微囊藻毒素的神经毒性及其与神经退行性疾病的关系

刘杰

摘要：微囊藻毒素（Microcystins，MCs）是蓝藻产生的一类天然毒素，对肝、神经等多个器官具有毒性。中毒人群或动物表现出一系列的神经毒性症状，引起了越来越多研究学者的关注。同时MCs可以通过一种有机阴离子转运多肽，经血脑屏障转运至脑组织中进行分布和蓄积，造成神经系统发育异常，损害神经系统功能，并可能引发相关的神经退行性疾病如阿尔茨海默病（Alzheimers disease，AD）、帕金森病（Parkinsons disease，PD）的发生。一系列的蛋白质组学研究发现，MCs可能是通过影响脑组织中细胞骨架、氧化应激及能量代谢等方面对神经系统发育与功能产生一定的损伤。对MCs的神经毒性研究进展进行了概述，对其神经毒性作用机制进行了初步探讨，并对其进一步的研究提出了展望。

关键词：微囊藻毒素（Microcystins，MCs）；神经毒性；神经退行性疾病

中图分类号：R994.6 文献标识码：A 文章编号：0439-8114（2013）08-1743-06

自然界的水体中存在着许多蓝藻，它产生的特殊次级代谢产物微囊藻毒素（Microcystins，MCs）对于包括人类在内的许多生物都有一定的毒性作用。随着人类活动的加剧以及对水环境监管的缺乏，造成了全球范围内的水体污染，其中以水体富营养化最为严重。藻类水华现象的发生对于水生态环境产生了极大的危害。蓝藻在大量生长和死亡的同时，其有毒产物藻毒素也在水体中大量蓄积，从而对环境中的各种生物构成了威胁。

MCs对鱼类毒理效应的研究一般集中在行为学、组织病理学及各种生物化学指标的测定等方面，而且主要是对肝脏毒性的研究，并对其作用机制进行了一系列的假说验证。目前，利用模式生物斑马鱼的蛋白质组学进行分子机制的研究应用十分广泛[1，2]，利用蛋白质组学对斑马鱼的神经系统进行研究可以覆盖很多层面，对于研究MCs对神经系统的影响及作用机制具有十分深远的意义。

鉴于MCs的神经毒性作用及神经毒理越来越多地受到国内外环境毒理学领域的重视与关注，且越来越多的证据表明，MCs与人类常见的神经退行性疾病有着密切的联系。本文就近些年来国内外对MCs神经毒理及其与人类神经系统性疾病的关系的研究进展进行综述，并对其研究趋势及解决方法等做了进一步的探讨。

1 MCs神经毒性研究进展

1.1 MCs在脑部的蓄积及其神经毒性作用

MCs对生物体脑及神经系统具有毒性效应。早在1988年就发现MCs对幼鼠大脑具有毒性作用。巴西肾透析事件中，患者使用被 MCs污染的水透析后，很快出现神经系统症状为主的中毒现象。Cazenave等[3]发现MC-RR能使胡椒甲鲶脑中的LPO水平升高，由此他认为脑是受MC-RR影响比较大的器官。Phillips等[4]指出MCs可导致虹鳟出现脑脊膜和脊周血管充血，偶而可见小脑和大脑视区的神经元坏死。此外，MCs可导致鱼类的一些行为学上的异常，如不安、游动增多及失衡等[5，6]，这有可能是由于脑损伤引起的[7]，有可能与脑中微管相关蛋白状态异常有关。Feurstein等[8]研究发现小鼠完整脑细胞能够吸收MCs，且细胞活力及细胞内蛋白磷酸酶活性都受到了抑制。对鱼类和哺乳动物的研究表明MCs可以通过血脑屏障，并在脑组织中蓄积。综合各种现象及试验数据表明，MCs对神经系统确实具有一定的毒性作用。

