细菌sRNA功能、预测及鉴定方法的研究进展

赵小凯，竹俊兰，严浩，王慧利

（温州医学院 生命科学学院，浙江 温州 325035)

·综 述·

细菌sRNA功能、预测及鉴定方法的研究进展

赵小凯，竹俊兰，严浩，王慧利

（温州医学院 生命科学学院，浙江 温州 325035)

细菌；sRNA；转录调控；生物信息学；综述文献

生物体中除了mRNA、tRNA、rRNA三种我们熟知的RNA外，还存在大量的非编码RNA（non-coding RNA）。它们隐藏于基因组内的信息层，有学者称之为基因组内“暗物质”，不可见却执行着新层次调控基因表达的功能[1]。研究者在对非编码RNA的研究中发现了大量具有转录后调控功能的非编码小RNA，如MicroRNAs（miRNAs）、Small interfering RNAs（siRNAs）、Piwi-interacting RNAs（piRNAs）、ScanRNAs（scnRNAs）等。其中，长度40至500个核苷酸的非编码RNA通常定义为small RNA（sRNA)。sRNA广泛存在于细菌、古生菌和真核生物体内。起初，sRNA的研究主要集中在真核生物中，近些年才渐渐把注意力集中到原核生物，尤其是病原细菌。事实上，早在1967年，就有研究者通过对大肠杆菌体内所有的RNA进行标记，在聚丙烯酰胺凝胶上探测到细菌的第一个sRNA——6SRNA[2]。

sRNA大部分位于两编码基因的间隔区域（IGR），小部分位于3’UTR或5’UTR。通过运用多种实验方法和生物信息学方法发现，sRNA除了分布于核心基因组，有些sRNA甚至分布于插入序列、质粒、噬菌体和致病岛上。日前，在大肠杆菌基因组就已经发现了约80个sRNA，且大部分在相近的致病菌中是保守的。sRNA半衰期短，通常一种sRNA有多个靶基因或靶位点，可更精确、迅速地调控多种基因的表达，具有比蛋白质调控更多的优势。所以，生物体内的sRNA的鉴定及其调控机制的研究成为当今生物领域新的研究热点。现就细菌sRNA的功能，与其伴侣分子Hfq的关系，预测和实验验证方法的进展作一综述。

1 细菌sRNA的功能

细菌sRNA能与靶基因互补配对，并主要通过与mRNA翻译区结合影响mRNA的稳定性或者与mRNA的3’UTR结合调控mRNA的翻译来调控靶基因的表达和蛋白质的稳定性。研究表明，sRNA能通过上述转录后调控方式参与多种生物学过程，如对环境的应答、物质代谢、蛋白质的合成、致病性等。

1.1 调控RpoS蛋白（RNA聚合酶的σ亚基）的sRNA细菌转录因子σ（RNA聚合酶的σ亚基）的编码基因rpoS，当遇到生存压力如温度、饥饿、渗透压及pH的变化时，可转录大量应答基因，作出应激反应，适应环境变化。研究发现一些sRNA能与靶mRNA rpoS碱基配对，在翻译水平上调节其表达，从而在对环境的应答反应中发挥着重要作用。目前研究发现有4种sRNA：OxyS、DsrA、RprA、ArcZ参与rpoS的转录后调控过程。DsrA、RprA和ArcZ能够激活RpoS蛋白的翻译，而OxyS则抑制其表达。

在环境压力下，如在低温时，DsrA通过干扰5’UTR的抑制子二级结构来激活RpoS蛋白的翻译，以适应环境，DEAD-box作为辅助因子[3]。DsrA还能保护rpoS，防止其被RNase E降解[4]。在病原菌沙雷菌属中，RprA通过正向调节rpoS翻译的方式来调节抗生素——碳青霉烯的产生[5]。研究还发现在缺乏DsrA、RprA时，rpoS很不稳定，DsrA、RprA的高表达能增加RpoS蛋白的积累和半衰期。ArcZ是利用特异的sRNA文库检测rpoS翻译调节时发现的第四种sRNA[6]。和DsrA和RprA一样，ArcZ能与rpoS碱基配对，解开其5’UTR的茎环结构，激活RpoS蛋白的翻译，从而对恶劣的环境作出应答反应。相反，OxyS则作为负调控子，有文献[7]报道其能抑制RpoS蛋白的合成，应答环境低氧信号。

