抑制脊髓损伤后星形胶质细胞增殖和胶质瘢痕形成的研究进展

武亮,李建军,陈亮,远丽,逯晓蕾

脊髓损伤(spinal cord injury,SCI)后小胶质细胞激活、星形胶质细胞(astrocytes,AS)增殖和胶质瘢痕的形成等[1]是阻碍损伤脊髓轴突有效再生和生长的主要因素。国内外学者先后利用药物治疗、体外诱导及基因技术等实验手段,调控AS中胶质纤维酸性蛋白(glial fibrillary acidic protein,GFAP)的表达,抑制AS的过度增殖以及阻止瘢痕组织形成,取得了阶段性成果。

1 AS的性质和功能

1.1 对神经元的结构支持及营养作用 在中枢神经系统内,神经元及其突起之间的空隙几乎全部由AS填充,AS对神经元起结构支持作用;成群的轴突终末终止在一个神经元的某一局部如树突干时,可被AS的突起包裹,形成突触小球,与其他神经细胞及其突起分隔[2]。AS又可被看作是一种乳酸贮存细胞,AS与附近神经元一起分享贮存在AS内的糖元,在血中谷氨酸缺如时,乳酸可作为神经元的能源基础[3-4]。

1.2 合成和分泌神经活性物质 正常情况下,AS可低水平合成和分泌多种神经营养因子[5],如神经生长因子、碱性成纤维细胞生长因子(bFGF)、睫状神经营养因子(CNTF)、层黏连蛋白、纤黏连蛋白、胰岛素样生长因子及其他细胞外基质成分,有营养和维持神经元生存并促进神经突起生长的作用。AS还可分泌多种细胞因子,如前列腺素、白细胞介素(interleukin,IL)、转化生长因子(TGF)家族、趋化因子等,可能与神经系统的细胞分裂、分化、血细胞生成调节以及免疫调节和炎症反应有关[6]。此外,AS还可以合成神经活性物质如血管紧张素[7]和产生促红细胞生成素(erythropoietin,EPO)[8]。

2 AS在脊髓损伤后的病理变化

正常情况下,AS分为静止态、活化态和增殖态,三者相互转换构成了广义上的细胞周期。在正常的中枢神经系统中,静止态和活化态的胶质细胞并存;当受到损伤时,在细胞因子作用下,静止态的细胞逐渐向活化态转化。活化性星形胶质细胞(activated astrocyte,AA)特点是所含的某些脱氢酶的同工酶活性明显增加,GFAP表达上调,在形态上表现为体积增大。在缺血、损伤等刺激下,大量AS快速进入活化分裂期,进行有丝分裂,最终使其数目增加、胞体肥大最终交织成网状,增殖细胞核抗原(PCNA)表达增强,5-溴脱氧尿苷(5-BrdU)阳性细胞比率增加[9]。

AS增生活化的因素:①接触抑制的功能减退[10]:细胞间的相互接触使P21蛋白(一种细胞周期素依赖性酶抑制剂)水平增高,并抑制pRb蛋白(由抑癌基因 Rb表达可抑制细胞在 G1/S期的变化)的磷酸化;解除接触抑制后,细胞周期调节抑制因素作用减弱,损伤周围的AS重新进入细胞周期;②损伤部位的AS通过自分泌、旁分泌细胞因子促进自身的分裂增殖[11]。CNTF、IL-21B刺激AS由静止态转化为活化态;TGF-α、表皮生长因子(EGF)及成纤维细胞生长因子-2(FGF-2)刺激活化AS进入细胞周期;TGF-β、肿瘤坏死因子-α(TNF-α)及干扰素-γ(INF-γ)促进反应性胶质化和胶质瘢痕的形成[12];③高分子量的葡萄糖胺聚糖透明质酸(HA)可以维持AS的“休眠”状态,是AS增殖的抑制因素[13];脊髓损伤后,HA降解,对AS增殖的抑制减弱,其增殖活动明显增强;④黏蛋白C对AS的刺激作用是双向的:在体外培养的AS中加入黏蛋白C后,AS很少表现为活跃型,表明黏蛋白C能明显减少体外培养的AS的增值率;但是长时间混合黏蛋白 C培养又可以部分刺激其成为活化型[14]。

