神经干细胞分化调节机制及对脑损伤的治疗前景

杨立恒 蔡敬怡

神经干细胞(neural stem cell，NSCs)是指神经系统中终生保持增殖和分化潜能的细胞，处于分化的终末状态，可通过对称或不对称分裂，生成新的干细胞和分化潜能逐渐降低的子细胞，最终生成中枢神经系统的三种主要细胞，即神经元、星形胶质细胞和少突胶质细胞。虽然神经干细胞研究还处于起步阶段，但已在医学领域中呈现出诱人的光辉前景，其临床应用具有巨大的潜力。

1 神经干细胞特性及调节其分化的因素

1.1 神经干细胞体内分布及生物学特性 研究发现，NSCs不仅存在于胚胎早期的脑室和脑室下区中，也存在于发育成熟的脑部(包括人脑)，主要在室管膜下区(subventricular zone，SVZ)和海马齿状回的颗粒细胞下层(subgranular zone，SGZ)。在局部损伤和局部环境变化时，如处于丰富环境(enriched environment)、多种生长因子存在等情况下可出现增生性反应，而在紧张、年龄增加等情况下会发生反应性增生下降［1］。

1.2 影响神经干细胞分化的因素

1.2.1 生长因子类 ①成纤维细胞生长因子(fibroblast growth factor，FGF)。FGF家族包括22名成员和4类受体。其中FGF-1和FGF-2发挥主要作用。体外实验已证明FGF-2能够直接刺激神经干细胞的增殖与分化［2］。FGF-2对NSCs分化的影响呈浓度依赖性，低浓度时促进分化为神经元，高浓度时，促进向神经胶质细胞的分化。肝素硫酸葡糖胺(HSPG)影响FGF作用的发挥，即FGF/HS(肝素硫酸)/FGFR复合物共同调节干细胞发育，但从脑发育的不同时期分离出来的HSPG对FGF具有不同的反应性［3］，原因可能与不同时期肝素硫酸葡糖胺侧链长度不同有关;②表皮生长因子EGF(epidermal growth factor，EGF)。EGF是促进有丝分裂的因子，能促进神经干细胞分化增殖。EGF受体是酪氨酸激酶受体，由ErbB基因编码。在E13鼠基底节、E15鼠中脑原始区域及E17鼠内侧神经节突起的脑室区EGF都有表达，但不如FGF分布广泛。EGFR在E15鼠中脑原始区域和小脑皮质外颗粒层有所表达，但持续表达在小脑皮质颗粒层及齿状回颗粒层，成鼠EGFR表达则只限于室下区和齿状回。侧脑室长期在EGF刺激下虽不明显诱导齿状回或嗅球颗粒神经元产生，但却诱导室管膜下区星形胶质细胞的产生;③胰岛素样生长因子(insulin-like growth factor，IGF)。IGF-1在NSCs调节中发挥重要作用，体外培养发现，在缺乏IGF-1的情况下，EGF与FGF-2都不能发挥原有作用，FGF-2主要促进早期NSCs的增殖，在体外培养传代第四代之前不需要IGF-1的参与，而EGF主要促进胚胎晚期NSCs的增殖，且需IGF-1的参与。

1.2.2 甲状腺激素(thyroid hormone，T3)和维甲酸(retinoic acid，RA) T3和RA通过细胞内核受体家族发挥作用。T3受体表达在胚鼠的海马区、小脑区和皮质脑室区域。配体受体混合物对靶基因区域的DNA成分具有高亲和力并直接调节这些基因的表达。RA能够引起NeuroD和P21表达水平的迅速上调，使NSCs分化为未成熟神经元的数量增加3倍，同时促使trkA、trkB、trkC和p75N GFR表达增加，促使神经前体细胞分化成熟［4］。

1.2.3 神经递质类 神经递质主要包括氨基酸递质和神经活性肽类，其中氨基酸递质中较重要的为谷氨酸与GABA，神经活性肽类包括阿片肽与血管活性肠肽(vasoactive intestinal polypeptide，VIP)及垂体腺苷酸环化酶肠肽(PACAP)。谷氨酸通过四种受体发挥作用，即NMDA受体、AMPA受体、Kainate受体和Metabotropic受体。缺乏NMDA受体时，谷氨酸可以使细胞数量减少近60%。GABA和谷氨酸一样，可抑制皮质前体细胞增殖而促进细胞分化，起作用发挥依赖于GABAA受体。在体外实验中，已经证实了脑室区域与皮质区域有GABAA受体存在，并影响细胞的增殖分化。神经活性肽类中的阿片肽能够抑制CNS细胞增殖。药理学研究表明，阿片肽影响神经发育只通过未克隆的4型受体而发挥作用，该型受体对Met5-enkephalin具有高亲和力，而对细胞增殖无任何影响的δκμ配体具有低亲和力。体内外实验证明，VIP和PACA P具有促进细胞增殖作用，在神经嵴源性的颈神经节前体细胞PACAPI受体可促进其增殖。

2 神经干细胞在中枢神经系统损伤中的治疗作用

目前对于中枢神经系统损伤的主要治疗策略有:采用神经生长因子或者抵消神经生长抑制剂作用的因子来促进损伤组织的再生;以含有生长因子的桥架来连接损伤区域，促进轴突的再生;修复受损的髓鞘，恢复神经冲动的传导;增强中枢神经系统的可塑性。临床上脑损伤后期治疗的主要方法包括神经功能康复训练及神经营养药物的应用，但是疗效都不很确切，主要是很难达到修复受损神经元、突触联系及恢复神经功能的目的。而NSCs的研究则为脑损伤的治疗提供了新的方向。

