膜分离技术纯化花生衣中的原花色素

刘志强，张初署，孙 杰，于丽娜，张 岩，王世清，杨庆利,*

(1.山东省花生研究所，山东 青岛 266100；2.青岛农业大学食品科学与工程学院，山东 青岛 266109)

膜分离技术纯化花生衣中的原花色素

刘志强1,2，张初署1，孙 杰1，于丽娜1，张 岩2，王世清2，杨庆利1,*

(1.山东省花生研究所，山东 青岛 266100；2.青岛农业大学食品科学与工程学院，山东 青岛 266109)

以花生衣的原花色素提取液为原料，研究不同孔径的膜组件(NF-500、HPS-1、PS-5、PS-10)纯化原花色素提取液的效果。确定最佳纯化效果的膜组件，以及其不同操作压力、操作温度对纯化花生衣中原花色素得率和纯度的影响。结果表明：最佳纯化膜组件为HPS-1超滤组件，其操作压力0.54MPa，操作温度25℃，在此条件下，原花色素得率13.3%、纯度85.8%。

原花色素；花生衣；膜分离

花生衣为豆科植物花生种皮，红棕色膜质，味甘、微苦、性平，有止血散瘀和消肿之功效，在《本草纲目》和《中华药典》等书中均有记载[1-3]。花生衣中含有丰富的原花色素，其中50%左右为生物活性较高的低聚物[4]。原花色素作为天然抗氧化剂，以其极强的清除自由基能力和心血管系统活性在药品、保健品和化妆品中越来越受到人们的欢迎[5-6]。但是花生衣原花色素粗提液中含有蛋白质、糖类等杂质[7-9]，这些成分的存在不仅影响色素的纯度，还影响其储藏的稳定性；同时未经纯化的花生衣原花色素达不到食品加工对其纯度要求。因此对原花色素提取液进行纯化才能达到贮藏和食品加工的要求。

膜分离是一种新兴的生化分离技术，是指借助膜的选择渗透作用，在外界能量或化学位差的推动下对混合物中溶质和溶剂进行分离、分级、提纯和富集，广泛应用于化工、食品、医药及废水处理等领域[10-12]。与传统分离技术相比，膜分离法不会发生相变，耗能少，不消耗化学试剂和添加剂，不会污染产品，而且膜分离生产过程可在常温封闭回路中进行，适合处理热敏性物质同时避免氧气氧化有效物质。该法在天然色素的提取中得到应用[13-15]。本研究以花生衣的原花色素提取液为原料，从膜组件的膜通量、原花色素得率和纯度角度出发，探讨膜分离的过程所需最佳膜孔径及该孔径下分离的最佳工作条件，为花生衣中原花色素的提取提供参考。

1 材料与方法

1.1 材料、试剂与仪器

花生衣 青岛东生集团股份有限公司；原花色素(≥98%) 上海融禾医药科技有限公司；香草醛(分析纯)天津博迪化工；盐酸、甲醇、无水乙醇(均为分析纯)。

RO-NF-UF-4050/4100/4010实验用膜分离装置/超滤器 上海摩速科学器材有限公司；膜组件(NF-500芳香聚酰胺膜、HPS-1聚砜膜、PS-5聚砜膜、PS-10聚砜膜、截留分子质量分别为500、1000、5000、10000D，膜面积为0.1m2)；冷冻干燥机 北京博医康实验仪器有限公司；SHZ-3循环水多用真空泵 上海沪西分析仪器厂；SHA-B双功能水浴恒温振荡器 金坛市杰瑞尔电器有限公司；VDRTEX-5漩涡混合器 海门市其林贝尔仪器制造有限公司；FZ102型微型植物粉碎机 天津市泰斯特仪器有限公司；TU-1800S紫外分光光度计 北京普析通用仪器有限公司；TE212-L电子天平 德国赛多利斯股份有限公司；HH-4数显恒温水浴锅 国华电器有限公司。

