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3个外种猪群FUT1基因多态性研究

2010-11-27罗家琴

长江大学学报(自科版) 2010年5期
关键词:杜洛克种猪等位基因

罗家琴

(长江大学动物科学学院,湖北 荆州 434025)

陈红颂

(湖北省畜牧兽医局,湖北 武汉 430060)

黄祥春,王家圣

(湖北省畜牧兽医局桑梓湖种猪场,湖北 荆州 434010)

杨 军

(长江大学动物科学学院,湖北 荆州 434025;湖北省畜牧兽医局桑梓湖种猪场,湖北 荆州 434010)

3个外种猪群FUT1基因多态性研究

罗家琴

(长江大学动物科学学院,湖北 荆州 434025)

陈红颂

(湖北省畜牧兽医局,湖北 武汉 430060)

黄祥春,王家圣

(湖北省畜牧兽医局桑梓湖种猪场,湖北 荆州 434010)

杨 军

(长江大学动物科学学院,湖北 荆州 434025;湖北省畜牧兽医局桑梓湖种猪场,湖北 荆州 434010)

采用PCR-RFLP方法,对3个外种猪群FUT1基因多态性进行了检测。结果表明,杜洛克猪群中检测到AA、AG和GG 3种基因型,长白和大白猪群中仅检测到GG和AG 2种基因型,未检测到EFC18抗性AA基因型。卡方检验结果表明,3个外种猪群该位点均处于Hardy-Weinberg遗传平衡(Pgt;0.05)。群体中该位点纯合度较高,杂合度较低,除杜洛克猪群具有中度遗传多态性外,其余2个猪群该位点遗传多态性较低。可在后续的育种方案中实施基因型选配,扩大群体中EFC18抗性AA基因型个体数量。

猪(Susscrofa);FUT1基因;PCR-RFLP;多态性

仔猪腹泻和水肿病是一种重要的传染病,此病从出生到断奶这一阶段的死亡率高达11.5%~29.5%[1]。仔猪断奶后水肿病和腹泻病主要由产肠毒素大肠杆菌F18(EnterotoxigenicEscherichiacoliF18,ECF18)黏附于小肠黏膜上皮细胞刷状缘并产生肠毒素引起,ECF18能否致病取决于小肠黏膜上皮细胞刷状缘有无受体[2~3]。研究发现,位于F18受体基因一侧的α-1岩藻糖转移酶基因(α-1 fucosyltransferase gene,FUT1)可作为F18介导的粘附呈敏感性或抗性遗传性状的候选基因。FUT1基因定位于猪第6号染色体上,其开放阅读框(ORF)全长1 098 bp,其中第307位的G→A点突变产生A和G2个等位基因,G等位基因对A等位基因显性。该G→A点突变导致第103位编码产物由丙氨酸(Ala)转换为苏氨酸(Thr),改变FUT1酶的活性,从而抑制ECF18对仔猪小肠的粘附[4~5]。因此,FUT1基因的AA基因型为ECF18抗性,GG和AG基因型为ECF18易感。

长白、大白和杜洛克是我国生产瘦肉型优质商品猪应用最广泛的3大外种猪,本研究以桑梓湖种猪场3个外种猪为试验材料,检测FUT1基因PCR-RFLPs多态性,并进行群体遗传学分析,以期通过标记辅助育种措施,增加本场猪群中ECF18抗性基因型AA个体的数目,增强猪群抗仔猪腹泻与水肿病的能力。

1 材料与方法

1.1 试验材料

以湖北省畜牧兽医局桑梓湖种猪场核心群种猪共51头种猪为试验材料,其中杜洛克种猪10头(5公5母),长白猪24头(7公17母),大白猪17头(6公11母)。耳号钳采集猪只耳组织约50 g,放置于盛有70%乙醇的离心管中,-70 ℃保存待用。标记样品号和记录猪只耳号。

1.2 基因组DNA提取及引物设计

参照文献[6]提取耳组织基因组DNA,-20 ℃保存。采用Vögeli[4]的引物:上游引物,5’-CTT CAG CCA GGG CTC CTT TAA G-3’;下游引物,5’-CTT CCT GAA CGT CTA TCA AGA CC-3’,扩增片段421 bp。引物由上海捷瑞生物工程有限公司合成。