3 AS在脊髓损伤后的作用

3.1 有利于脊髓损伤修复方面 AS激活后,其分化的不同时期对脊髓损伤修复起着不同的作用。AS在神经系统发育期主要是诱导神经细胞的迁移,发育成熟以后的AS主要是维持神经组织形态,同时其在提供神经生长因子、参与细胞间的通讯等方面也发挥重要作用[15]。AS在成熟前(发育早期),可以分泌二十几种细胞因子,以及前列腺素和其他几种白介素等,对维持和促进神经元的生长、发育、再生和分化均有重要作用。AS成熟以后可以填充脊髓损伤的缺损区,保持脊髓完整的形态,起到神经组织支架的作用。活化增殖的胶质细胞以及形成的胶质瘢痕,与AS在激活和增殖过程中产生的细胞因子一起,可将脊髓损伤区与外界隔离,避免损伤区受到感染[16]。

3.2 不利于脊髓损伤修复方面 AS成熟以后,早期具有的多种有益功能逐渐消失,反而分泌有害因子,形成化学性胶质屏障,影响神经再生,阻碍轴突延长[17]。位于脊髓损伤界面内成熟的AS显示有抑制轴突生长的蛋白聚糖表达[18-20],并且在瘢痕组织的形成中起主要的作用[21]。胶质细胞过度增生和胶质瘢痕形成,导致机械性障碍,影响轴突的再生、延长和融合[22]。并且胶质瘢痕可以形成微血管套,压迫微血管,影响局部的血液供应[23]。由于瘢痕组织缺乏成熟白质的线性结构,因此需要修复,从而能够引导轴突长距离的生长[24-27]。此外,反应性AS还能产生大量的一氧化氮,通过对大分子特别是DNA的修饰产生毒性作用,可导致神经元发生迟发性坏死[28]。

4 抑制AS增殖和瘢痕形成的实验研究

4.1 药物

4.1.1 钙蛋白酶抑制剂 钙蛋白酶(Calpain)是一种水溶性的钙依赖性半胱氨酸蛋白质。脊髓损伤后,多种结构性蛋白降解增加表明在脊髓损伤病灶中Ca2+依赖性钙蛋白酶可能被激活[29],使其对髓磷脂蛋白(MBP、PLP)和细胞骨架蛋白(NFP、MAP2)产生降解作用。钙蛋白酶抑制剂MDL2817为疏水性小分子化合物,可通过被动扩散作用通过细胞膜,能够阻止钙蛋白酶Ⅰ激活、AS活化和神经元细胞死亡。在小鼠脊髓横断模型的髓鞘内注入MDL2817可以改善脊髓损伤的病理过程,抑制钙蛋白酶的激活,同时AS的活化被抑制,胶质瘢痕明显减少[30]。Ray等应用钙蛋白酶特异性抑制剂E-64-d(1 mg/kg)在损伤病灶处进行微泵注射,持续24 h,发现钙蛋白酶的活性得到显著的抑制,反应性胶质增生的程度减轻[31]。