1.2 方法

1.2.1 原花色素提取液制备

将花生衣在粉碎机中粉碎，按照1:20(g/mL)的比例加入石油醚30℃恒温水浴脱脂5h，之后进行抽滤，将得到的滤渣在通风橱中除去残留的石油醚，得脱脂花生衣[16]。采用超声波辅助法提取脱脂花生衣中原花色素，提取条件：超声波功率120W、提取温度35℃、提取时间5min、料液比9.24(g/mL)、乙醇体积分数55%。

将得到的原花色素提取液减压过滤除去残渣，滤液在30℃下真空旋转蒸发，待浓缩液的体积为原体积的1/5时，对其进行冷冻，之后进行真空冷冻干燥得到原花色素粉末。

1.2.2 原花色素测定及标准曲线的制作

采用香草醛-盐酸法测定提取液中的原花色素。取样液1.0mL，放入试管中，加入4g/100mL香草醛-甲醇溶液3.0mL混合，再加入1.5mL浓盐酸(质量分数为36%～38%)，立即混匀。室温下显色15min左右，在500nm波长处测定吸光度，4g/100mL香草醛-甲醇溶液做空白对照，避光保存。

图1 原花色素标准曲线图Fig.1 Standard curve of proanthocyanidins

精确称取原花色素标准品10.0mg，定容于10mL容量瓶中，再进行一定倍数的稀释，配制出0.05、0.10、 0.15、0.20、0.25mg/mL质量浓度原花色素标准液。采用香草醛-盐酸法测定吸光度，绘制出原花色素质量浓度与吸光度的关系曲线，见图1。并计算出回归方程：A=3.5018C－0.0025(R2=0.9998)，式中：A为吸光度；C为原花色素质量浓度(mg/mL)。

1.2.3 膜分离装置

图2 RO-NF-UF-4050/4100/4010实验用膜分离装置/超滤器Fig.2 RO-NF-UF-4050/4100/4010 laboratory membrane separation device/ultra-filtration instrument

本实验采用上海摩速科学器材有限公司生产的RONF-UF-4050/4100/4010实验用膜分离装置/超滤器(图2)。操作方法为样品液经输液泵输入膜分离组件，以切向流的方式通过膜组件，分为透过液和截留液，在压力驱动下分别从膜分离柱外腔的透过口和循环口流出。

1.2.4 原花色素得率及纯度的计算

原花色素得率计算：W=m1/m2

式中：W为原花色素得率/%；m1为纯化后原花色素质量/mg；m2为称量脱脂花生衣的质量/mg。

原花色素纯度计算：n=CVN/m1

式中：n为原花色素纯度/%；C是原花色素质量浓度/(mg/mL)；V为溶液体积/mL；N为稀释倍数；m1为纯化后原花色素质量/mg。

1.2.5 膜通量的计算

膜通量的计算式：J=ΔV/(S·Δt)

式中：J为膜通量/(L/(m2·h))；ΔV为取样时间内渗透液体积/L；S为膜面积/m2；Δt为取样时间/h。

2 结果与分析

2.1 膜组件的选择

采用4种不同规格的膜组件(NF-500、HPS-1、PS-5、PS-10，截留分子质量分别为500、1000、5000、10000D)对相同温度、相同体积、相同浓度的原花色素提取液进行浓缩纯化实验。从表1可以看出，4种不同规格的膜组件对花生衣原花色素提取液纯化效果。原花色素提取液经过4种膜组件纯化后所得原花色素纯度均大于未经纯化处理的45.6%，因为4种膜组件孔径不同，对原花色素提取液除杂效果不同，孔径越小，纯化效果越好，但是得率也会随之变小。PS-10纯化原花色素得率最高为19.6%，但是纯度最低，为58.6%，得到的原花色素含有较多杂质；PS-5和HPS-1纯化原花色素的得率相近分别为12.1%和14.2%，而HPS-1所得原花色素纯度为84.5%，远高于PS-5所得原花色素的纯度为68.4%，说明HPS-1将一部分分子质量在1000～5000D一些糖类、色素等杂质有效地去掉，原花色素得率没有发生明显变化，可以推测花生衣中原花色素分子质量小于5000D。NF-500和HPS-1纯化原花色素的纯度相近为86.7%，说明两种膜组件都可以除去绝大部分大分子蛋白质、多糖等，由于提取液中含有一些小分子糖类等物质，所以进一步显著提高原花色素的纯度有难度，而HPS-1原花色素得率为12.1%，显著高于NF-500的8.1%，说明花生衣中原花色素的分子质量在1000D左右，膜组件NF-500的原花色素得率明显较低，是因为其截留分子质量过小，将一部分原花色素截留下。从原花色素得率和纯度总体角度进行选择，所以HPS-1为纯化原花色素最佳膜组件。

