花生SWEET基因全基因组鉴定及表达分析

孙全喜 苑翠玲 牟艺菲 闫彩霞 赵小波 王 娟 王 奇 孙 慧 李春娟 单世华,*

花生SWEET基因全基因组鉴定及表达分析

孙全喜1苑翠玲1牟艺菲1闫彩霞1赵小波1王 娟1王 奇1孙 慧2李春娟1单世华1,*

1山东省花生研究所, 山东青岛 266100;2东北农业大学, 黑龙江哈尔滨 150038

SWEET (sugars will eventually be exported transporter)蛋白是一类结构保守、不依赖能量的糖转运蛋白, 在植物生长发育、响应生物/非生物逆境胁迫等生理过程发挥重要作用。目前, 尚未见花生SWEET基因相关报道。本研究首次全基因组挖掘了花生SWEET基因, 对其分子特征及表达模式进行了细致分析。结果表明, 栽培种花生和2个祖先野生种基因组分别存在55、25、28个SWEET基因, 随机不均匀分布在各染色体上。来源于野生种和栽培种的同源基因在染色体位置相近, 但也存在个别缺失, 这验证了花生野生种和栽培种的进化关系, 也暗示了基因组复制加倍过程中存在同源基因的丢失或扩张。基因内含子-外显子数目和位置以及启动子中顺式作用元件种类和数量均存在差异, 暗示了花生SWEET基因生物学功能的多样性。系统进化分析将花生SWEET基因分为4个亚家族Clade I～Clade IV, 同一亚家族同一分支的基因具有相似的外显子-内含子结构。分析Clevenger等组织表达谱发现部分基因表现为组织优势表达, 这为深入了解SWEET基因行使功能部位提供了参考。此外, 基于课题组前期发表的干旱和高盐胁迫转录组分析和RT-qPCR验证, 我们挖掘出和等响应花生干旱或高盐胁迫的基因, 功能有待进一步鉴定。研究结果为下一步深入分析花生SWEET基因功能提供了理论参考。

SWEET基因家族; 分子特征; 表达分析; 非生物胁迫; 花生

花生是我国重要的油料作物和经济作物, 是重要的植物油脂和蛋白质来源。其在生长过程中经常遭受各种逆境胁迫(如干旱、盐碱等), 从而影响花生产量[1-2]。选育抗逆花生品种是解决这一问题的有效途径。抗逆基因的挖掘是花生抗性育种的基础, 对借助转基因技术或分子辅助育种选育抗逆花生品种,推动我国花生产业可持续发展, 从而保障我国食用油脂安全具有重要意义。

随着花生基因组测序的完成, 在科研工作者的共同努力下, 一些参与调控花生抗逆的基因被陆续克隆[1,3]。然而由于栽培种花生(L.)是异源四倍体(AABB), 基因组结构复杂, 分子水平的研究仍然相对滞后。近些年, SWEET (sugars will eventually be exported transporter)基因家族因参与植物生长发育、逆境胁迫等, 逐渐受到研究者关注。该类蛋白是结构保守、不依赖能量的糖转运蛋白, 一般有7个跨膜螺旋组成, 包含2个MtN3/saliva结构域[4]。该类基因广泛存在于植物基因组中。2010年, Chen等[5]在拟南芥中第一次鉴定出SWEET基因()。目前已经在模式植物拟南芥中鉴定出17个SWEET基因成员[5], 水稻中鉴定出21个成员[6]。聚类分析发现, 拟南芥SWEET家族蛋白可被分为4个分支(Clade I～Clade IV), 其中Clade I包括AtSWEET1～AtSWEET3, Clade II包括AtSWEET4～ AtSWEET8, Clade III包括AtSWEET9～AtSWEET15, Clade IV包括AtSWEET16～AtSWEET17[7]。不同SWEET家族成员转运糖的种类不同, 且具有不同的组织表达模式, 暗示了SWEET基因在植物中具有多种重要的生理功能[8-9]。