4.1.2 Olomoucine 细胞周期素依赖性蛋白激酶(cyclin-dependent protein kinases,CDK)抑制剂Olomoucine是一种嘌呤衍化物。Olomoucine对正常静止态G0期的AS无影响,但能作用于处于不同增殖周期的增殖细胞。增殖细胞核抗原(proliferating cell nuclear antigen,PCNA)是增殖细胞(进入细胞周期的细胞)的标志[32],cyclinA、cyclinB1、cyclinE则是细胞周期中G1/S和G2/M转折点重要的细胞周期素,可以促进细胞的增殖和分裂。Olomoucine干预可以明显下调脊髓损伤组织中cyclinA、cyclinB1、cyclinE和 PCNA的高表达,从而有效抑制AS细胞的增殖[33]。Olomoucine作用机制为竞争ATP结合位点来抑制蛋白激酶活性,导致了CDK1、CDK2及 CDK5等酶活性的降低[34],从而抑制 cyclinE-CDK2、cyclinB-CDK1、cyclinACDK2、brain CDK5-p35复合物和 ERK1/MAP激酶的活性[35]。这些被抑制的复合物、激酶能与其底物发生作用,推动细胞周期继续前进、启动DNA复制和有丝分裂。但是,Olomoucine只能选择性地抑制CDK1、CDK2、CDK5和 ERK1,而对 CDK6的抑制作用较弱,对CDK4则无抑制作用[36]。抑制CDK可以使细胞周期停滞于G1/S和G2/M转折点,使细胞DNA合成和细胞分裂受到阻滞,从而抑制了细胞的分裂增殖。

Olomoucie对细胞凋亡的影响是复杂的,与细胞的类型、抑制的CDK类型等有关。研究表明,成年小鼠中枢神经系统损伤后,通过中枢给药法予以Olomoucine干预后,可明显减少细胞周期蛋白的增量调节,抑制AS、小胶质细胞的增殖,减轻胞体肥大[37]。

生长相关蛋白-43(GAP-43)是神经元轴突生长发育和可塑性的分子标记物,正常的成熟中枢神经系统(CNS)中GAP-43较微弱[38]。研究显示,脊髓损伤后GAP-43的表达上调,表明其可能参与了损伤后神经生长修复的过程。在给予Olomoucine治疗后,GAP-43表达增高,较损伤对照组更为明显,且4周后仍维持在较高水平[33]。

4.1.3 Decorin Decorin是一种细胞外富含亮氨酸的小分子蛋白多糖[39],于1978年首次被分离纯化。其相对分子质量为90×103～140×103,由核心蛋白和一条糖胺聚糖(GAG)链构成,核心蛋白的80%由富含亮氨酸的24个氨基酸的重复单位组成,其核心蛋白相对分子量约为40×103,以 10～12个富含亮氨酸重复序列的结构域为特征,属于小分子间质性蛋白多糖家族成员。Decorin的结构有其共同的特征,即N末端存在氨基聚糖附着点,并紧邻富含半胱氨酸区域,数个富亮氨酸重复序列,C末端存在保守的二硫环。Decorin广泛分布在所有哺乳动物组织的细胞外基质(extracellular matrix,ECM)中,GAG链的组成随组织来源不同而不同,在皮肤组织中为硫酸皮肤素,而在骨和软骨中为硫酸软骨素。Decorin基因在人类基因组为双拷贝,位于 12q21～q22。Decorin能与Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ及Ⅳ型胶原相互作用,但与Ⅰ型胶原关系最为密切[40]。Decorin能结合或修饰Ⅰ型胶原原纤维,调节胶原原纤维的重组和生长。Decorin缺乏时,Ⅰ型胶原纤维异常(韧性差、易脆),且生成减少。Decorin抑制病理性瘢痕的最主要机制之一是其抑制了TGF-β的作用,同时下调细胞Ⅰ、Ⅲ前胶原的mRNA表达,有效地抑制增生性瘢痕成纤维细胞的增殖。目前多认为,Decorin可通过旁分泌和自分泌的方式在 ECM 部位结合TGF-β1而起到中和 TGF-β1的作用,是自然条件下产生的TGF-β所致纤维化反应的抑制剂。Decorin有两个所有 TGF-β同工型的结合位点,能与 TGF-β1、β2、β3结合,使其活性降低,它是 TGF-β 最重要的负调节剂,能抑制培养细胞TGF-β的生物活性。利用特殊抗体(6-B-6,LF-96)免疫标记浸渍法,也发现Decorin的核心蛋白能够抑制胶原纤维的生长,中和TGF-β,从而抑制纤维化[41]。