1.2 MCs进入脑及神经系统的途径

研究MCs在动物体的分布及转运机制对于进一步探讨MCs对健康的损伤机制奠定了一定的基础。对鱼类的研究发现MCs主要是通过鳃和肠道吸收的，而且在脑组织中也发现了一定量的MCs累积，说明MCs可以通过血液运输穿透血脑屏障进入到脑组织中[9]。巴西肾透析事件中被MCs污染的水透析的病人出现的一系列神经性症状表明MCs可在脑中蓄积。人体中存在着血脑屏障和血液—脑脊液屏障，这两个屏障能够有效地阻止血液中的有害物质进入大脑从而对大脑起到一定的保护作用，毒素要进入大脑发挥其毒性效应，就必须要通过这两种屏障。

MCs是最为常见的环肽类蓝藻毒素，相对分子质量为900～1 100，目前已知的有80多个不同的亚型，其结构和分子大小决定了MCs不易通过简单的被动运输方式通过细胞膜，只能依靠多特异性有机阴离子转运多肽（Organic anion transporting polypptide，OATP）通过主动运输转运至细胞内[10]。这种转运机制最初是通过爪蟾卵母细胞表达体系加以确定的。

OATPs在很多器官及血脑屏障中都有分布。在已有研究的OATPs中，大鼠的Oatp1b2，人的OATP1B1、1B3及1A2可以有效地对MCs进行转运[11]。Oatp1b2、OATP1B1及OATP1B3在MCs向肝脏的转运中发挥着重要的作用，OATP1A2在脑中含量丰富并有效地参与了MCs向脑组织的转运[12]。

MCs在特定器官中的分布取决于OATP的表达水平及类型，不同类型的OATPs对MCs有不同的亲和性。研究表明在小鼠脑中检测到Oatp1a1、1a4、1a5、1c1、2b1及3a1 mRNA的表达[13]，但是其中的一种或几种如1a1、1a5、1c1及3a1是否能够将MCs转运至神经细胞还属未知。另外小鼠Oatp6d1在肝脏中表达，而在脑中的表达没有检测到。此外，Oatp1a1、Oatp1a4与Oatp2b1也可表达于动物脑组织中[14]，但其是否以及如何参与MCs向脑组织的转运还需要进行深入研究。

Feurstein等[8]利用小鼠全脑细胞体系对有机阴离子多肽向脑中转运MCs的功能进行了研究，推断 MC-LF与MC-LW可能较MC-LR有更强的诱导动物神经毒害的潜力。但是，在大鼠的研究中，其脑组织蓄积更多的是 MC-RR，相对MC-LR蓄积的量很少，因此推测大鼠的血脑屏障可能会选择性地抑制高毒性的MCs[15]。因而，对于不同种类的MCs 在动物脑组织中的转运以及毒害机理尚需要深入解析，目前尚难定论。

1.3 MCs对神经系统发育及功能的影响

Falconer等[16]用MCs提取物饲喂5 d龄小鼠后代，发现10%初生小鼠脑组织体积减小，而且控制认知功能的海马区外周组织发生了严重的病变，MCs对神经系统的损害可见一斑。1996年巴西肾透析事件中89%的病人出现如头晕、耳鸣、眩晕、头痛、恶心、轻度耳聋、视力障碍和失明等神经系统症状[17]，也证明了MCs对神经系统的严重损害。培养的神经元细胞经MCs暴露后产生了更加明显的发育缺陷，这更是可以作为MCs神经系统发育毒性的直接证据。分离培养得到的小鼠全脑神经元细胞经不同剂量MC-LR暴露48 h后，神经元的胞质及胞核中都可见MC-LR的分布，且随着剂量的增加细胞骨架的完整性遭到越来越严重的破坏，细胞核附近的肌动蛋白丝逐渐变密集[8]。利用模式动物秀丽线虫作为研究对象，经MCs暴露后，特定的感觉神经元出现了发育缺陷。种种事实表明，MCs对神经系统的发育及功能都产生了不良影响甚至损伤。

2 MCs神经毒性机制研究进展

MCs经特殊的有机阴离子转运多肽，从血液中转运至脑部组织并进入细胞，随着毒素的累积，引起细胞内一系列的反应，使得细胞内正常的内部环境发生改变，进而发挥对其细胞的毒性作用，在脑部就表现为一系列的神经毒性作用。MC-LR暴露48 h后，鲤鱼的脑部出现了毒素的累积[18]，从而使得这种毒素可以发挥其神经毒性。