研究发现, 在拟南芥、水稻等模式植物中, 许多SWEET基因在干旱、高盐、低温等非生物逆境胁迫下被诱导表达[10]。这可能是因为逆境条件下, 植物细胞内部需要大量积累一些物质(如糖类等), 来维持细胞内蛋白不被脱水或变性, 而这些物质的转运可能是借助SWEET蛋白来实现的[11]。拟南芥和调控植株对低温胁迫的耐受性, 且其表达量在水分缺失条件下上升[12-13]。磷酸化修饰AtSWEET11和AtSWEET12可增强蛋白寡聚化, 从而增强它们的蔗糖转运活性, 促进蔗糖从地上部分向根系的长距离运输, 进而促进干旱下根系的生长, 提高植物根冠比和抗旱性[14]。基因表达受高盐、干旱和低温胁迫诱导, 过表达该基因的拟南芥对盐胁迫变得敏感, 其突变体植株对高盐胁迫的耐受性明显高于野生型[15]。低温、渗透或低氮条件下,基因表达量降低, 但过量表达该基因的拟南芥植株耐寒性及对氮的利用效率提高[16]。过量表达基因拟南芥耐寒性亦能显著提高[17]。水稻和是干旱和高盐胁迫下转运蔗糖的主要载体, 其受ABA信号响应转录因子的调控[18]。此外, 茶树和基因在低温胁迫条件下表达量上升[19]。石竹能够提高转基因拟南芥对高盐、渗透等胁迫的耐受性[20]。越来越多的证据表明,基因在植物应对非生物胁迫过程中发挥重要作用。

目前尚未见花生基因的相关研究报道。本研究全面鉴定和分析了花生SWEET家族基因, 借助前期研究中RNA-Seq数据分析了它们在不同组织、不同逆境胁迫下的表达模式, 从中筛选出和等响应花生抗旱、耐盐基因成员, 旨在为下一步深入鉴定基因功能以及挖掘花生抗旱、耐盐基因提供理论基础。

1 材料与方法

1.1 试验材料

本研究所用试验材料为课题组培育的高产广适栽培种花生品种“花育9307”。用0.5%的次氯酸钠溶液浸泡种子20 min进行表面消毒, 蒸馏水洗净后浸泡3 h, 浸种后均匀铺放在垫有双层滤纸的150 mm (直径)无菌培养皿中, 加少量无菌蒸馏水, 用湿润的纱布覆盖保持种子湿润, 置于光照培养箱。培养箱的光/暗周期为16 h/8 h, 温度为25℃/20℃。待种子萌发后, 挑选发芽均匀一致的种子(芽长约为种子长度的1/2), 将根浸没于Hoagland培养液继续培养。当幼苗生长至30 d左右, 将一部分植株根部浸没于20%的PEG-6000溶液模拟干旱胁迫处理, 一部分浸没于10% NaCl溶液模拟高盐胁迫处理。分别于0 h (CK)、6 h、12 h、24 h、48 h后取花生幼根, 立即液氮冷冻后, 置于-80℃冰箱备用。

1.2 花生SWEET基因成员鉴定

所有花生SWEET基因组、CDS、蛋白质及启动子序列等均下载自花生基因组PeanutBase网站(https://www.peanutbase.org/search/gene)。将每个SWEET蛋白质序列在NCBI (https://www.ncbi.nlm. nih.gov/Structure/cdd/wrpsb.cgi)和Pfam (http://pfam. xfam.org/)分别进行比对, 确定MtN3/saliva/SWEET (PQ-loop repeat)位置及跨膜结构域(TMD)数量, 去除缺失MtN3/saliva/SWEET结构域的序列, 最终获取花生SWEET基因。利用ExPASy (https://www. expasy.org/)在线分析各SWEET蛋白质等电点(isoelectric point, pI)和分子量(molecular weight, MW)。拟南芥同源基因通过BLASTp (https://blast. ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi)在线比对获取。

1.3 染色体位置、基因结构及顺式作用元件分析

利用在线网站MG2C (http://mg2c.iask.in/mg2c_ v2.1/)对染色体位置进行可视化分析, 由Gene Structure Display Server 2.0 (http://gsds.gao-lab.org/)绘制基因内含子和外显子结构图。取基因起始密码子上游2500 bp序列进行分析, 由在线网站PlantCARE (http://bioinformatics.psb.ugent.be/webtools/plantcare/html/)和New PLACE (https://www.dna.affrc. go.jp/PLACE/?action=newplace)预测序列中存在的顺式作用元件种类、数量及位置。