Decorin不仅在大鼠结缔组织细胞而且在神经系统中都有所表达。Decorin基因主要表达在施万细胞(SCs)和前角运动神经元,周围神经系统中Decorin mRNA的表达与在CNS和其他非神经组织中的表达相比,稳定性和表达水平更高。神经系统内的Decorin能够调节细胞外胶原基质,促进轴突纤维结合蛋白黏附、SCs增殖和/或不同神经细胞的存活[42]。实验表明,把人类重组核心蛋白多糖(human recombinant Decorin,hr-Decorin)快速注入被戳伤的大鼠脊髓背侧柱传导通路内,可以有效抑制炎症反应、AS纤维化增生、多种轴突生长抑制因子(chondroitin sulfate proteoglycan,CSPG),从而可以促进轴突生长穿过损伤界面。Decorin可以高效(90%)抑制CSPG,说明它不仅可以抑制CSPG的合成,还可以促进CSPG的降解。因为丝氨酸蛋白酶能够降解CSPG及其酶原,所以在研究Decorin治疗大鼠急性脊髓损伤的实验中发现,Decorin能够增加纤维蛋白溶酶原(plasminogen)/纤维蛋白溶酶(plasmin)的合成。在脊髓损伤后注射hr-Decorin第8天,可以分别使损伤界面内纤维蛋白溶酶原和纤维蛋白溶酶的蛋白水平升高10和17倍;在体外,hr-Decorin可以使小神经胶质细胞的纤维蛋白溶酶原mRNA升高3倍。纤维蛋白溶酶除了能够降解胶质瘢痕内多种轴突生长抑制的成分之外,还能够激活神经营养因子和促进CNS的重建[43]。

4.2 移植衍生型限制性AS前体细胞 衍生型限制性胶质细胞前体细胞(GRP-derived astrocytes,GDAs)是限制性胶质细胞前体细胞(glial-restricted precursor,GRP)通过MBP4产生的新型神经胶质细胞种类。GDAs移植治疗脊髓损伤较GRP移植具有更理想的功能,不仅具有类似于AS促进神经轴突再生和保护神经的生理功能,而且能够有效诱导新生的AS成线性排列,为神经轴突再生和生长提供理想的通道,调控AS的过度增殖和胶质瘢痕的形成。在利用GRP移植治疗脊髓背侧横断大鼠的实验中,移植GRP治疗后确实改变了轴突生长锥的形态,而且在GRP细胞移植物中找到了再生轴突的神经纤维,但是并没有观察到轴突长距离再生,表明未分化的GRP细胞不能促进脊髓背侧轴突的再生[44]和行为能力[45]的恢复。分别利用GRP和GDAs移植治疗脊髓背侧横断大鼠的实验结果显示,在损伤界面内未能观察到GRP细胞自身转化为另一种能够促进轴突生长的细胞信号,单独移植GRP细胞不能抑制瘢痕形成和提供轴突再生桥梁;红核脊髓束(RST)损伤模型中的GRP细胞移植不能促进运动功能的恢复;而移植GDAs可以促进出现超过60%的上行脊髓背侧柱轴突生长进入损伤中心,其中66%的轴突超过了两端的损伤界面。GDAs可以填充损伤的界面、抑制胶质瘢痕形成、重新排列受体组织和延迟轴突生长抑制因子蛋白聚糖的表达。从而说明GDAs能够非常有效地改善轴突再生的微环境,促进急性脊髓损伤后轴突的生长;还可以抑制轴突切断后CNS神经元的萎缩和促进行为能力显著地恢复[46]。以前的实验表明,核心蛋白多糖介导的核心蛋白和CSPGs葡萄糖胺聚糖支链的抑制水平为脊髓损伤后轴突的生长提供更多的可能[47]。GDA移植后,受抑制的CSPGs延迟表达在促进轴突的再生方面具有重要的作用;在培养新的AS过程中,神经蛋白聚糖和2型神经胶质细胞(NG2)免疫反应的缺失表明GDAs移植可以抑制信号分子,减少神经蛋白的表达。GDAs的特点和功能,使其成为一种有吸引力新的修复CNS损伤的细胞类型[46]。