1.3 目的片段PCR扩增及酶切鉴定

PCR反应体系中:模板DNA 100 ng,10×buffer 2.5 μL,10 mmol/L dNTPs 0.5 μL,上下游引物(10 pmol/μL)各0.25 μL,Taq DNA聚合酶1 U,加ddH2O至25 μL。

PCR反应参数:94 ℃预变性5 min;94 ℃变性1 min,55 ℃退火1 min,72 ℃延伸1 min,30个循环;72 ℃延伸8 min。

RFLP酶切分析:酶切体系中10×buffer(含BSA)1.5 μL,PCR产物6 μL,Hin6Ⅰ0.5 μL,加ddH2O至10 μL,37 ℃恒温水浴孵育16 h。2%琼脂糖凝胶检测酶切产物,记录个体基因型。

1.4 群体遗传学分析

采用POPGEN32软件计算基因型频率、等位基因频率、基因位点杂合度(HE)和多态信息含量(PIC),群体Hardy-Weinberg平衡采用χ2检验(df=1)。

2 结果与分析

2.1 PCR产物扩增结果

M为DL2000 DNA marker;1~8为421 bp特异性PCR产物图1 FUT1基因特异性PCR产物Figure 1 PCR products of FUT1 gene

M为DL2000 DNA marker;13为AA基因型;2,6,9,10,11,12为GG基因型;1,3,4,5,7,8为AG基因型图2 FUT1基因Hin6Ⅰ酶切结果Figure 2 Hin6Ⅰ restriction results of FUT1 gene

对整个试验猪群的基因组进行扩增,PCR产物经0.7%琼脂糖凝胶进行检测,获得与目标片段大小一致的产物,且产物条带清晰无杂带、稳定性和特异性好,可直接用于酶切分析(图1)。

2.2 PCR产物酶切结果

所扩增的FUT1基因421 bp片段存在2个Hin6Ⅰ酶切位点,可产生241 bp、93 bp和87 bp共3个片段,定义为G等位基因;当第307位酶切位点发生G→A突变,Hin6Ⅰ酶切产生328 bp和93 bp 2个片段,定义为A等位基因。酶切产物2%琼脂糖凝胶电泳分型,因93 bp和87 bp 2个片段大小非常接近,电泳时重叠为1条带,故AA和GG纯合子均为2条带,AG杂合子为3条带,但3种基因型可明显区分(图2)。

2.33个外种猪群FUT1基因群体遗传学分析结果

3个外种猪群FUT1基因频率和等位基因频率结果以及Hardy-Weinberg遗传平衡检测结果见表1。从表1可以看出,除杜洛克猪群检测到1个AA抗性基因型外,其余2个猪群均未检测到AA基因型。杜洛克猪群中AG基因型略占优势,A等位基因频率为0.350 0,G等位基因频率为0.650 0。长白猪群和大白猪群中GG为优势基因型,基因型频率分别为0.875 0和0.823 5。G等位基因为优势等位基因,基因频率分别为0.937 5和0.911 8。Hardy-Weinberg遗传平衡检测结果表明,3个外种猪群该位点均处于遗传平衡状态(Pgt;0.05)。

表1 3个外种猪群FUT1基因频率和基因型频率Table 1 Allelic and genotypic frequency of FUT1gene in 3 foreign pig herds

表2 3个外种猪群FUT1基因多态性分析结果Table 2 Polymorphism of FUT1gene in 3 foreign pig herds

3个外种猪群FUT1基因多态性分析结果见表2。除纯合度、杂合度能反映群体的遗传变异外,衡量群体一个位点的遗传变异指标还有多态信息含量(PIC)。对于一个群体而言,PIC值高、等位基因数目多、杂合度大,则该位点的遗传变异性就高,有较大的选择潜力;反之则说明该群体杂合度小、基因纯合度高,可以看作是纯系加以利用。从表2可以看出,就FUT1基因位点而言,长白猪群和大白猪群纯合度高,杂合度低,但其多态信息含量很低。杜洛克猪群该位点纯合度不高而具有一定的杂合度,因其0.2lt;PIClt;0.5为中度多态,故可在后续选育方案中实施中等强度的选择,也可实施分化选育,即通过AG个体与AA个体交配或AG个体间交配,逐步选留纯合的AA个体,培育抗仔猪腹泻和水肿病的抗病种猪。