1.2 调控需铁蛋白的sRNA铁是细菌代谢的最重要金属之一，在胞内的许多酶促反应里起着辅助因子的作用。铁饥饿是影响细菌感染能力的主要因素之一。许多细菌细胞内，转录抑制子铁吸收调节子（ferric uptake regulator，简称Fur)，能正向调节一些参与储存铁的基因，控制胞内铁稳态。现今已有很多文献报道称，sRNA能调节Fur，在减缓细菌的铁饥饿中起着重要作用。如最近在淋球菌中发现的sRNA——nrrF，对其转录本分析发现，它能转录后抑制编码含铁-硫中心的黄素蛋白-琥珀酸脱氢酶的sdhA和sdhC基因的表达[8]。与大肠杆菌的RyhB通过与RNase E形成降解复合体对sodB、sdhC等mRNA降解机制相似，通过减少需铁蛋白，使细胞内的铁离子重新分配，从而保持细菌细胞内部的铁稳态。

接着，研究者又在枯草芽孢杆菌中发现了相似功能的sRNA——FsrA，FsrA能与三种蛋白FbpA、FbpB和FbpC共同作用，抑制包括三羧酸循环在内的乌头酸酶和琥珀酸脱氢酶以及含铁硫簇的谷氨酸合酶等含铁蛋白的合成[9]。此外，近期通过生物信息学手段，从假单胞菌中发现了RyhB的同源基因PrrF[10]，同样具有调控铁代谢的功能。

1.3 调控OMPs等外膜蛋白的sRNA革兰氏阴性细菌细胞壁的外膜携带有多种高免疫原性的外膜蛋白（OMPs）。研究发现，sRNA还可抑制革兰氏阴性菌细胞表面蛋白OMPs的合成。在肠道菌中已发现InvR、MicA、MicC、MicF、RybB等十余种sRNA可调节mRNA omp的表达。

我们已经知道在大肠杆菌和沙门氏菌中存在着受外膜压力因子σE诱导的sRNA——RybB。 RybB可与靶标mRNA omp的5’UTR或编码区发生不完全碱基配对，抑制多种OMPs的合成[11]。此外，沙门菌中依赖Hfq的sRNA MicC可调节主要外膜蛋白OmpD的合成[12]。最近在沙门菌中又发现一种新sRNA SdsR，先前在大肠杆菌中称作RyeB，是最丰富的静止期特异性sRNA。研究发现SdsR是继InvR、MicC和RybB 后第四个能下调沙门菌的外膜孔蛋白OmpD合成的sRNA。通过3’RACE发现SdsR很有可能识别OmpD起始密码子的下游，从而配对发挥转录后调节作用[13]。同样在肠道菌，有研究者通过点突变发现，sRNA MicM能通过反义机制，隔绝ybfM的核糖体结合位点，从而沉默细胞表面蛋白YbfM[14]。此外，在其他肠道细菌也存在可以调控外膜蛋白合成的sRNA，如霍乱弧菌中的VrrA、志贺氏菌中的RnaG等。

1.4 调控生物膜形成的sRNA转录因子CsgD 通过掌控curli菌毛和纤维素的产生而决定大肠杆菌是否能形成生物膜。最近报道发现CsgD的mRNA是sRNA介导的信号整合的中枢[15]。

研究发现McaS、RprA和GcvB三种sRNA能调节csgD基因翻译。McaS是一个95 nt的sRNA，它通过三个不相连的单链区域来调节与生物膜形成相关的靶mRNA。例如，McaS能激活最主要的鞭毛合成转录因子flhD蛋白。同时，McaS还能调节一种与多聚糖β-1，6-N-乙酰基-D-葡糖胺的出膜相关的膜孔蛋白pgaA。研究还发现高浓度的McaS能促进生物膜的形成，而缺乏McaS的菌株出现不完整的生物膜[16]。通过广泛的突变分析发现，RprA能直接结合csgD的5’ UTR和翻译起始位点，和McaS一样抑制csgD的翻译[17]，GcvD也一样。