4.3 体外基因干预 GFAP是AS内特异性蛋白,基因位于17q21,与一些肿瘤相关基因nm23、erbB-2相邻,与 1型神经纤维瘤蛋白(NF1)、整合蛋白(integrin)β4、p53、生长激素-1 和金属蛋白酶组织抑制物(TIMP)-2基因同在17号染色体上。GFAP基因转录产物为3.8 kb mRNA,蛋白产物为中间丝结构蛋白(相对分子质量5×105)。GFAP型中间丝在细胞核和细胞膜之间形成连接,参与细胞内细胞骨架重组、细胞黏附、维持脑内髓鞘形成和神经元的结构以及作为细胞信号转导通路等[48]。GFAP基因最早由Lewis等在1984年克隆并测序。该序列包含8个内含子,9个外显子,由9971个碱基组成。GFAP基因与其他中间丝序列,尤其是结蛋白和波形蛋白的碱基序列具有较高的同源性,其中与结蛋白的同源性达65%,与波形蛋白的同源性达67%,它们在进化上都属于保守性较高的序列。所不同的是,GFAP基因内含子中含有大量与Alu序列密切相关的重复序列,该序列很可能是一个插入元件。另一个有意义的结合特征就是其羧基端的丝氨酸和苏氨酸残基的高度保守性。这些氨基酸可能是中间丝的磷酸化和翻译后修饰的潜在部位,提示这些部位可能是GFAP的重要功能部位。

通过在体外针对GFAP的目的基因,采取基因封闭、基因敲除和体外修饰等技术,调控GFAP的表达,从而抑制或延缓胶质瘢痕形成,为神经再生和功能重建创造良好的微环境。实验显示,利用基因封闭技术,在体外培养的AS被反义GFAP逆转录病毒感染后,AS的生长延缓、胞体缩小、变圆,突起回缩,核浆比例增大[9]。利用基因敲除技术将小鼠AS中GFAP和中间丝弹性蛋白基因敲除掉,结果抑制了GFAP和中间丝弹性蛋白在小鼠脊髓损伤处表达,胶质瘢痕明显减少[49]。通过体外修饰培养的成年大鼠皮质AS的GFAP基因,再以HIV-Ⅰ衍生型病毒载体将其移植到大鼠脊髓的损伤处,成功地观察到植入的AS存活并整合到宿主中,保持分泌GFAP的能力在6周以上[50]。

5 问题与展望

目前,国内外学者针对脊髓损伤治疗的实验研究花费不少心血,但是还未找到有效的、切实可行的治疗方法。摆在我们面前有3个难点:①尽管我们发现很多神经生长因子,但单独使用一种神经生长因子时,起效时间都很慢;②神经细胞的再生非常缓慢,而损伤远端等不到修复结束就已经失去功能;③在神经的修复过程中,有很多因素起阻碍作用,如瘢痕、各种因子,有些机制还不明确,需要研究。其中AS增殖和胶质瘢痕形成是影响轴突再生的一个重要方面。

为了有效抑制AS增殖和胶质瘢痕形成,我们以往的实验一般都是采用某一种方法,很难有效控制AS增殖。脊髓损伤后AS被激活,从静止态向活化态转化,直至增殖态,而且AS的这3种状态往往并存,形成原因复杂,我们单独运用一种方法难以达到预想的效果。所以我们在治疗脊髓损伤时,要整体考虑AS的这3种状态,在脊髓损伤的早期,采用联合抑制的方法,有效控制AS从静止态向活化态转化,避免AS达到增殖态。联合抑制可以整体考虑AS激活的刺激因素,重点干扰AS周期的G1/S和G2/M转折点,兼顾消除已形成胶质瘢痕,采用两种或以上的方法进行治疗。我们可以用药物控制损伤局部的炎性反应,抑制或消除一些刺激AS活化的细胞因子;利用基因修饰技术控制GFAP基因的合成和复制;用可以降解胶质瘢痕的药物或其他方法清除已形成的胶质瘢痕。其中,前两者是实验的关键。我们可以采用的治疗策略有:①采用Olomoucine和反义DNA基因封闭技术,控制GFAP基因复制、改善损伤微环境和抑制AS活化,适用于脊髓损伤的早期;②利用Decorin和GDAs移植控制微环境,改善或清除已形成的胶质瘢痕,使之形成线性结构,利于轴突生长,适用于脊髓损伤的中、后期;③利用多种方式,针对各个不同的AS状态,采取联合的方法抑制AS的增殖,并降解已形成的胶质瘢痕,适用于脊髓损伤的中期。此外,还可以运用其他的组合方式,针对AS所表现的具体情况灵活选择。