MC-LR对水生生物及人类的毒性效应的研究很多，但是对于其神经毒性的研究还很少。在蛋白质组水平上研究MCs对鱼类的神经毒性的生化机制取得了一定的进展[19]。蛋白质组学的应用，对于全面系统阐述MCs神经毒理学机制提供了一种强大的技术手段，加之模式生物的优越性，两者联合再辅助以其他生物学手段，为MCs神经毒性机制的系统性研究提供了广阔的空间。综合至今对MCs所做的比较系统的神经毒性研究，MCs的神经毒性主要涉及氧化应激、细胞骨架改变、大分子物质代谢及能量代谢、信号转导和细胞凋亡等方面。

Wang等[20]以模式生物斑马鱼脑作为研究对象，首次应用蛋白质组学方法研究了MC-LR慢性暴露下MC-LR的作用机制，发现MC-LR慢性处理组30个蛋白的表达发生了比较明显的改变，这些蛋白包括细胞骨架、代谢、氧化应激、信号转导、蛋白降解、转运及翻译相关蛋白等。有研究者对雄性Wistar大鼠进行为期50 d的MC-LR腹腔注射，专一性研究大脑海马组织中蛋白质组学的变化，检测到细胞骨架、氧化应激、凋亡、能量代谢及神经退行性疾病等诸多蛋白的表达异常。表明MC-LR的神经毒性作用机制复杂多样，可能涉及到氧化应激、蛋白磷酸酶的抑制、细胞骨架的破坏、能量代谢、信号传导的紊乱等。

2.1 氧化损伤

MCs能够在不同的组织或细胞中引起氧化应激，打破细胞内的氧化平衡，引起包括脂质过氧化、线粒体结构与功能异常、DNA损伤及抗氧化防御系统紊乱等现象[21-23]。Marchitti等[24]发现MC-LR处理后，大鼠脑部海马区中有6个变化显著的蛋白与氧化应激及凋亡相关，其中有作为氧化应激发生早期指示物的HSP ，说明MC-LR作用下海马区发生了氧化应激，细胞内正常的氧化水平失衡，需要借助于SOD和Prdx2等抗氧化系统组成的防御系统，将多余自由基部分清除，从而缓解ROS的毒性效应。Mackintosh等[25]发现MC-LR能够强烈抑制线粒体醛脱氢酶2（Mitochondrial aldehyde dehydrogenase 2）及9A1的表达，而醛脱氢酶能将高活性的具有细胞毒性的醛氧化为羧酸，MC-LR通过强烈抑制醛脱氢酶使得乙醛在胞内累积，导致随后的氧化应激反应（如脂质过氧化、GSH缺失、抗氧化活性的降低等），表明LR能通过氧化应激导致斑马鱼的神经毒性。而线粒体作为ROS的主要生产场所，是MCs作用的靶点，也是MCs通过氧化应激引起细胞凋亡的主要执行者。

2.2 蛋白磷酸酶抑制

MCs神经毒性的确切机制还有待进一步的研究，但是其对丝氨酸/苏氨酸特异性蛋白磷酸酶PP1和PP2A的强烈抑制对其神经毒性的产生具有重要的意义[26]。PP1和PP2A参与细胞内许多重要的过程，如细胞生长、分化、蛋白质合成、细胞信号转导等，因此PP1和PP2A的抑制会导致生物体内许多生物学过程的改变[27]。以初级小鼠全脑细胞及皮层神经元为材料发现MC同系物对PPs都产生了抑制作用[28]，同样的，Wang等[20]在MC-LR作用脑中也发现了丝氨酸/苏氨酸特异蛋白磷酸酶途径的存在。Feurstein等[8]在初级小鼠皮层神经元的研究中发现，经MCs暴露后导致了细胞毒性、Caspase依赖的凋亡及微管相关蛋白Tau的过磷酸化现象。

有研究发现，由各种外界刺激产生的氧化应激对于PP2A的活性具有抑制作用，通过抑制PP2A的活性，进而影响一系列蛋白使相关细胞发生凋亡。由此推测，MCs也可能通过在细胞内产生氧化应激而进一步抑制PP2A活性，从而发挥其细胞毒性作用。