此外，在其他细菌中也发现sRNA如铜绿假单胞菌中的SagS[18]，肠炎沙门菌的MicA[19]等多种sRNA通过调控相关蛋白而影响生物膜的形成。

1.5 调控毒力蛋白的sRNA毒力的产生由一系列毒力基因介导，这些基因除少数存在于质粒外，大多数存在于染色体上。以往的研究表明，sRNA能通过调节毒力相关的靶标基因的表达，从而调控病原菌对宿主的侵袭力、在巨噬细胞中的存活力、对宿主细胞的黏附力以及毒力蛋白的分泌。

沙门菌编码SPI-1效应器的SopA蛋白和SPI-1蛋白的主要调节蛋白HilE，两者都是沙门菌的侵染所需的主要毒力因子。研究发现沙门菌致病岛基因编码的sRNA——IsrM， 能与这两个蛋白的mRNA相互作用，从而在沙门氏菌侵入上皮细胞、在巨噬细胞内复制及在小鼠体内的毒力与复制中发挥着关键作用[20]。

内膜蛋白MgtC，存在于多种致病菌中，是病原菌对小鼠的毒力及其在巨噬细胞中存活所必需的。研究发现沙门菌中顺式编码的反义sRNA AmgR可与mgtC部分序列碱基互补从而抑制其表达[21]。此外，在苏云金芽胞杆菌中发现一些对芽孢形成、杀虫晶体蛋白表达起分子调控的sRNA。还有很多文献报道sRNA能调控毒力蛋白mRNA的翻译。如金黄色葡萄球菌中RNAIII，鼠伤寒沙门氏菌IsrJ，嗜肺军团杆菌RsmY和RsmZd等。

1.6 调控其他功能的sRNA大肠杆菌的碳储存调节者（carbon storage regulation，简称Csr），是主要包含CsrB、CsrC两种sRNA、RNA结合蛋白CsrA和蛋白CsrD的调节系统。研究发现，CsrA能通过结合多种靶mRNA抑制糖异生和糖原代谢等过程，而CsrB、CsrC能阻止CsrA与其靶mRNA的相互结合[22]。借助生物信息学对假单胞菌基因间区域O1分析发现了一个sRNA——NalA，且PAO1区硝酸盐同化作用操纵子的表达需要这个sRNA[23]。在过氧化物压力下，大肠杆菌的sRNA RybA能调节芳香族氨基酸的生物合成的主要基因TyrR，参与芳香族化合物包括芳香族氨基酸的代谢的上调[24]。变异链球菌存在一种sRNA L10-Leader，通过生物信息学预测它的靶mRNA，发现有5种mRNA，这5种mRNA都参与链球菌的生长和应激反应。定量反转录发现，在不同生长环境中mRNA的表达水平与L10-Leader的浓度水平密切相关[25]。

此外，sRNA还有如DicF参与染色体复制和细胞分化[26]、RNAI质粒拷贝数控制[27]以及ncrMT1302参与cAMP代谢[28]等多种功能。这里不再一一介绍。

2 sRNA与其伴侣分子Hfq

Hfq（host factor for Qβ replicase）是细菌转录后调节子，是一类丰富的高度保守的Lsm/Sm家族剪接蛋白，具有RNA分子伴侣活性。Hfq最初是作为大肠杆菌RNA噬菌体QB复制所需要的宿主因子被发现的。细胞电镜影像显示Hfq蛋白定位细菌的细胞膜附近。至今为止发现Hfq参与许多由sRNA介导的功能调控，在体内能结合并稳定sRNA，能促进sRNA与靶mRNA的碱基配对，从而调节mRNA的转录。上面介绍的sRNA功能几乎都有Hfq的参与。而且Hfq的缺失将引起相关表型的改变。如生长速度减慢，细胞增大，对紫外光敏感度增加等。