总之,我们在针对脊髓损伤后AS的增殖和胶质瘢痕形成的实验研究中,除了积极探索某一种有效的抑制手段之外,利用现有的实验方法,采用联合抑制的策略可能是我们今后研究的重点。

[1]樊沛,贺西京.嗅鞘细胞移植治疗脊髓损伤应用进展[J].美中国际创伤杂志,2007,6(2):54-57.

[2]李玉飞,彭毓斌,朱艳平,等.星型胶质细胞对神经元调控的研究进展[J].解剖学杂志,2006,29(2):228-230.

[3]M adden KS,Kim WT,Cornell-Bell A.G lutamate,arachidonic acid,and calcium regulation in cultured hippocampal astrocytes:involvement in ischemia?[J].Adv Neurol,1996,71:53-59.

[4]Brune T,Deitmer JW.Intracellular acidification and Ca2+transients in cultured rat cerebellar astrocy tes evoked by glutamate ag onists and noradrenaline[J].Glia,1995,14(2):153-161.

[5]Wu H,Friedman WJ,Dreyfus CF.Differential regulation of neurotrophin expression in basal forebrain astrocytes by neuronal signals[J].J Neurosci Res,2004,76(1):76-85.

[6]F rossard N,Naline E,Olgart Höglund C,et al.Nerve growth factor is released by IL-1 beta and induces hyperresponsiveness of the human isolated bronchus[J].Eur Respir J,2005,26(1):15-20.

[7]M asuda S,Chikuma M,Sasaki R.Insulin-like growth factors and insulin stimulate erythropoietin production in primary cultured astrocy tes[J].Brain Res,1997,746(1-2):63-70.

[8]Brown RC,Mark KS,Egleton RD,et al.Protection against hypoxia-induced increase in blood-brain barrier permeability:role of tight junction protein and NFκ B[J].J Cell Sci,2003,116(Pt 4):693-700.

[9]朱舟,王伟,谢敏杰,等.CDK抑制剂Olomoucine对星形胶质细胞增殖活化的影响[J].华中科技大学学报(医学版),2005,34(2):159.

[10]Bernaudin M,Tang Y,Reilly M,et al.Brain genomic response following hypoxia and re-oxygenation in the neonatal rat identification of genes that might contribute to hypoxia-induced ischemic tolerance[J].J Biol Chem,2002,277(42):39728-39738.

[11]Morita M,Kozuka N,Itofusa R,et al.Autocrime activation of EGF receptor promotes osciuation of glutamate-induced calcium increase in astrocytes cultured in rat cerebral cortex[J].J Neurochem,2005,95(3):871-879.

[12]Albrecht PJ,Dahi JP,Stoltfus OK,et al.Ciliary neurophic factor activates spinal cord astrocy tes stimulating their production and release of fibroblast g rowth factor-2,to increase motor neutron survival[J].J Exp Neurol,2002,173(1):46-62.

[13]Struve J,Maher PC,Li YQ,et al.Disruption of the hyaluronanbased extracellular matrix in spinal cord promotes astrocy te proliferation[J].Glia,2005,52(1):16-24.

[14]Holley JE,Gveric D,Whatmore JL,et al.Tenascin C induces a quiescent phenotype in cultured adult human astrocytes[J].Glia,2005,52(1):58.