1.4 序列比对及进化树分析

拟南芥SWEET基因序列下载自TAIR网站(http://www.arabidopsis.org/), 水稻SWEET基因序列下载自RGAP网站(http://rice.plantbiology.msu.edu/)。利用ClustalW对SWEET全长蛋白序列进行多序列比对, 由MEGA 6.0软件采用邻接法(Neighbor- Joining, NJ)构建系统发育树, 参数设置为1000 bootstrap重复。

1.5 表达谱分析及热图绘制

花生22个不同发育时期不同组织转录组信息来自Clevenger等[21], 使用HemI软件对各基因FPKM值进行log2标准化后绘制差异基因表达量热图。干旱和高盐胁迫转录组信息分别来自Zhao等[22]和Zhang等[23], 各基因表达量变化倍数使用HemI软件以热图形式展示。

1.6 总RNA提取、反转录及荧光定量PCR

用MiniBEST植物RNA提取试剂盒提取总RNA (TaKaRa公司), 利用PrimeScript RT-PCR (TaKaRa公司)将其反转录为第1链互补链DNA (cDNA)。RT-qPCR用TB Green Premix ExII试剂盒, 反应体系为: 模板cDNA 20 ng, 10 μL of TB Green Premix ExII (2×), 上下游引物(表1)各400 nmol L–1,加ddH2O至20 μL。在ABI 7500 PCR仪上进行RT-qPCR,反应条件为: 95℃预变性30 s; 95℃ 5 s, 60℃ 34 s, 40个循环。利用2–ΔΔCt方法计算基因的相对表达水平, 每个样品重复3次, 以花生基因[24]作为内参基因。

2 结果与分析

2.1 花生SWEET基因的鉴定与分析

本研究在野生种花生(AA)和(BB)以及栽培种花生(AABB)基因组中分别挖掘出25、28和55个SWEET基因(表2), 栽培种花生SWEET基因数目几乎是2个野生种花生的总和。根据与模式植物拟南芥SWEET基因同源关系分析, 将其分别命名为～、～和～。除拟南芥和外, 在野生种和栽培种花生均有对应的同源蛋白存在(表2)。花生SWEET基因分别编码60～488个氨基酸, 预测等电点(pI)在5.09～10.17之间, 分子量(MW) 10.7～54.5 kD。每个蛋白包含1～2个MtN3/saliva/ SWEET (PQ-loop repeat)保守区, 1～9个跨膜区(transmembrane domain, TMD)。其中, 56个基因有7个TMD, 31个基因有5～6个TMD。

表1 本研究所用PCR引物

2.2 染色体分布及进化关系分析

除野生种花生A2、A9、B2染色体以及栽培种2号、9号染色体, 各染色体均有SWEET基因分布, 且大部分基因在染色体的两端分布(图1)。其中, B3和8号染色体是包含SWEET基因最多的染色体, 各含有8个基因。A3、A8、4号、13号染色体各6个基因, 3号染色体5个基因, A4、B8、14号染色体各4个。其余染色体均包含1～3个SWEET基因。同源基因在不同染色体上位置相近, 比如,、、和基因分别位于野生种A10、B10染色体以及栽培种10号、20号染色体。

为更好地了解花生SWEET蛋白的系统发育关系, 将花生属(88个)、拟南芥(17个)和水稻(20个) SWEET蛋白序列进行多重比对, 构建无根进化树(图2)。根据进化树分支, 分为Clade I、Clade II、Clade III、Clade IV 4个亚家族, 其中Clade I包括～、、、～和～, Clade II包括～、～～、～和～, Clade III包括～、～、～、～和～, Clade IV包括～、～、～、～和～。

图1 花生基因组SWEET基因的染色体定位

图2 拟南芥、水稻和花生SWEET蛋白的聚类分析

At: 拟南芥; Os: 水稻; Ad: 野生花生; Ai: 野生花生; Ah: 栽培种花生。

At:; Os: rice; Ad: wild peanut; Ai: wild peanut; Ah: cultivated peanut.