最近的研究集中在Hfq结合RNA的机制方面。我们已经知道Hfq是通过形成六聚体环形式结合RNA的，且Hfq既能结合sRNA，又能结合mRNA。sRNA的PolyU尾巴对于Hfq的功能发挥是必需的[29]，此外最近研究还发现，经过突变和生化分析，大肠杆菌SgrS的内部发夹结构和上游的U富集序列对于Hfq的有效结合也是必需的[30]。Hfq的结合还与细菌基因组的CG含量和经实验验证sRNA与mRNA配对的自由能也存在显著的关系。

在正常的条件下，Hfq会限制sRNA的功能，大量sRNA竞争Hfq的结合位点，一些相对较少的sRNA会缺失与Hfq的结合，导致其转录后调节基因表达功能活性的降低[31]。同时，sRNA也能影响Hfq。通过体外重组实验，在野生型细胞中体外提取得到Hfq多聚体与RyhB的融合体，但在RelA突变的细胞内没有。结果显示RelA能促进Hfq单体形成多聚体，进而促进其结合RyhB及其他sRNA[32]。

并不是所有细菌都含有Hfq蛋白，研究发现在螺旋菌中缺少RNA伴侣蛋白Hfq的同源蛋白。通过与sRNA的亲和层析和免疫共沉淀发现，核糖体蛋白S1和一种未知功能的蛋白HP1334与sRNA有相互作用[33]。

3 sRNA的预测方法

目前，基因组学研究正从结构基因组（structural genomics）向功能基因组（functional genomics）迈进，高通量深度测序（Deep parallel sequencing）技术（如454、Solexa和Solid等）也日臻完善，这为挖掘更多的sRNA提供了可能。如通过454焦磷酸测序发现红杆菌存在大量的sRNA[34]； 对灰色链球菌的Solid全基因组测序，也发现了大量的干扰RNA[35]。而Solexa主要用于病毒sRNA的预测。 sRNA的预测方法也随着生物信息学的发展，从原先的克隆测序、标记染色进化到如今的生物信息学预测、生物芯片（Microarray）等方法。利用生物信息学方法，包括同源搜索、比较基因组预测、利用序列和结构特征分析（如RNA的二级结构）预测不同物种基因组或EST序列库中存在的sRNA成为现今广泛应用的方法。而生物信息学的方法不考虑sRNA的表达情况，基于IGR的保守性、RNA结构保守性和机器学习算法（machine-learning approach）预测sRNA，然后用Northern blots、RT-PCR、RNomics和RACE验证。但是生物信息学方法却会漏掉物种特有（不保守的）、较长转录以及位于ORF反链的sRNA。因此，理想的方法是运用生物信息学方法和高通量的测序方法相结合来发现新的sRNA，并根据新sRNA的特征，发展新算法，提高sRNA的预测效率。

计算机预测一直获得人们的亲睐，2011年刘倩等[36]报道了一种基于转录终点序列特征预测大肠杆菌sRNA的方法。该方法介绍了一个基于已知细菌sRNA转录终点的碱基频率矩阵来识别sRNA的预测策略，并在大肠杆菌K.12 MG1655中进行了sRNA的预测确证，并表明该模型在独立测试中具有较高的特异性和阳性检出率。国外Sridhar等[37]利用计算机软件sRNA scanner对已全基因组测序的S.Typhimurium LT2的基因间sRNA检测，发现118个潜在的sRNA，最后通过Northern印迹和5’RACE分析，确定了6种sRNA。

此外，sRNA常常以一种与Hfq结合为复合物的方式存在。可能这些sRNA只有与Hfq结合才具有活性，或是只有结合在一起才能修饰和调节目标蛋白。因此，可以利用Hfq的抗体免疫共沉淀方法或sRNA与Hfq结合原理的基因组SELEX方法，来寻找细菌中新的结合Hfq的sRNA。