2.1 自体NSCs的治疗研究 Dash等发现兴奋毒性和机械损伤海马颗粒细胞层(granule cell layer)可刺激前体细胞增殖，这提示该处的神经损伤可能导致神经再生。实际上，大部分外伤后的神经再生都形成了星形胶质细胞。这些实验说明自体的NSCs在神经组织损伤后有一定的代偿能力，但是这种能力毕竟有限，不能够达到完全修复损伤的目的。因而，仅依靠内源性的神经再生来修复脑损伤，不能完全实现修复的目的。因此人们开始尝试异体NSCs移植来治疗脑损伤。

2.2 异体NSCs的治疗研究 NSCs移植后能分化为神经元或胶质细胞，其分化趋势可能受微环境影响，移植能改善运动功能，但是对于认知功能的改善其作用并不明显。其中NSCs改善运动损伤可能的机制为:细胞替代作用以减少组织损失和胶质瘢痕形成。但从以往的实验结果中不难发现，移植入体内的NSCs的存活率并不高。为了提高NSCs的存活率，目前的主要方法有以下几种。

2.2.1 改善移植细胞的局部生存环境 由于损伤后还存在局部炎症等后期效应，使得新植入的NSCs不易存活;损伤区周边的细胞或NSCs自身可能存在某些细胞因子的旁分泌或自分泌作损伤部位用，可影响干细胞的存活和分化。微环境影响干细胞的存活、迁移和分化，可诱导特殊表型的神经元或胶质细胞的分化，这一作用可能强于NSCs自身的特性。成年脊髓来源NSCs在移植入DG后能分化为神经元，但在移植回脊髓后，却不能出现神经元表型［5］。同样，成年海马来源的NSCs在移植到SVZ或吻侧迁移路径(rostral migratory stream，RMS)时，可分化成嗅球神经元，出现嗅球中的神经传递表型，而在移植到海马时则不能进行上述分化。

2.2.2 体外预分化NSCs，选择合适的移植细胞 在大多数NSCs移植研究中，移植的是多潜能NSCs(pluripotent NSCs)，依靠细胞自身的分化能力在体内分化。但这样移植后，大多数NSCs分化成胶质细胞，只有少数能成为神经元，而分化为正常功能的神经元细胞则更少。体外预分化NSCs，使其在体外成为谱系限制性的前体细胞(lineage committed precursors)，可提高对损伤的治疗作用。神经元限制性前体细胞(neuronal restricted progenitor，NRPs)是一种能定向朝神经元方向分化的细胞，从胚胎中枢神经系统组织、胚胎干细胞、增殖中的多潜能NSCs中均可分离出NRPs。移植的NRPs呈现出与原位宿主神经元一样的表型。可以说NSCs在体内的存活、增殖和分化是局部微环境和干细胞自身特性相互作用的结果。

3 问题与展望

3.1 神经干细胞来源问题 成年NSCs多位于脑和脊髓中轴部位，难以大量取材，而且目前尚无法对NSCs的增殖分化进行精确调控，另外培养时间也是一个限制因素。Kondo等发现在一定细胞外信号诱导下，少突细胞前体细胞可以逆分化为多功能NSCs，后者可以自我更新并分化为神经元、星形胶质细胞和少突胶质细胞。

3.2 调控问题 目前人们对于NSCs的分化调节机制还不十分清楚。如何选择有效的移植部位和方法，控制其分化方向，预测其发展结果，达到期望目的等问题还有待进一步的研究。

3.3 免疫排斥 移植后的免疫排斥也是一个有待解决的问题。大多数实验显示神经干细胞的移植无论自体和异体都未发生免疫排斥反应。也有研究显示存在免疫排斥，其主要机制与MHC-Ⅱ有关，实验中用长效环胞菌素A免疫抑制剂可以保护抑制细胞的生长分化。

［1］Peterson DA.Stem cells in brain plasticity and repair.Curr Opin Pharmacol，2002，2(1):34-42.

［2］Kuhn HG，Winkler J，Kempermann G，et al.Epidermal growth factor and fibroblast growth factor have different effects on neural progenitors in the adult rat brain.J Neurosci，1997，17:5820-5829.

［3］Brickman YG，Ford MD，Gallagher JT，et al.Structural modification of fibroblast growth factor binding heparin sulfate at a determinative stage of neural development.J Biol Chem，1998，273:4350-4359.

［4］Takahashi J，Palmer TD，Gage FH.Retinoic acid and neurotrophins collaborate to regulate neurogenesis in adult derived neural stem cell cultures.J Neurobiol，1999，38:65-81.

［5］Shihabuddin LS，Horner PJ，Ray J，et al.Adult spinal cord stem cells generate neurons after transplantation in the adult dentate gyrus.J Neurosci，2000，20(23):8727-8735.

［6］Yang H，Mujtaba T，Venkatraman G，et al.Region-specific differentiation of neural tube-derived neuronal restricted progenitor cells after heterotropic transplantation.Proc Natl Acad Sci USA，2000，97(24):13366-13371.

［7］A1 Nimer F，Wennersten A，Holmin S，et a1.MHC expression after human neural stem cell transplantation to brain contused rats.Neuroreport，2004，15(12):1871-1875.