2.3 细胞骨架破坏

MCs通过对强烈抑制PP1和PP2A的活性，导致包括细胞质蛋白与细胞骨架蛋白在内的一系列蛋白的过磷酸化[29]，并最终导致细胞骨架蛋白的主要成分微丝、微管、中间丝的解聚[30]。最近有报道MC-LR促进微管及微丝细胞骨架组分的重组，从而导致其丝状分布的缺失[31]。

脑组织或者特殊的脑部区域的蛋白质组学研究确定了一系列对MCs进行响应的细胞骨架及相关蛋白，表明MC-LR的神经毒性与神经元细胞骨架的破坏有关，并随后探讨了相关蛋白对毒素可能的响应机制。结蛋白（Desmin）是一种中间丝蛋白，它的异常会引起细胞骨架及肌原纤维的重组。β-actin是组成微丝的主要细胞骨架蛋白，在突触里含量丰富，涉及到突触形成、神经递质的胞吐及细胞黏附等[32，33]，有研究表明沙鼠脑短暂性缺血后β-actin mRNA水平的显著降低可能与神经元的死亡有关。微管蛋白折叠辅助因子B（Tubulin folding cofactor B）是一种广泛表达的微管伴侣蛋白，它可结合到α-微管进行细胞骨架的构建，它的大量累积会导致微管的解聚、轴索损伤及随后的神经元变性等[34]。

Tau蛋白是一种微管相关蛋白，具有促进微管形成、抑制微管解聚、稳定微管的作用。当PPs活性受到抑制，Tau蛋白过磷酸化而对微管的结合能力下降，对微管的稳定作用受到影响。小热休克蛋白27（Heat shock protein27，HSP27）是微丝肌动蛋白和微丝构成的重要调节蛋白，其非磷酸化存在时具有稳定微丝的作用，但磷酸化后则会导致微丝多聚化，引起细胞骨架破坏。MCs很可能是通过抑制 PP2A活性来影响这两类蛋白的磷酸化而对细胞骨架造成破坏。但 Sontag等[35]研究认为HSP27蛋白的磷酸化与MCs的细胞毒性作用无关，因此HSP27的磷酸化是否与MCs的毒性相关以及MCs是否通过PP2A来介导这些细胞骨架相关蛋白的变化而引起毒性作用，有待进一步的研究。

2.4 其他可能的机制

MCs的神经毒性涉及到很多方面。MCs对神经系统的毒性效应在大分子物质代谢方面体现在对异常蛋白的降解及修饰。同时，MCs还能通过改变一些凋亡及信号转导相关蛋白，诱导一些信号传导通路的异常甚至激活凋亡相关通路，造成神经元损伤甚至凋亡。另外一些能量代谢相关蛋白的变化揭示MCs神经毒性的产生与能量代谢缺失或异常密切相关。

3 MCs神经毒性与神经退行性疾病的关系

在一些模型系统中发现PPs抑制导致的Tau蛋白异常磷酸化和聚集，与阿尔茨海默病（Alzheimers disease，AD）患者脑中的发现相似[36-39]。蛋白磷酸酶的抑制导致Tau蛋白和神经纤维蛋白的过磷酸化及随后的神经纤维变性，在AD脑中受到影响的区域中发现了同样的现象[40]。有研究者证实MC-LR可以明显抑制PPs增加Tau396、Tau404位丝氨酸的磷酸化，这与大鼠记忆障碍有显著的相关性。MC-LR可以导致学习记忆损伤，并伴随着一系列的组织学损伤和CA1区的神经元凋亡。研究表明PPs的表达下调是MC-LR作用早期比较重要的事件，不仅导致了异常过磷酸化，而且造成了AD患者相关的记忆和认知功能障碍。

MAP1b也属于微管结合蛋白，在神经系统疾病——阿尔茨海默病致病过程中扮演重要角色[41，42]。有报道发现，用另外一种蛋白磷酸酶PP2A抑制剂冈田酸（Okadaic acid，OA）处理大鼠脑后，脑中MAP1b的表达下降。许多研究人员观察到在AD患者脑中都有MAP1b蛋白异常磷酸化的现象发生[43]。