2.3 基因结构及顺式作用元件分析

为进一步研究SWEET基因同源关系, 本研究分析了栽培种花生SWEET基因外显子-内含子结构(图3)。结果发现, 所有基因均具有2～14个外显子, 其中包含有14个外显子。结合系统发育树和基因结构图分析发现, 位于进化树同一分支的大多数SWEET基因具有相似的外显子-内含子结构。如、、和均含有5个外显子, 且外显子位置相似。

花生SWEET基因启动子区域富含响应脱落酸、乙烯、赤霉素、茉莉酸和水杨酸等激素以及干旱、低温等逆境胁迫相关顺式作用元件(表3)。每个SWEET基因启动子含有5个以上顺式作用元件。其中,启动子序列存在至少30个元件, 包括响应低温胁迫的as-1元件7个、响应MeJA激素的TGACG元件和CGTCA元件各7个, 以及其他一些响应干旱、乙烯、赤霉素等元件。花生SWEET基因启动子序列存在数目最多的顺式作用元件是响应ABA的ABRE元件和响应乙烯的ERE元件, 分别有190个和137个。表明SWEET基因可能在花生响应逆境胁迫等反应中发挥重要作用。花生SWEET基因家族的启动子中含有多个响应脱激素以及逆境胁迫相关顺式作用元件, 但不同启动子含顺式作用元件的类型和数量有差异, 预示了花生SWEET基因功能上存在的差异。

图3 花生SWEET基因结构

2.4 组织表达模式分析

对野生种花生不同发育时期22个不同组织的表达谱进行分析发现, 各SWEET基因在花生各组织均有不同程度的表达(图4)。部分基因在某些组织中表现出优势表达, 比如、、、等基因在花的雌蕊和雄蕊中有较高的表达量。此外,、、、、等也表现出在雌蕊和雄蕊中优势表达。暗示这些SWEET基因可能在花发育过程发挥重要作用。此外, 同源基因表现出相近的表达模式, 比如,、和均在种子中优势表达, 暗示在花生种子发育过程发挥作用相同或相似的作用。

图4 基于转录组测序结果分析SWEET基因在不同发育时期22个不同组织表达模式

2.5 不同逆境胁迫下表达模式分析

为挖掘响应干旱、高盐等逆境胁迫的花生SWEET基因, 本研究利用前期花生干旱和高盐胁迫转录组数据分析了SWEET基因的表达情况(图5)。结果发现, 栽培种花生55个SWEET基因中, 14个基因在干旱胁迫下表达出现2倍以上的变化, 12个在盐胁迫下表达变化2倍以上。其中、和在干旱和高盐胁迫下表达量均提高,在干旱和盐胁迫下表达量均表现下降。和在干旱胁迫下表达量提高, 而在盐胁迫下表达量降低。、和表达量只在干旱胁迫下有变化, 均提高了8倍以上。和只响应盐胁迫, 表达量分别提高了9.7倍和7.9倍。

本研究利用RT-qPCR分析了部分响应干旱和高盐胁迫的SWEET基因表达情况(图6)。与比较转录组分析结果基本一致,和在干旱和高盐胁迫下, 表达量均提高;只在受干旱胁迫时表达量上升;和干旱胁迫下表达量提高, 受盐胁迫表达量降低。在干旱条件下表达量上升, 而在盐胁迫下表现为下调。这暗示这些基因在花生应对干旱和高盐胁迫等逆境条件下发挥重要作用。

图5 干旱和盐胁迫条件下花生SWEET基因表达模式

图6 不同胁迫条件下花生SWEET基因表达分析

3 讨论

SWEET基因家族是一类新型的糖转运蛋白, 在植物生长发育、病原菌互作以及逆境调控等过程中发挥重要作用[8,10]。目前, 拟南芥、水稻、小麦等SWEET基因家族已经陆续被研究[5-6,25]。然而至今未见花生SWEET基因研究的报道。花生基因组测序的完成及公布, 为SWEET家族全基因组鉴定及抗逆基因挖掘等提供了极为有利的条件。