[15]Gimé nez Y,Ribotta M,Menet V,et al.The role of astrocytes in axonal regeneration in the mammalian CNS[J].Prog Brain Res,2001,132:587-610.

[16]李建明,初同伟.脊髓损伤后星形胶质细胞的病理变化及相关治疗措施进展[J].中国脊柱脊髓杂志,2007,17(8):632-634.

[17]Hobohm C,Günther A,Grosche J,et al.Decompsition and longlasting down regulation of ex tracellular matrix in perineuronal nets induced by focal cerebral ischemia in rats[J].J Neurosci Res,2005,80(4):539-548.

[18]Tang X,Davies JE,Davies SJ.Changes in distribution,cell associations,and protein expression levels of NG2,neurocan,phosphacan,brevican,versican V2,and tenascin-C during acute to chronic maturation of spinal cord scar tissue[J].J Neurosci Res,2003,71:427-444.

[19]M cKeon RJ,Schreiber RC,Rudge JS,et al.Reduction of neurite outgrowth in a model of glial scarring following CNS injury is correlated with the ex pression of inhibitory molecules on reactive astrocy tes[J].J Neurosci,1991,11:3398-3411.

[20]M cKeon RJ,Jurynec MJ,Buck CR.T he chondroitin sulfate proteoglycans neurocan and phosphacan are expressed by reactive astrocy tes in the chronic CNS glial scar[J].J Neurosci,1999,19:10778-10788.

[21]Berry M,Max well WL,Logan A,et al.Deposition of scar tissue in the central nervous system[J].Acta Neurochir Suppl(Wien),1983,32:31-53.

[22]Alonso G.NG2 proteoglycan-expressing cells of the adult rat brain:possible involvement in the formation of glial scar astrocy tes following stab wound[J].Glia,2005,49(3):318-338.

[23]West H,Richardson WD,Fruttiger M.Stabilization of the retinal vascular network by reciprocal feedback between blood vessels and astrocytes[J].Development,2005,132(8):1855-1862.

[24]Davies SJ,Goucher DR,Doller C,et al.Robust regeneration of adult sensory ax ons in degenerating white matter of the adult rat spinal cord[J].J Neurosci,1999,19:5810-5822.

[25]Davies SJ,Fitch M T,Memberg SP,et al.Regeneration of adult axons in white matter tracts of the central nervous sy stem[J].Nature,1997,390:680-683.

[26]Davies SJ,Field PM,Raisman G.Long interfascicular axon growth from embry onic neurons transplanted into adult myelinated tracts[J].J Neurosci,1994,14:1596-1612.

[27]Pettigrew DB,Crutcher KA.White matter of the CNS supports or inhibits neurite outgrowth in vitro depending on geometry[J].J Neurosci,1999,19:8358-8366.

[28]Kozuka N,Itofusa R,Kudo Y,et al.Lipopoly saccharide and proinflammato ry cy tokines require different astrocytes states to induce nitric oxide production[J].J Neurosci Res,2005,82(5):717-728.

[29]Wingrave JM,Sribnick EA,Wilford GG,et al.Higher calpastatin levels correlate with resistance to Calpain-mediated proteoly sis and neuronal apoptosis in juvenile rats after spinal cord injury[J].J Neurotrauma,2004,21:1240-1254.

[30]Hung KS,Hwang SL,Liang CL,et al.Calpain inhibito r hibits p35-p25-Cdk5 activation dcreases tau hyperphosphorylation,and improves neurological function after spinal cord hemisection in rats[J].J Neuropathol Exp Neurol,2005,64(1):15-26.

[31]Ray SK,Matzelle DD,Wilford GG,et al.Inhibition of calpain-mediated apoptosis by E-64 d-reduced immediate early gene(IEG)expression and reactive astrogliosis in the lesion and penumbra following spinal cord injury in rats[J].Brain Res,2001,916(1-2):115-126.