研究发现一些与神经退行性疾病相关的蛋白，如Septin 5、α-internexin和α-synuclein。哺乳动物中的Septin 5作为Septin家族中的一员，包含各种生物胞质分裂所需的GTP酶，对于脑部突触囊泡的运输、融合等有重要作用。没有被泛素依赖的蛋白酶体途径降解的Septin 5会使含有多巴胺的突触囊泡的胞吐减少[44]，这对于帕金森病（Parkinsons disease，PD）的发生会产生一定的影响。其他类型的Septin在AD患者的神经纤维缠结及老年斑中的营养不良性神经炎中都有所发现[45]。越来越多的研究表明，在有神经纤维缠结的神经退行性疾病中观察到α-internexin的变性[46]，而且神经炎性中间丝的异常堆积也是很多神经退行性疾病如ALS、路易氏体痴呆及PD的病理特征[47-51]。α-internexin的缺失能够导致转基因鼠的运动协调能力丧失及大鼠肾上腺嗜铬细胞瘤细胞系PC12细胞神经元的死亡[52]，是Synuclein opathies神经退行性疾病的主要标志物，主要位于突触前终端[53]，最初在AD病人的脑中发现。而且在PD、DLB及MSA的轴突中都曾发现其异常聚积[54]。综上所述，Septin 5、α-internexin及α-synuclein对于AD的发生有一定的促进作用。

越来越多的证据表明一些乙醛的代谢具有神经毒性，它们的胞内累积被认为与神经退行性疾病如PD和AD中的细胞死亡相关[55]。

4 问题与展望

对于MCs神经毒性的研究虽已取得了一定的进展，但是仍然有很多问题没有得到明确的阐明，有待进一步研究。很多证据表明MCs能够通过血脑屏障在动物的脑组织中分布，但是脑组织的结构复杂，除了神经元细胞外，还有神经胶质细胞及其他一些可能与神经系统没有直接关系的细胞，MCs进入脑部组织后，其具体分布还不能确定，而不同类型的神经细胞在MCs的神经毒性中是否以及如何发挥作用也有待进一步的研究。

MCs通过血脑屏障进入到脑部组织是通过有机阴离子转运多肽进行的，研究发现了几种存在于血脑屏障及脑中的OATP。且随着研究的深入，可能还会有其他类型的OATP参与MCs的转运。OATP究竟是以怎样一种分子机制发挥其转运作用的尚不清楚，结合其定位与具体分子机制的研究，将有助于人们对MCs神经毒性进行更深入的了解。

依据已知的研究进展，MCs的神经毒性可能有以下机制调节：①直接影响神经系统的发育与功能；②通过氧化应激及对抗氧化系统的改变间接发挥其毒性效应；③通过对蛋白磷酸酶的抑制间接影响神经系统的发育及功能。这些推测有一定的试验数据作支撑，但是都不足以确证，还需要进一步的研究。

关于MCs的神经毒性，研究中发现了一系列神经性中毒症状及有关蛋白的表达改变，其中涉及到的一些蛋白如Tau等在退行性神经系统疾病的发病中有着重要的作用。同时一些认知、行为学试验证据表明，MCs对动物的学习能力及认知产生严重的影响。所以MCs可能与神经退行性疾病的发生发展有着密切的关系，但是这方面的证据还很缺乏，需要更为深入的研究。

参考文献：

[1] LOVE D R， PICHLER F B， DODD A， et al. Technology for high-throughput screens： The present and future using zebrafish[J]. Curr Opin Biotechnol，2001，15（6）：564-571.

[2] TAY T L，LIN Q，SEOW T K， et al. Proteomic analysis of protein profiles during early development of the zebrafish， Danio rerio[J]. Proteomics，2006，6（10）：3176-3188.

[3] CAZENAVE J， BISTONI M L， PESCE S F， et al. Differential detoxification and antioxidant response in diverse organs of Corydoras paleatus experimentally exposed to microcystin-RR[J]. Aquat Toxicol，2006，76（1）：1-12.

[4] PHILLIPS M J， ROBERTS R J， STEWART J A， et al. The toxicity of the cyanobacterium microcystis aeruginosa to rainbow trout，Salmo gairdneri Richardson[J]. J Fish Dis，1985，8（4）：339-344.