本研究从栽培种花生基因组中挖掘出55个SWEET基因(表2), 数量远高于被子植物SWEET数量平均值20个[7], 类似现象在六倍体小麦、四倍体马铃薯等作物中存在, 分别有59个和35个SWEET基因[25-26]。栽培种花生SWEET基因数目接近野生种花生(25个)和(28个)的总和, 这可能是由于异源四倍体栽培种花生在基因复制和加倍过程中, 发生串联重复[26]或突变导致基因假基因化或新功能化[27]。拟南芥基因组存在～基因[5], 但水稻基因组无～同源基因[6]。Gao等[25]发现小麦基因组缺乏～的同源基因, 推测这可能来自双子叶植物和单子叶植物的区别。本研究发现花生基因组不存在和同源基因(表2)。除和外, 每个拟南芥SWEET基因在花生基因组中均存在1个以上同源基因(表2)。因此, 借助已知功能的拟南芥同源基因, 可以初步预测花生SWEET基因功能。

染色体定位分析发现花生SWEET基因大多分布于染色体的两端, 且部分基因成簇出现, 比如栽培种花生、和集中于8号染色体大约47.8 Mb处(图1), 推测它们可能功能冗余或者协同行使作用。这可能是由于进化过程中基因串联复制或染色体复制加倍产生, 以便增强花生适应环境的能力[28]。此外, 栽培种花生SWEET基因与其野生种直系同源基因在染色体位置相似(图1), 这与异源四倍体花生(AABB)由2个野生种(AA)和(BB)染色体加倍和重组形成的结论一致[28]。比如, 野生种花生A1和B1染色体上的和, 在重组进化过程中分别演变成栽培种花生1号、11号染色体上的和。在野生种A10、B10染色体以及栽培种10号、20号染色体各存在同源基因、、和, 栽培种20号染色体还存在一个。这可能是由于在全基因组加倍过程中, 一些同源基因发生丢失或扩张[29]。

研究发现花生SWEET家族蛋白的结构域保守性较高, 所有成员均具有1个以上的MtN3/saliva结构域以及跨膜区域(表2)。内含子-外显子结构模式携带有基因家族进化的烙印[27]。由于外显子数目和位置差别较大, 导致花生SWEET基因在长度和蛋白质大小存在较大差异(表2和图3), 暗示了花生SWEET基因功能的多样性。聚类分析发现, 与拟南芥、水稻等一致, 花生SWEET基因可分为Clade I、Clade II、Clade III、Clade IV 四个亚家族, 大部分花生SWEET基因属于Clade III亚家族(图2)。直系同源基因表现出相似的内含子和外显子结构, 比如同属Clade III分支的、以及和等基因均具有6个外显子, 且位置相似(图3), 我们推测其具有相似的功能。来源不同但属于相同Clade的基因往往具有共同的进化起源和保守功能[5-6,30], 可以通过了解已知基因成员的功能来预测同源基因的功能。

基因组织表达模式能反应基因行使功能所在的部位, 甚至可以预测基因的功能。Clevenger等[21]绘制了花生22个不同发育时期不同组织表达谱, 这为分析花生SWEET基因表达模式提供了便利。结果发现部分SWEET基因表现为组织优势表达, 比如、、、、、、、等基因在花生雄蕊或雌蕊中具有极高的表达量(图4)。研究表明与以上基因位于同一进化分支的、、等基因参与调控了拟南芥花发育[31-33], 暗示它们在花生生殖器官发育中发挥重要作用。野生种花生和基因组分别与栽培种A、B基因组具有98.66%和99.96%的同源性[28], 我们认为Clevenger等[21]表达谱数据可以用于预测栽培种花生同源基因表达模式。基于前期本课题组转录组数据以及RT-qPCR分析, 本研究鉴定出、和等潜在抗旱基因, 其中和在高盐胁迫下表达量也显著提高(图6)。之前的研究表明,同源基因的表达受高盐、干旱和低温胁迫诱导[15]。因此, 我们认为这些候选基因可能在花生抗旱或耐盐信号通路中发挥重要作用。