表1 不同孔径膜组件纯化原花色素效果Table1 Effect of membrane modules with different pore sizes on purification efficiency of proanthocyanidins

2.2 膜分离工艺参数的确定

2.2.1 操作压力的确定

对20℃、800mL、质量浓度5.90mg/mL的原花色素提取液在不同压力下进行浓缩、纯化，考察不同操作压力对提取液膜通量、原花色素得率和纯度的影响。结果见图3。

图3 操作压力对膜通量、原花色素得率和纯度的影响Fig.3 Effect of trans-membrane pressure on membrane flux, yield and purity of proanthocyanidins

超滤过程是以压力为驱动力，其大小会直接影响膜组件的通透性。图3数据表明，操作压力在0.50～0.54MPa时，膜通量由7.27L/(m2·h)上升至12.1L/(m2·h)，在0.54MPa之后膜通量略有下降。因为在开始阶段随操作压力增大，膜通量随之增大；操作压力继续增加，经过超滤浓缩使原料溶液的浓度加大，致使浓差极化加剧，逐步形成凝胶层，膜通量趋于极限值，所以不再随压力的增大而增大，另一方面，随着凝胶层的积蓄加厚，阻力增大，致使膜通量反而会有下降的趋势，而且压力越高，凝胶层形成的速度越快，压力过大，膜甚至会被挤压而导致严重堵塞。尽管较低的压力能减缓堵塞，但是膜通量过小会影响生产效率。综合考虑各项因素，操作压力选择0.54MPa。

从图3可知，膜组件操作压力对花生衣中原花色素得率和纯化效果。操作压力在0.50～0.54MPa原花色素的得率随之压力的增加有由12.3%上升至13.4%，在0.54MPa之后略有下降，可能因为随着压力增加，浓差极化加剧，凝胶层出现及固化，导致原花色素透过率降低。原花色素纯度在82.1%～85.3%之间，在0.52MPa处最大为85.3%，当操作压力为0.54MPa时纯度为84.6%，呈降低趋势。原花色素的纯度在0.52MPa和0.54MPa处相差很小，同时从提取液膜通量和原花色素得率角度考虑，故操作压力为0.54MPa最为合适。

2.2.2 操作温度的确定

对0.52MPa、800mL、质量浓度5.90mg/mL的色素提取液在不同温度下进行浓缩，考察不同操作温度对提取液膜通量、原花色素得率和纯度的影响。结果见图4。

图4 操作温度对膜通量、原花色素得率和纯度的影响Fig.4 Effect of operating temperature on membrane flux, yield and purity of proanthocyanidins

从图4可知，操作温度在20～40℃，膜通量由11.8 L/(m2·h)上升至13.7L/(m2·h)，呈逐渐增加趋势，因为温度升高时，扩算系数和传质系数增大，相应会减弱膜表面的浓差极化，故膜通量增加；但是原花色素是一类温度过高易分解的物质，高温可以使膜通量增加，同时也会使原花色素发生分解，使有效成分减少。综合考虑膜的性能，料液稳定性以及操作方便，采用25℃。