[5] BAGANZ D， STAAKS G， STEINBERG C. Impact of the cyanobacteria toxin， microcystin-lr on behaviour of zebrafish， Danio rerio[J]. Water Res，1998，32（3）：948-952.

[6] BAGANZ D， STAAKS G， PFLUGMACHER S， et al. Comparative study of microcystin-LR-induced behavioural changes of two fish species， Danio rerio and Leucaspius delineatus[J]. Environ Toxicol，2004，19（6）：564-570.

[7] CAZENAVE J， BISTONI M L， PESCE S F， et al. Differential detoxification and antioxidant response in diverse organs of Corydoras paleatus experimentally exposed to microcystin-RR[J]. Aquat Toxicol，2006，76（1）：1-12.

[8] FEURSTEIN D， HOLST K， FISCHER A， et al. Oatp-associated uptake and toxicity of microcystins in primary murine whole brain cells[J]. Toxicol Appl Pharmacol，2009，234（2）：247-255.

[9] CAZENAVE J， WUNDERLIN D A， DE LOS ANGELES BISTONI M， et al. Uptake， tissue distribution and accumulation of microcystin-RR in Corydoras paleatus， Jenynsia multidentata and Odontesthes bonariensis. A field and laboratory study[J]. Aquatic Toxicology，2005，75（2）：178-190.

[10] FISCHER W J， ALTHEIMER S， CATTORI V， et al. Organic anion transporting polypeptide expressed in liver and brain mediate uptake of microcystin[J]. Toxicology and Applied Pharmacology，2005，203（3）：257-263.

[11] MONKS N R， LIU S Q， XU Y S， et al. Potent cytotoxicity of the phosphatase inhibitor microcystin LR and microcystin analogues in OATP1B1 and OATP1B3-expressing hela cells[J]. Molecular Cancer Therapeutics，2007，6（2）：587-598.

[12] GAO B， HAGENBUCH B， KULLAK-UBLICK G A， et al. Organic anion-transport ing polypeptides mediate transport of opioid peptides across blood-brain barrier[J]. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics，2000，294（1）：73-79.

[13] HAGENBUCH B， MEIER P J. Organic anion transporting polypeptides of the OATP/SLC21 family： Phylogenetic classification as OATP/SLCO superfamily， new nomenclature and molecular/functional properties[J]. Pflugers Arch，2004，447（5）：653-665.

[14] PENG J， JONES G L， WASTON K. Stress proteins as biomarkers of oxidative stress： Effects of antioxidant supplements[J]. Free Rad Biol Med，2000，28（11）：1598-1606.

[15] WANG H， KESINGER J W， ZHOU Q C， et al. Identification and characterization of zebrafish ocular formation genes[J]. Genome，2008，51（2）：222-235.

[16] FALCONER I R， SMITH J V， JACKSON A R， et al. Oral toxicity of a bloom of the cyanobacterium microcystis aeruginosa administered to mice over periods up to 1 year[J]. J Toxicol Environ Health，1988，24（3）：291-305.

[17] CARMICHAEL W W， AZEVEDO S M， AN J S， et al. Human fatalities from cyanobacteria： Chemical and biological evidence for cyanotoxins[J]. Environ Health Perspect，2001， 109（7）：663-668.

[18] FISCHER W J， DIETRICH D R. Pathological and biochemical characterization of microcystin-induced hepatopancreas and kidney damage in carp（Cyprinus carpio）[J]. Toxicol Appl Pharmacol，2000，164（4）：73-81.

[19] SOARES R M， YUAN M， SERVAITES J C， et al. Sublethal exposure from microcystins to renal insufficiency patients in rio de janeiro，Brazil[J]. Environ Toxicol，2006，21（2）：95-103.

[20] WANG M， WANG D， LIN L， et al. Protein profiles in zebrafish（Danio rerio） brains exposed to chronic microcystin-LR[J]. Chemosphere，2010，81（6）：716-724.

[21] DING W X， SHEN H M， ONG C N. Microcystic cyanobacteria extract induces cytoskeletal disruption and intracellular glutathione alteration in hepatocytes[J]. Environmental Health and Perspectives，2000，108（7）：605-609.