4 细菌sRNA的实验验证

目前对预测得到的sRNA进行实验验证主要有两种方法，Northern印迹和荧光定量PCR（fluorescent quantitative PCR， FQ-PCR）。Northern印迹/PAGE是获得小RNA表达证据的通用关键技术，也是在无扩增时定量测量sRNA的标准方法。目前大多数研究者将Northern印迹作为鉴定sRNA的金标准。最近报道根癌土壤杆菌中就是通过Northern印记从228个sRNA中验证到了22个sRNA分子[38]。然而，Northern印迹的最大缺点是对样品的需求量较高，需要微克级样品才能避免假阴性。而sRNA样品往往难以获得，其原因主要是sRNA在细菌中含量少、容易降解、制备sRNA样品价格也非常昂贵。

FQ-PCR也可用于鉴定sRNA分子。与Northern印迹方法相比，FQ-PCR方法虽然可以高度灵敏地检测出低丰度表达的sRNA分子，但同样容易受到污染而出现假阳性。目前有多种FQ-PCR方法来鉴定sRNA，包括茎环引物荧光定量逆转录PCR；快速扩增cDNA 3’-末端的荧光定量逆转录PCR等。

此外，通过RNomics方法（即鸟枪克隆法），建立小转录本（40～500 nt）cDNA文库，通过杂交去除rRNA和tRNA，然后测序；用高密度寡核苷酸探针对sRNA进行探测，并且已成功运用于E.coli、P.Aeruginosa等基因组sRNA的确认鉴定。

5’-RACE和3’-RACE常和Northern印迹一起用于sRNA的验证。如Chen等[39]验证大肠杆菌内存在一种新的sRNA——Esre。

随着新一代测序技术的发展，不仅可为我们提供全局的sRNA表达谱，而且能够发现sRNA的长度变化以及酶修饰（如RNA编辑）。但是在生物体内低丰度表达、特定条件表达的sRNA仍然很难通过实验的方法检测到。

5 研究展望

随着基因组学和生物信息学的迅速发展以及对RNA分子特性研究的深入，将会发现越来越多的细菌sRNA分子。迄今发现的细菌sRNA数目虽然已经很多，但目前只有很少部分sRNA功能已通过实验确定，新非编码RNA的发现还有很大的发掘空间，并且已发现的大部分非编码RNA的生理功能尚不清楚。因此，对非编码RNA的功能研究方法需要越来越完善。而且sRNA生物功能的多样性，在病原菌的毒力、代谢等环节都起着至关重要的作用，也许将来能成为疾病控制的新靶点。另外，在最古老的原核生物蓝细菌中sRNA的调控机制研究的还比较少，至于sRNA的遗传进化机制与生物的演化关系如何，sRNA的功能与环境胁迫是否存在因果关系，也有待于进一步探讨。

再者，尽管sRNA筛选和鉴定的方法（如遗传学方法、免疫共沉淀法、基因芯片、基因和质粒翻译融合及生物信息学等）已比较成熟，但是这些方法也有各自的特点和局限性。所以我们应根据所研究的sRNA的特点采取合适的方法，或联合应用多种方法来避免各种方法的弊端，同时我们期待建立更好的筛选和鉴定sRNA的方法。

[1] Jeamton W, Mungpakdee S, Sirijuntarut M, et al. A combined stress response analysis of Spirulina platensis in terms of global direntially expressed proteins, and mRNA levels and stability of fattyacid biosynthesis genes[J]. FEMS Microbiol Lett,2008,281(2):121-131.

[2] Wassarman KM, Stroz G. 6S RNA regulates E.coli RNA polymerase activity[J].Cell,2000,101(6):613-623.

[3] Resch A, Vecerek B, Palavra K, et al. Requirement of the CsdA DEAD-box helicase for low temperature riboregulation of rpoS mRNA[J].RNA Biol,2010,7(6):796-802.

[4] McCullen CA, Benhammou JN, Majdalani N, et al. Mechanism of positive regulation by DsrA and RprA small noncoding RNAs: pairing increases translation and protects rpoS mRNA from degradation[J].J Bacteriol,2010,192(21):5559-5571.