[32]Krüger S,Müller H.Correlation of morphometry,nuclear organizer regions,proliferation cell nuclear antigen and Ki-67 antigen expression with grading and staging in urinary bladder carcinomas[J].Br J Urol,1995,75:480.

[33]田代实,王伟,徐运兰,等.细胞周期素依赖性激酶抑制剂Olomoucine对大鼠脊髓损伤后轴突再生微环境的影响及其意义[J].中华医学杂志,2006,86(13):901-905.

[34]King KL,Cidlowski JA.Cell cycle regulation and apoptosis[J].Annu Rev Phy siol,1998,60:60.

[35]Abraham RT,Acquarone M,Andersen A,et al.Cellular effects of Olomoucine,an inhibitor of cyclin-dependent kinases[J].Biol Cell,1995,83:105.

[36]Krystof V,McNae IW,Walkinshaw M D,et al.Antiproliferactivity of OlomoucineⅡ,a noval 2,6,9-trisubstituted purine cyclin-dependent kinase inhibitor[J].Cell M ol Life Sci,2005,62(15):1763-1771.

[37]Cernak I,Stoica B,By rnes KR,et al.Role of the cellcycle in the pathobiology of central nervous sy stem trauma[J].Cell Cycle,2005,4(9):1286-1293.

[38]Cafferty WB,Gardiner NJ,Das P,et al.Conditioning injury-induced spinal axon regeneration fails in interleukin-6 knock-out mice[J].J Neurosci,2004,24:4432-4443.

[39]Scott PG,McEwan PA,Dodd CM,et al.Crystal structure of the dimeric protein core of Decorin,thearchety palsmall leucine-rich repeat proteog lycan[J].Proc Natl Acad Sci,2004,101(44):15633-15638.

[40]Batbayar T,Nomura Y,Ishii Y,et al.Affinity of placental Deco rin for collagen[J].Biosci Biotechnol Biochem,2000,64(11):2478-2481.

[41]Fukui N,Fukuda A,Kojima K,et al.Suppression of fibrous adhesion by proteoglycan Decorin[J].J Orthop Res,2001,19(3):456-462.

[42]Hanemann CO,Kuhn G,Lie A,et al.Expression of Decorin mRNA in the nervous system of rat[J].J Histochem Cy tochem,1993,41(9):1383-1391.

[43]Davies JE,Tang XF,Bournat JC,et al.Decorin promotes plasminogen/plasmin expression within acute spinal cord injuries and by adult microglia in vitro[J].J Neurotrauma,2006,23(3-4):397-408.

[44]Hill CE,Proschel C,Noble M,et al.Acute transplantation of glial-restricted precursor cells into spinal cord contusion injuries:survival,defferentiation,and effects on lesion environment and axonal regeneration[J].Exp Neural,2004,190(2):289-310.

[45]Cao Q,Xu XM,Devries WH,et al.Functional recovery in traumatic spinal cord injury after transplantation of multineurotrophin-expressing g lial-restricted precurso r cells[J].J Neurosci,2005,25:6947-6957.

[46]Davies JE,Huang C,Proschel C,et al.A strocytes derived from glial-restricted precursors promote spinal co rd repair[J].J Biol,2006,5(3):7.

[47]Davies JE,Tang X,Denning JW,et al.Decorin suppresses neurocan,brevican,phosphacan and NG2 expression and promotes ax on growth across adult rat spinal cord injuries[J].Eur J Neurosci,2004,19:1226-1242.

[48]卞修武.胶质纤维酸性蛋白基因调控及其在胶质瘤诱导分化中的作用[J].中华病理学杂志,1999,28(3):222-223.

[49]Menet V,Prieto M,Privat A,et al.Axonal plasticity and functional recovery after spinal cord injury in mice deficient in both glial fibrillary acidic protein and vimentin genes[J].Proc Natl Acad Sci USA,2003,100(15):8999-9004.

[50]Pencalet P,Serguera C,Corti O,et al.Integration of genetically modified adult astrocytes into the lesioned rat spinal cord[J].J Neurosci Res,2006,83(1):61-67.