[22] PRIETO A I， PICHARDO S， JOS A， et al. Time-dependent oxidative stress responses after acute exposure to toxic cyanobacterial cells containing microcystins in tilapia fish（Oreochromis niloticus） under laboratory conditions[J]. Aquat Toxicol，2007，84（3）：337-345.

[23] AMADO L L， GARCIA M L， RAMOS P B， et al. A method to measure total antioxidant capacity against peroxyl radicals in aquatic organisms： Application to evaluate microcystins toxicity[J]. Science of Total Environment，2009，407（6）：2115-2123.

[24] MARCHITTI S A， DEITRICH R A， VASILIOU V. Neurotoxicity and metabolism of the catecholamine-derived 3，4-dihydroxyphenylacetaldehyde and 3，4-dihydroxyphenylglycolaldehyde：The role of aldehyde dehydrogenase[J]. Pharmacol Rev，2007，59（2）：125-150.

[25] MACKINTOSH C， BEATTIE K A， KLUMPP S， et al. Cyanobacterial microcystin-LR is a potent and specific inhibitor of protein phosphatases 1 and 2A from both mammals and higher plants[J]. FEBS Lett，1990，264（2）：187-192.

[26] MUMBY M C， WALTER G. Protein serine/threonine phosphatases： Structure， regulation，and functions in cell growth[J]. Physiol Rev，1993，73（4）：673-699.

[27] RUDRABHATLA P， ALBERS W， PANT H C. Peptidyl-prolyl isomerase 1 regulates protein phophatase 2A-mediated topographic phophorylation of neurofilament proteins[J]. J Neurosci，2009，29（47）：14869-14880.

[28] ERIKSSON J E， PAATERO G I， MERILUOTO J A， et al. Rapid microfilament reorganization induced in isolated rat hepatocytes by microcystin-LR， a cyclic peptide toxin[J]. Exp Cell Res，1999，185（1）：86-100.

[29] TOIVOLA D M， ERIKSSON J E. Toxins affecting cell signaling and alteration of cytoskeletal structure[J]. Toxicol In Vitro，1999，13（4-5）：521-530.

[30] MENG G， SUN Y， FU W， et al. Microcystin-LR induces cytoskeleton system reorganizaiton through hyperphosphorylation of tau and HSP27 via PP2A inhibition and subsequent activation of the p38 MAPK signaling pathway in neuroendocrine（PC12） cells[J]. Toxicology，2011，290（2-3）：218-229. [31] SOBUE K， KANDA K. α-actinins， calspectin（brain spectrin or fodrin）， and actin participate in adhesion and movement of growth cones[J]. Neuron，1989，3（3）：311-319.

[32] ASANUMA M， OGAWA N， HIRATA H， et al. Ischemia-induced changes in alpha-tubulin and beta-actin mRNA in the gerbil brain and effects of bifemelane hydrochloride[J]. Brain Res，1993，600（2）：243-248.

[33] LOPEZ-FANARRAGA M， CARRANZA G， BELLIDO J， et al. Tubulin cofactor B plays a role in the neuronal growth cone[J]. J Neurochem， 2007，100（6）：1680-1687.

[34] DAILY A， MONKS N R， LEGGAS M， et al. Abrogation of microcystin cytotoxicity by MAP kinase inhibitors and N-acetyl cysteine is confounded by OATP1B1 uptake activity inhibition[J]. Toxicon，2009，55（4）：827-837.

[35] SONTAG E， NUNBHAKDI-CRAIG V， LEE G， et al. Regulation of the phosphorylation state and microtubule-binding activity of Tau by protein phosphatase 2A[J]. Neuron，1996， 17（6）：1201-1207.

[36] KIM D， SU J， COTMAN C W. Sequence of neurodegeneration and accumulation of phosphorylated Tau in cultured neurons after okadaic acid treatment[J]. Brain Res，1999，839（2）：253-262.

[37] GONG C X， LIDSKY T， WEGIEL J， et al. Phosphoryaltion of microcubule-associated protein Tau is regulated by protein phosphatase 2A in mammalian brain： Implications for neurofibrillary degeneration in Alzheimers disease[J]. J Biol Chem，2000，275（8）：5535-5544.