[5] Wilf NM, Salmond GP. The stationary phase sigma factor, RpoS, regulates the production of a carbapenem antibiotic, a bioactive prodigiosin and virulence in the enterobacterial pathogen Serratia sp. ATCC 39006[J]. Microb,2012,158(3): 648-658.

[6] Mandin P, Gottesman S. Integrating anaerobic/aerobic sensing and the general stress response through the ArcZ small RNA[J]. EMBO J,2010,29(18):3094-3107.

[7] Benjamin JA, Desnoyers G, Morissette A, et al. Dealing with oxidative stress and iron starvation in microorganisms:an overview[J]. Can J Physiol Pharmacol,2010,88(3):264-272.

[8] Ducey TF, Jackson L, Orvis J, et al. Transcript analysis of nrrF, a Fur repressed sRNA of Neisseria gonorrhoeae[J]. Microb Pathog,2009,46(3):166-170.

[9] Smaldone GT, Revelles O, Gaballa A, et al. A global investigation of the Bacillus subtilis iron-sparing response identifirs major changes in metabolism[J]. J Bacteriol,2012,194(10): 2594-2605.

[10]Wildermam PJ, Sowa NA, FitzGerald DJ, et al. Identification of tandem duplicate regulatory small RNAs in Pseudomonas aeruginosa involved in iron homeostasis[J]. Proc Natl Acad Sci USA,2004,101(26):9792-9797.

[11]Papenfort K, Pfeiffer V, Mika F, et al. RNAs of Salmonella respond to membrane Etal.SigmaE dependentsmall stress by accelerating global OMP mRNA decay[J]. Mol Microbiol, 2006,62:1674-1688.

[12]Vogel J. A rough guide to the RNA world of Salmonella Noncoding [J]. Mol Microbiol, 2009,71(1):1-11.

[13]Frohlich KS, Papenfort K, Berger AA, et al. A conserved RpoS-dependent small RNA controls the synthesis of major porin OmpD[J]. Nucleic Acids Res,2012,40(8):3623-3640.

[14]Rasmussen AA, Johansen J, Nielsen JS, et al. A conserved small RNA promotes silencing of the outer membrane protein YbfM[J].Mol Microbiol,2009,72(3):566-577.

[15]Boehm A, Vogel J. The csgD mRNA as a hub for signal integration via multiple small RNAs[J]. Mol Microbiol,2012, 84(1):1-5.

[16]Thomason MK, Fontaine F, De Lay N, et al. A small RNA that regulates motility and biofilm formation in response to changes in nutrient availability in Escherichia coli[J]. Mol Microbiol,2012,84(1):17-35.

[17]Mika F, Busse S, Possling A. Targeting of csgD by the small regulatory RNA RprA links stationary phase, biofilm formation and cell envelope stress in Escherichia coli[J].Mol Microbiol,2012,84(1):51-65.

[18]Petrova OE, Sauer K. SagS contributes to the motile-sessile switch and acts in concert with BfiSR to enable Pseudomonas aeruginosa biofilm formation[J]. J Bacteriol,2011,193 (23):6614-6628.

[19]Kweon H, Yiacoumi S, Tsouris C. Friction and adhesion forces of Bacillus thuringiensis spores on planar surfaces in atmospheric systems[J]. Langmuir,2011,27(24):14975-14981.

[20]Gong H, Vu GP, Bai Y, et al. A Salmonella small non-coding RNA facilitates bacterial invasion and intracellular replication by modulating the expression of virulence factors[J]. PLoS Pathog,2011,7(9):e1002120.

[21]Lee EJ, Groisman EA. An antisense RNA that governs the expression kinetics of a multifunctional virulence gene[J]. Mol Microbiol,2010,76(4):1020-1033.

[22]Baker CS, Eory LA, Yakhnin H, et al. CsrA inhibits translation initiation of Escherichia coli hfq by binding to a single site overlapping the Shine-Dalgarno sequence[J]. J Bacteriol, 2007,189(15):5472-5481.