3 讨论

畜禽抗病性状是一个复杂的阈性状,受到遗传和环境因素的共同影响,常规的表型选择难以获得理想的改良效果。利用标记辅助育种(Marker-assistant Breeding,MAB)可以有效解决这个难题,前提是找到与抗病性状紧密连锁的遗传标记。现有研究结果显示,杜洛克、长白猪和大白猪群中均存在FUT1基因多态性,均检测到了AA抗性基因型[4,7~10]。本研究仅在杜洛克猪群中检测到了AA抗性基因型,长白猪群和大白猪群均未检测到AA纯合子。这可能与不同群体的选育背景有关,也可能与群体样本大小有关。3个猪群中G等位基因均占优势,3个群体FUT1基因位点均处于遗传平衡状态,这与已有的研究结果相符。

多态性分析结果显示,3个外种猪群FUT1基因位点纯合度都较高,但以EFC18易感基因型GG为主,且3个群体多态信息含量均偏低。在生产实践中,对于多态信息含量很低的长白和大白猪群,宜采用基因型选配措施,即采取AG×AG的同质选配,在后代中选留AA基因型个体;对具有中度多态信息含量的杜洛克猪群,可开展中等强度的选择,同时结合AA×AA和AG×AG的同质选配,以期培育出抗仔猪腹泻和水肿病的优质种猪。FUT1基因位于猪6号染色体上,与血型抑制因子S、红细胞酶系统以及氟烷基因(RYR1)紧密连锁,其中RYR1基因的n等位基因是导致猪应激综合症和PSE肉的主因,但同时其N等位基因对于猪的生长发育性能又具有显著的正遗传效应。故在进行基因型同质选配的同时应紧密结合性能测定,只有选留那些具有较高估计育种值(Estimated Breeding Value,EBV)的AA基因型个体,才能培育出既高产又抗病的种猪新品系。

[1]Bush E.National Swine Survey:Morbidity/mortality and health management of swine in the United States[M].Colorado:USDA-ApHIS-VS,1992.7~9.

[2]Bertin M,Ducher-Suchaux F.Relationship between virulence and adherence of various enterotoxigenicEscherichiacoli:strains to isolated intestinal epithelial cells from Chinese Meishan and European large white pigs[J].Am J Vet Res,1991,52:45~49.

[3]Nagy B,Fekete Z.EnterotoxigenicEscherichiacoli(ETEC) in farm animal[J].VET Res,1999,30:259~284.

[4]Vögeli P,Meijerink E,Fries R.A molecular test for the detection ofE.coliF18 receptors:a breakthrough in the struggle against edema disease and postweaning diarrhea in swine[J].Scheiz Arch Tierheikd,1997,139:479~484.

[5]Meijerink E,Fries R,Vgeli P,etal.Two α(1,2) fucosyltransferase genes on porcine chromosome 6q11 are closely linked to the bloodgroup inhibitor (S) andEscherichiacoliF18 receptor (ECF18R) Loci[J].Mamm Genome,1997,8:736~741.

[6]杨 军,唐登华,罗家琴.一种快速提取鸭基因组DNA的方法[J].河南农业科学,2007,(10):113~114.

[7]周仲儿,刘月环.猪大肠杆菌F18受体基因型测定初报[A].陈国宏.Animal Biotechnology Bulletin[C].北京:中国农业出版社,2000.107~109.

[8]施启顺,黄生强,柳小春,等.不同猪种E.coliF18受体基因的多态性[J].遗传学报,2003,30(3):221~224.

[9]晏学明,任 军,郭源梅,等.猪α1-岩藻糖转移酶基因(FUT1)在26个中外猪种中的遗传变异研究[J].遗传学报,2003,30(9):830~834.

[10]张引红.中外六个猪种FUT1基因多态性研究[J].中国比较医学杂志,2007,17(8):487~489.

2010-03-16

罗家琴(1979-),女,重庆沙坪坝人,农学硕士,讲师,主要从事动物分子免疫学研究.

王家圣,E-mail: hbszh1962@163.com

10.3969/j.issn.1673-1409(S).2010.02.010

Q346+5;S828

A

1673-1409(2010)02-S026-03

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