4 结论

本研究首次在栽培种花生及其2个祖先野生种基因组中鉴定出55、25、28个SWEET基因, 并对其分子特征进行了细致描述。花生SWEET基因内含子-外显子数目和位置以及启动子中顺式作用元件种类和数量均存在差异。进化树分析将它们分成4个亚家族Clade I～Clade IV, 同一亚家族同一分支的基因具有相似的外显子-内含子结构。来源于野生种和栽培种的SWEET同源基因在各染色体位置相近, 但也存在个别的缺失。22个不同发育时期不同组织基因表达分析发现部分基因表现出组织特异或优势表达。基于前期发表的转录组测序分析以及RT-qPCR挖掘出和等响应花生干旱或高盐胁迫的基因, 功能有待进一步鉴定。研究结果为下一步深入分析花生SWEET基因功能奠定了基础。

[1] 代小冬, 杜培, 秦利, 刘华, 张忠信, 高伟, 刘娟, 徐静, 董文召, 张新友. 花生抗旱性研究进展. 热带作物学报, 2021, 42: 1788–1794.

Dai X D, Du P, Qin L, Liu H, Zhang Z X, Gao W, Liu J, Xu J, Dong W Z, Zhang X Y. Research progress of peanut drought resistance., 2021, 42: 1788–1794 (in Chinese with English abstract).

[2] 闫彩霞, 王娟, 赵小波, 宋秀霞, 姜常松, 孙全喜, 苑翠玲, 张浩, 单世华. 全生育期鉴定筛选耐盐碱花生品种. 作物学报, 2021, 47: 556–565.

Yan C X, Wang J, Zhao X B, Song X X, Jiang C S, Sun Q X, Yuan C L, Zhang H, Shan S H. Identification and screening of saline alkali tolerant peanut varieties in the whole growth period., 2021, 47: 556–565 (in Chinese with English abstract).

[3] Han S, Zhou X, Shi L, Zhang H, Geng Y, Fang Y, Xia H, Liu H, Li P, Zhao S, Miao L, Hou L, Zhang Z, Xu J, Ma C, Wang Z, Li H, Zheng Z, Huang B, Dong W, Zhang J, Tang F, Li S, Gao M, Zhang X, Zhao C, Wang X. The AhNPR3 regulates the gene expression of WRKY and PR genes, and mediate the immune response of peanut (L.)., 2022, 110: 735–747.

[4] Anjali A, Fatima U, Manu M S, Ramasamy S, Senthil-Kumar M. Structure and regulation of SWEET transporters in plants: an update., 2020, 156: 1–6.

[5] Chen L Q, Hou B H, Lalonde S, Takanaga H, Hartung M L, Qu X Q, Guo W J, Kim J G, Underwood W, Chaudhuri B, Chermak D, Antony G, White F F, Somerville S C, Mudgett M B, Frommer W B. Sugar transporters for intercellular exchange and nutrition of pathogens., 2010, 468: 527–532.

[6] Yuan M, Wang S P. Rice MtN3/Saliva/SWEET family genes and their homologs in cellular organisms., 2013, 6: 665–674.

[7] Eom J S, Chen L Q, Sosso D, Julius B T, Lin I W. SWEETs, transporters for intracellular and intercellular sugar translocation., 2015, 25: 53–62.

[8] Chen L Q, Qu X Q, Hou B H. Sosso D, Osorio S. Sucrose efflux mediated by SWEET proteins as a key step for phloem transport., 2012, 335: 207–211.

[9] 胡丽萍, 张峰, 徐惠, 刘光敏, 王亚钦, 何洪巨. 植物SWEET基因家族结构、功能及调控研究进展. 生物技术通报, 2017, 33: 27–37.

Hu L P, Zhang F, Xu H, Liu G M, Wang Y Q, He H J. Advances in the structure, function and regulation of plant sweet gene family., 2017, 33: 27–37 (in Chinese with English abstract).

[10] Chandran D. Co-option of developmentally regulated plant SWEET transporters for pathogen nutrition and abiotic stress tolerance., 2015, 67: 461–471.

[11] Ruan Y L, Jin Y, Yang Y J, Li G J, Boyer J S. Sugar input, metabolism, and signaling mediated by invertase: roles in development, yield potential, and response to drought and heat.,2010, 3: 942–955.