[23]Romeo A, Sonnleitner E, Sorger-Domenigg T, et al. Transcriptional regulation of nitrate assimilation in Pseudomonas aeruginosa occurs via transcriptional antitermination within the nirBD-PA1779-cobA operon[J]. Microb, 2012, 158(6):1543-1552.

[24]Gerstle K, Kltschke K, Hahn U, et al. The small RNA RybA regulates key-genes in the biosynthesis of aromatic amino acids under peroxide stress in E.coli[J]. RNA Biol, 2012, 9 (4):458-468.

[25]Xia L, Xia W, Li S, et al. Identification and Expression of Small Non-Coding RNA, L10- Leader, in Different Growth Phases of Streptococcus mutans[J]. Nucleic Acid Ther, 2012, 22(3):177-186.

[26]Delihas N. Regulation of gene expression by trans-encoded antisense RNAs[J]. Mol Microbiol,1995,15(3):411-414.

[27]GO H, Lee K. A genetic system for RNase E variant-controlled overproduction of ColE1 type plasmid DNA[J]. J Biotechnol,2011,152(4):171-175.

[28]Pelly S, Bishai WR, Lamichhane G. A screen for non-coding RNA in Mycobacterium tuberculosis reveals a cAMP-responsive RNA that is expressed during infection[J]. Gene, 2012, 500(1):85-92.

[29]Otaka H, Ishikawa H, Morita T, et al. PolyU tail of rhoindependent terminator of bacterial small RNAs is essential for Hfq action[J]. Proc Natl Acad Sci USA,2011,108(32): 13059-13064.

[30]Ishikawa H, Otaka H, Maki K, et al. The functional Hfqbinding module of bacterial sRNAs consists of a double or single hairpin preceded by a U-rich sequence and followed by a 3' poly(U) tail[J]. Mol Microbiol,2012,18(5):1062-1074.

[31]Moon K, Gottesman S. Competition among Hfq-binding small RNAs in Escherichia coli[J]. Mol Microbiol,2011,82 (6):1545-1562.

[32]Argaman L, Elgrably-Weiss M, Hershko T, et al. RelA protein stimulates the activity of RyhB small RNA by acting on RNA-binding protein Hfq[J]. Proc Natl Acad Sci USA,2012, 109(12):4621-4626.

[33]Rieder R, Reinhardt R, Sharma C, et al. Experimental tools to identify RNA-protein interactions in Helicobacter pylori [J]. RNA Biol,2012,9(4):520-531.

[34]Berghoff BA, Glaeser J, Sharma CM, et al. Photooxidative stress-induced and abundant small RNAs in Rhodobacter sphaeroides[J]. Mol Microbiol,2009,74(6):1497-1512.

[35]Tezuka T, Hara H, Ohnishi Y, et al. Identification and gene disruption of small noncoding RNAs in Streptomyces griseus [J]. J Bacteriol,2009,191(15):4896-4904.

[36]刘倩,应晓敏,吴佳瑶,等. 基于转录终点序列特征预测大肠杆菌sRNA[J]. 生物物理学报,2011,27(3):257-264.

[37]Sridhar J, Sambaturu N, Sabarinathan R, et al. sRNAscanner: a computational tool for intergenic small RNA detection in bacterial genomes[J]. PLoS One,2010,5(8):e11970.

[38]Wilms I, Overlper A, Nowrousian M, et al. Deep sequencing uncovers numerous small RNAs on all four replicons of the plant pathogen Agrobacterium tumefaciens[J]. RNA Biol, 2012,9(4):446-457.

[39]Chen W, wang Y, Li Y, et al. Esre: a novel essential noncoding RNA in Escherichia coli[J].FEBS Lett,2012,586(8): 1195-1200.

（本文编辑：吴健敏）

Q3

C

1000-2138（2012）05-0503-05

2012-06-15

国家自然科学基金资助项目（31071115，31270548）；浙江省科技厅公益项目（2011C23114）。

赵小凯（1990-），男，浙江嘉兴人，硕士生。

王慧利，博士，副教授，Email：whuili@163.com。