从图4可知，膜组件操作温度对花生衣中原花色素得率和纯化效果的影响。操作温度为20～25℃时，原花色素得率12.4%升至为13.3%，上升趋势明显，可能因为温度升高，膜表面的浓差极化减弱，膜材料微观布朗运动加剧，透过物增加，所以原花色素得率增加；在25℃后，原花色素得率趋于平缓。操作温度为20～25℃时，原花色素的纯度由84.1%升至85.8%，之后呈下降趋势，可能因为随着温度继续升高，膜材料布朗运动加剧，使瞬间单位体积的小孔机率增加，造成膜的截留性能下降，一些分子质量较大的物质没有被膜组件截留下来，所以原花色素的纯度降低。从提取液膜通量、原花色素得率及纯度的角度考虑，故采用25℃。

2.2.3 膜分离法与传统溶剂萃取法纯化花生衣中原花色素的比较

膜分离法：超声波辅助提取法得到花生衣原花色素提取液，采用膜组件为HPS-1超滤组件，在其操作压力0.54MPa，操作温度25℃条件下对花生衣中原花色素提取液进行纯化，得到滤液真空旋转蒸发到其原体积的1/5，再进行真空冷冻干燥，原花色素得率为13.3%，纯度为85.8%。

传统溶剂萃取法：超声波辅助提取法得到花生衣原花色素提取液，对提取液进行真空旋转蒸发(经蒸发去掉乙醇)，再用乙酸乙酯在酸性环境下(pH3.5～4.0)对浓缩液浸提(3次)后进行干燥，原花色素得率为3.2%，纯度为59.6%。

与传统溶剂萃取法相比，膜分离法比传统溶剂萃取法原花色素得率提高了10.1个百分点，纯度提高了26.2个百分点。

3 结 论

采用膜分离技术对花生衣原花色素提取液进行处理，纯化花生衣中的生物活性物质——原花色素，研究4种不同截留分子质量的膜过滤组件对原花色素的纯化效果，从原花色素得率和纯度角度考虑，HPS-1(截留分子质量1000D)纯化效果最好。

研究了膜组件HPS-1操作压力、操作温度对膜通量及对原花色素得率和纯度的影响，结果表明：膜过滤最佳条件为压力0.54MPa、温度25℃，花生衣原花色素得率13.3%，其纯度85.8%。与传统溶剂萃取法相比，原花色素得率提高了10.1个百分点，纯度提高了26.2个百分点。膜分离纯化原花色素在得率和纯度都得到显著增高，纯化效果明显。

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Membrane Separation Technique for Purifying Proanthocyanidins from Peanut Skin

LIU Zhi-qiang1,2，ZHANG Chu-shu1，SUN Jie1，YU Li-na1，ZHANG Yan2，WANG Shi-qing2，YANG Qing-li1,*
(1. Shandong Peanut Research Institute, Qingdao 266100, China；2. College of Food Science and Engineering, Qingdao Agricultural University, Qiangdao 266109, China)

The proanthocyanidin-rich extract from peanut skin was purified and condensed by membrane separation technique. The purification effects of membrane modules with different pore sizes (NF-500, HPS-1, PS-5 and PS-10) on the extract were assessed. Collectively considering product yield and purity, the optimal purification conditions were using HPS-1 module at a trans-membrane pressure of 0.54 MPa and an operating temperature of 25 ℃. Under such purification conditions, the yield and purity of purified proanthocyanidin were up to 13.3% and 85.8%, respectively.

proanthocyanidin；peanut skin；membrane separation

TS202.3

A

1002-6630(2010)20-0183-04

2010-06-21

国家“863”计划项目(2007AA10Z189；2006AA10A114)；农业部公益性行业(农业)科研专项(nyhyzx07-0140)；山东省自主创新重大科技专项(2006GG1107009)

刘志强(1984—)，男，硕士研究生，主要从事农产品加工及贮藏研究。E-mail：liuzhiqiang_1984@126.com

*通信作者：杨庆利(1979—)，男，副研究员，博士，主要从事功能食品研究。E-mail：rice407@sohu.com