[38] SUN L， LIU S Y， ZHOU X W， et al. Inhibition of protein phosphatase 2A and protein phosphatase 1-induced tau hyperphosphorylation and impairment of spatial memory retention in rats[J]. Neuroscience，2003，118（4）：1175-1182.

[39] VOLGELSBERG-RAGAGLIA V， SCHUCK T， TROJANOWSKI J Q， et al. PP2A mRNA expression is quantitatively decreased in Alzhermers disease hippocampus[J]. Exp Neurol， 2001，168（2）：402-412.

[40] ALONSO A C， ZAIDI T， GRUNDKE-IQBAL， et al. Role of abnormally phosphorylated Tau in the breakdown of microtubules in Alzheimers disease[J]. Proc Natl Acad Sci USA，1994，91（12）：5562-5566.

[41] HASEGAWA M， ARAI T， IHARA Y. Immunochemical evidence that fragments of phosphorylated MAP5 （MAP1B） are bound to neurofibrillary tangles in Alzheimers disease[J]. Neuron， 1990，4（6）：909-918.

[42] WANG J Z， GRUNDKE-IQBAL I， IQBAL K. Restoration of biological activity of Alzheimer abnormally phosphorylated Tau by dephosphorylation with protein phosphatase-2A，-2B and -1[J]. Mol Brain Res，1996，38（2）：200-208.

[43] PENG X R， JIA Z， ZHANG Y， et al. The septin CDCrel-1 is dispensable for normal development and neurotransmitter release[J]. Mol Cell Biol，2002，22（1）：378-387.

[44] KINOSHITA A， KINOSHITA M， AKIYAMA H， et al. Identification of septins in neurofibrillary tangles in Alzheimers disease[J]. Am J Pathol，1998，153（5）：1551-1560.

[45] YUAN A， RAO M V， SASAKI T， et al. α-Internexin is structurally and functionally associated with the neurofilamenttriplet proteins in the mature CNS[J]. J Neurosci，2006， 27（39）：10006-10019.

[46] MUNOZ D G， GREENE C， PERL D P， et al. Accumulation of phosphorylated neurofilaments in anterior horn motoneurons of amyotrophic lateral sclerosis patients[J]. Journal of neuropathology and experimental neurology，1988，47（1）：9-18.

[47] SASAKI S， MARUYAMA S， YAMANE K， et al. Swellings of proximal axons in a case of motor neuron disease[J]. Ann Neurol，1989，25（5）：520-522.

[48] GALLOWAY P G， MULVIHILL P， PERRY G. Filaments of Lewy bodies contain insoluble cytoskeletal elements[J]. Am J Pathol，1992， 140（4）：809-822.

[49] TROJANOWSKI J Q， LEE V M. Phosphorylation of neuronal cytoskeletal proteins in Alzheimers disease and Lewy body dementias[J]. Ann NY Acad Sci，1994，747（1）：92-109.

[50] CHING G Y， CHIEN C L， FLORES R， et al. Overexpression of alpha-internexin causes abnormal neurofilamentous accumulations and motor coordination deficits in transgenic mice[J]. J Neurosci，1999，19（8）：2974-2986.

[51] CHIEN C L， LIU T C， HO C L， et al. Overexpression of neuronalintermediate filament protein alpha-internexin in PC12 cells[J]. J Neurosci Res，2005，80（5）：693-706.

[52] BURRE J， SHARMA M， TSETSENIS T， et al. α-synucleinpromotes SNARE-complex assembly in vivo and in vitro[J]. Science，2010，329（5999）：1663-1667.

[53] GOEDERT M. Alpha-synuclein and neurodegenerative diseases[J].Nat Rev Neurosci， 2001，2（7）：492-501.

[54] MATTAMMAL M B，HARING J H， CHUNG H D， et al. An endogenous dopaminergic neurotoxin： Implication for Parkinsons disease[J]. Neurodegeneration，1995，4（3）：271-281.

[55] BURKE W J，LI S W， WILLIAMS E A， et al. 3， 4-Dihydroxyphenylacetaldehyde is the toxic dopamine metabolite in vivo：Implications for Parkinsons disease pathogenesis[J]. Brain Res，2003，989（2）：205-213.