-198.

[16] Gerardi M H. The microbiology of anaerobic digesters[M]. New Jersey：Willey-Interscience，2003.

[17] Boe K，Kougias P G，Pacheco F，et al. Effect of substrates and intermediate compounds on foaming in manure digestion systems[J].Water Science and Technology，2012，66（10）：2146-2154.

[18] Gurubel K J，Sanchez E N，Carlos-Hernandez S，et al. Speed-gradient inverse optimal neural control for anaerobic digestion processes [Z].Puerto Vallarta，Mexico：2012.

[19] Schroedel R B，Brochtrup J，Wirtz R A，et al. Local association assists operators assess digester foaming-survey and workshop results in solutions [J].Proceedings of the Water Environment Federation，2011，18：1161-1168.

[20] Ying G G. Fate，behavior and effects of surfactants and their degradation products in the environment[J].Environment International，2006，32（3）：417-431.

[21] Schramm Lincoln L. Surfactants：Fundamentals and applications in the petroleum industry[M]. Cambridge，UK：Cambridge University Press，2000.

[22] Clarkson J R，Cui Z F，Darton R C. Protein denaturation in foam：I. Mechanism study[J].Journal of Colloid and Interface Science，1999，215（2）：323-332.

[23] Moen G. Anaerobic digester foaming：Causes and solutions[J].Water Environment and Technology，2003，15（8）：70-73.

[24] You S J，Sue W M. Filamentous bacteria in a foaming membrane bioreactor[J].Journal of Membrane Science，2009，342（1-2）：42-49.

[25] Dalmau J，Comas J，Rodríguez-Roda I，et al. Model development and simulation for predicting risk of foaming in anaerobic digestion systems[J].Bioresource Technology，2010，101（12）：4306-4314.

[26] Dalmau J，Comas J，Rodriguez-Roda I，et al. Validation of a knowledge-based risk model for biological foaming in anaerobic digestion simulation[J].Environmental Engineering and Management Journal，2010，9（2）：223-229.

[27] Marneri M，Mamais D，Koutsiouki E.Microthrix parvicellaandGordona amaraein mesophilic and thermophilic anaerobic digestion systems[J].Environmental Technology，2009，30（5）：437-444.

[28] Hernandez M，Jenkins. The fate ofNocardiain anaerobic digestion[J].Water Environment Research，1994，66（6）：828-833.

[29] Mamais D，Andreadakis A，Noutsopoulos C，et al. Causes of，and control strategies for，Microthrix parvicellabulking and foaming in nutrient removal activated sludge systems[J].Water Science and Technology，1998，37（4-5）：9-17.

[30] Hussein R M，Swaileh K M，Al-Sa'ed R，et al. Use of molecular techniques for the analysis of foam-causing bacteria in Al Bireh oxidation ditch，Palestine [J].International Journal of Environmental Studies，2012，69（1）：91-101.

[31] Lv W，Schanbacher F L，Yu Z. Putting microbes to work in sequence：Recent advances in temperature-phased anaerobic digestion processes[J].Bioresource Technology，2010，101（24）：9409-9414.

[32] Jenicek P，Celis C A，Koubova J，et al. Comparison of microbial activity in anaerobic and microaerobic digesters[J].Water Science and Technology，2011，63（10）：2244-2249.

[33] Soddell J A，Seviour R J. Relationship between temperature and growth of organisms causingNocardiafoams in activated sludge plants[J].Water Research，1995，29（6）：1555-1558.

[34] Zabranska Dohanyos M. Improvement of anaerobic digestion of sludge[J].Water Science and Technology，2004，49（10）：89-96.

[35] Hayta M，Alpaslan M，Kose E. The effect of fermentation on viscosity and protein solubility on Boza，a traditional cereal-based fermented Turkish beverage[J].European Food Research and Technology，2001，213（4-5）：335-337.

[36] Chae K J，Jang A，Yim S K，et al. The effects of digestion temperature and temperature shock on the biogas yields from the mesophilic anaerobic digestion of swine manure[J].Bioresource Technology，2008，99（1）：1-6.

[37] Brown S，Sale R. Operating a high-rate digester：The Southern Water experience[J].Water and Environment Journal，2002，16（2）：116-120.

[38] Ganidi N，Tyrrel S，Cartmell E. The effect of organic loading rate on foam initiation during mesophilic anaerobic digestion of municipal wastewater sludge[J].Bioresource Technology，2011，102（12）：6637-6643.

[39] Inc M A E. Wastewater Engineering：Treatment and Reuse[M]. New York：McGraw Hill Higher Education，2003.

[40] Harrison D，Cumiskey A，Le M S，et al. Advanced digestion in the UK-Technology developments and options for optimisation of sludge assets [J].Proceedings of the Water Environment Federation，2004：514-529.

[41] Bolzonella D，Pavan P，Battistoni P，et al. Mesophilic anaerobic digestion of waste activated sludge：Influence of the solid retention time in the wastewater treatment process[J].Process Biochemistry，2005，40（3-4）：1453-1460.

[42] Scardina P，Edwards. Fundamentals of bubble formation during coagulation and sedimentation processes[J].Journal of Environmental Engineering，2006，132（6）：575-585.