[12] Le H R, Spinner L, Klemens P A, Chakraborti D, de Marco F, Vilaine F, Wolff N. Disruption of the sugar transporters AtSWEET11 and AtSWEET12affects vascular development and freezing tolerance in., 2015, 8: 1687–1690.

[13] Durand M, Porcheron B, Hennion N, Maurousset L, Lemoine R , Pourtau N. Water deficit enhances C export to the roots inplants with contribution of sucrose transporters in both shoot and roots., 2016, 170: 1460–1479.

[14] Chen Q C, Hu T, Li X H, Song C P, Zhu J K, Chen L Q, Zhao Y. Phosphorylation of SWEET sucrose transporters regulates plant root : shoot ratio under drought., 2022, 8: 68–77.

[15] Seo P J, Kang S K, Kim S G, Park J M, Park C M. Ansenescence-associated protein SAG29 regulates cell viability under high salinity., 2011, 233: 189–200.

[16] Klemens P, Patzke K, De Itmer J, Spinner L, Hir R L. Overexpression of the vacuolar sugar carriermodifies germination, growth, and stress tolerance in., 2012, 63: 4107–4121.

[17] Liu X Z, Zhang Y, Yang C, Tian Z H, Li J X. AtSWEET4, a hexose facilitator, mediates sugar transport to axial sinks and affects plant development., 2016, 6: 24563.

[18] Mathan J, Singh A, Ranjan A. Sucrose transport in response to drought and salt stress involves ABA-mediated induction ofandin rice., 2020, 171: 620–637.

[19] Yao L, Ding C Q, Hao X Y, Zeng J M, Yang Y J, Wang X C, Wang L. CsSWEET1a and CsSWEET17 mediate growth and freezing tolerance by promoting sugar transport across the plasma membrane., 2020, 61: 1669–1682.

[20] Zhou A M, Ma H P, Feng S, Gong S F, Wang J G. SWEET17, a tonoplast-localized sugar transporter from, affects sugar metabolism and confers multiple stress tolerance in., 2018, 19: 1564.

[21] Clevenger J, Chu Y, Scheffler B, Ozias-Akins P. A developmental transcriptome map for allotetraploid., 2016, 7: 1446.

[22] Zhao X B, Li C J, Wan S B, Zhang T T, Shan S H. Transcriptomic analysis and discovery of genes in the response ofto drought stress., 2018, 45: 119–131.

[23] Zhang H, Zhao X B, Sun Q X, Yan C X, Wang J, Yuan C L, Li C J, Shan S H, Liu F Z. Comparative transcriptome analysis reveals molecular defensive mechanism ofin response to salt stress.,2020, 2020: 6524093.

[24] Chi X, Hu R, Yang Q, Zhang X, Pan L, Chen N, Chen M N, Yang Z, Wang T, He Y. Validation of reference genes for gene expression studies in peanut by quantitative real-time RT-PCR.,2012, 287: 167–176.

[25] Gao Y, Wang Z Y, Kumar V, Xu X F, Yuan P. Genome-wide identification of the SWEET gene family in wheat., 2018, 642: 284–292.

[26] Manck-Gotzenberger J, Requena N. Arbuscular mycorrhiza symbiosis induces a major transcriptional reprogramming of the potato SWEET sugar transporter family., 2016, 7: 487.

[27] 李鹏, 刘彻, 宋皓, 姚盼盼, 苏沛霖, 魏跃伟, 杨永霞, 李青常.烟草非特异性脂质转移蛋白基因家族的鉴定与分析. 作物学报, 2021, 47: 2184–2198.

Li P, Liu C, Song H, Yao P P, Su P L, Wei Y W, Yang Y X, Li C Q. Identification and analysis of tobacco nonspecific lipid transfer protein gene family., 2021, 47: 2184–2198 (in Chinese with English abstract).

[28] Bertioli D J, Cannon S B, Froenicke L, Huang G D, Cannon E K S, Liu X, Gao D Y, Clevenger J, Dash S, Ren L H, Farmer A D. The genome sequences ofand, the diploid ancestors of cultivated peanut., 2016, 48: 438–446.

[29] 解盼, 刘蔚, 康郁, 华玮, 钱论文, 官春云, 何昕. 甘蓝型油菜CBF基因家族的鉴定和表达分析. 作物学报, 2021, 47: 2394–2406.

Xie P, Liu W, Kang Y, Hua W, Qian L W, Guan C Y, He X. Identification and expression analysis of CBF gene family in., 2021, 47: 2394–2406 (in Chinese with English abstract).

[30] Wang S, Yokosho K, Guo R, Whelan J, Shou H. The soybean sugar transportermediates sucrose export from endosperm to early embryo.,2019, 180: 2133–2141.

[31] Sun M X, Huang X Y, Yang G, Yang J, Guan X F, Yang Z N.RPG1 is important for primexine deposition and functions redundantly with RPG2 for plant fertility at the late reproductive stage., 2013, 26: 83–91.

[32] Frank W, Márcio A F, Annick D, José L R, Elliot M M. Genome-wide analysis of gene expression during earlyflower development., 2006, 2: e117.

[33] Engel M L, Holmes-Davis R, McCormick S. Green sperm, identification of male gamete promoters in., 2006, 141: 802–802.

Genome-wide identification and expression analysis of SWEET genes from peanut genomes

sun quan-xi1, YUAN Cui-Ling1, mou yi-fei1, Yan cai-xia1, zhao xiao-bo1,wang juan1, wang qi1, SUN Hui2, LI Chun-Juan1, and shan shi-hua1,*

1Shandong Peanut Research Institute, Qingdao 266100, Shandong, China;2Northeast Agricultural University, Harbin 150038, Heilongjiang, China

SWEET (sugars will eventually be exported transporter) proteins are structurally conserved and energy independent sugar transporters, which play important roles in many physiological processes, such as plant growth development and response to biotic and abiotic stresses. At present, there is no research study about SWEET gene in peanut yet. In this study, we explored SWEET gene in the whole genome of peanut for the first time and analyzed its molecular characteristics and expression pattern in detail. These results showed that there were 55, 25, and 28 SWEET genes in the genomes of cultivated peanut and two ancestral wild peanuts, respectively, which were randomly and unevenly distributed on each chromosome. Orthologous genes from wild peanut and cultivated peanut usually shared the similar chromosome location, which confirmed that cultivated peanut originated from two ancestral wild peanuts. There were also some orthologous gene lost, which might be attributed to gene deletion or expansion during genome replication and doubling process. Gene structure and-elements in the promoter region were different in the SWEET genes, suggesting the diversity of biological functions. Phylogenetic analysis dividedSWEET proteins into four subfamilies Clade I–Clade IV. Genes in the same clade of the same subfamily exhibited the similar gene structure. Based on Clevenger et al. tissue expression analysis, we found that some genes were tissue preferentially expressed, which provided a reference for further understanding the functional location of SWEET genes. Moreover, we identified several drought or salt stress responsive genes, such asandby re-analysis transcriptome expression data under abiotic stress and RT-qPCR. Their functions were still needed to be further identified. These results provide a theoretical reference for further analysis of SWEET gene function in peanut.

SWEET gene family; molecular characteristics; the relative expression pattern; abiotic stress; peanut

10.3724/SP.J.1006.2023.24066

本研究由山东省自然科学基金项目(ZR2021MC128), 山东省农业良种工程项目(2020LZGC001, 2021LZGC025)和山东省现代农业产业技术体系(SDAIT-04-02)资助。

This study was supported by the Natural Science Foundation of Shandong Province (ZR2021MC128), the Shandong Elite Variety Project (2020LZGC001, 2021LZGC025), and the Agro-industry Technology Research System of Shandong Province (SDAIT-04-02).

单世华, E-mail: shansh1971@163.com

E-mail: squanxi@163.com

2022-03-25;

2022-07-21;

2022-08-18.

URL: https://kns.cnki.net/kcms/detail/11.1809.S.20220818.1029.002.html

This is an open access article under the CC BY-NC-ND license (http://creativecommons.org/licenses/by-nc-nd/4.0/).