间充质干细胞在软骨病损修复中的应用研究进展

陈有荣 颜昕 邓荣辉 林霖 范宝石，2 杨梦，2 江东 余家阔

1 北京大学第三医院运动医学科，北京大学运动医学研究所，运动医学关节伤病北京市重点实验室（北京100191）

2 潍坊医学院临床医学院（山东潍坊261053）

透明软骨覆盖于关节表面，在承重、吸收力学震荡、降低关节表面摩擦力等方面起着非常重要的作用。急性创伤及退行性关节疾病均可能导致软骨损伤，由于关节软骨无血管、无神经、无淋巴管以及缺乏干细胞的特征，使其自我修复潜力非常有限，若不及时治疗，最终将发展为骨关节炎（osteoarthritis，OA）[1]。传统的关节镜清理、骨髓刺激（bone marrow stimula⁃tion，BMS）技术、自体或同种异体骨软骨移植、自体软骨 细 胞 移 植（autologous chondrocyte implantation，ACI）和金属等人工材料修复或替代局部软骨损伤，存在纤维软骨再生、供体部位并发症、移植物失败、种子细胞去分化、替代物松动翻修等局限性和不足[2]。近些年来，基于间充质干细胞（mesenchmal stem cells，MSCs）的再生医学为软骨病损提供了一种很有希望的治疗策略。MSCs具有组织来源广泛、较强的増殖和多向分化能力，并避免了伦理方面的限制、致瘤性及定向诱导分化难以掌控等缺点，是软骨再生领域最有吸引力的细胞来源之一[3]。目前，MSCs 在多项软骨修复的体外实验、动物实验及临床研究中均显示出较好的疗效，越来越多的研究通过客观准确的示踪方法证明MSCs 可在植入区增殖、分化及长期存活，除了直接分化为软骨细胞参与组织修复外，MSCs 介导的免疫调节、抗炎作用和旁分泌效应亦是其促进软骨再生的重要机制[4，5]。因此，本文主要就近些年来应用于软骨修复再生的MSCs 的生物学特征、常见组织来源、实际修复效果、各自优缺点、最终去向和转归及其促软骨修复再生机制等方面的研究进展情况进行综述，并对其应用过程中面临的挑战及克服策略进行介绍。

1 MSCs的起源及生物学特征

1966年，Friedenstein 报道了大鼠骨髓中存在成纤维细胞形态的细胞群，这些细胞粘附于组织培养皿表面，形成集落，并认为是骨细胞的前体细胞，在活体移植时能够形成不同的骨骼组织[6]。Caplan 创造了“MSCs”这一术语，并提出了基于MSCs 的软骨修复理念。然而，该术语并没有被普遍接受。这是由于该术语仅能使我们对MSCs的细胞起源、表型和调控有一个模糊而非精确的理解[7]。Caplan 近年提出有必要改变名称，但他提出的新术语“药物信号细胞”可能比先前的术语更没有帮助，因此，有关“MSCs”一词的使用一直是一个临时解决方案，还需要进一步解决[8]。MSCs作为一种非造血干细胞的成体干细胞，广泛存在于骨髓、脂肪、滑膜、脐带、胎盘、肌腱、牙周、外周血等多种组织中[9]。国际细胞治疗协会（The international soci⁃ety for cell therapy，ISCT）对MSCs的鉴定有三个标准[10]：（1）在标准培养条件下细胞能够粘附于塑料的组织培养瓶；（2）使用流式细胞术检测细胞表面标记物时，CD90，CD105 和CD73 的阳性表达率≥95%（CD90+，CD105+，CD73+）；而CD45，CD34，CD14（或CD11b），CD79α（或CD19），HLA-DR（即HLA class II）的阳性表达率≤2%（CD45-，CD34-，CD11b-，CD19-，HLADR-）；（3）在标准的体外分化条件下，细胞具有向成骨细胞、脂肪细胞和成软骨细胞分化的能力。除了分化潜能外，在体内微环境的作用下，MSCs发挥归巢作用，积极迁移至缺血或损伤部位，通过分泌大量参与旁分泌活动的营养因子，包括生长因子、细胞因子和趋化因子等，并将其传递给宿主，刺激宿主的内源性细胞迁移、增殖、分化和基质合成，促进血管生成，减少氧化应激、促进组织修复[4]。此外，MSCs还参与局部的免疫调节和抗炎作用，通过抑制T细胞增殖、树突状细胞的成熟激活及增殖，以及抗体B细胞的分泌，从而影响巨噬细胞的极化、抗体分泌细胞的分化和炎性因子的分泌[5]。

2 用于软骨修复的MSCs常见组织来源及疗效

MSCs 作为多能祖细胞具有自我更新和软骨形成能力，因此被认为是软骨修复的替代细胞来源，近些年来的临床前和临床试验也表明，MSCs相关治疗是治疗软骨损伤和OA的一种有前景的选择[3]。虽然骨髓被作为MSCs 传统上的来源，但随着细胞分离技术的进步，MSCs 已经可以从脂肪组织、脐带血、外周血、滑膜、滑液、骨膜、真皮、小梁骨和肌肉等组织中分离出来；这些细胞在诱导时具有相似的表型特征，但在增殖和分化方面有不尽相同的趋势[9]。

2.1 骨髓来源的MSCs

骨髓来源的MSCs（bone marrow-derived MSCs，BM-MSCs）被最早发现，得到了广泛研究，因此也是最具特征性的MSCs。相较于其他组织来源的MSCs，骨髓中MSCs 相对丰富，收集也相对容易。BM-MSCs 存在于骨髓的有核细胞群中，其中大多数是造血干细胞（hematopoietic stem cells，HSCs），MSCs 仅占有核细胞总数的一小部分（0.001%～0.01%），但MSCs 经过体外数周的培养，其数量可扩增100～10000倍[11]。目前，培养扩增的BM-MSCs 已被广泛用于软骨修复再生。Zhang 等构建了一种由Ⅰ型胶原酪胺和透明质酸酪胺组成的可注射水凝胶体系，与BM-MSCs 复合后用于SD 大鼠体内软骨修复，效果明显[12]。Hernigou 等比较了软骨下BM-MSCs 注射与全膝关节置换（totalkneear⁃throplasty，TKA）治疗膝关节OA 的效果，在术后平均10年的随访中发现细胞治疗后TKA 的总发生率为1.19%，与同一患者群体对侧接受初次TKA进行翻修的风险相当，软骨下注射BM-MSCs 可明显缓解关节疼痛，延缓或避免TKA[13]。Wong 等进行了一项随机对照研究，比较有或无BM-MSCs 注射联合微骨折、内侧楔形撑开、胫骨高位截骨治疗软骨缺损的疗效，1年后磁共振成像（magnetic resonance imaging，MRI）显示有BM-MSCs 注射组缺损填充及与周围组织融合的情况更好，2年后有BM-MSCs 注射组的患者所有临床结果更佳[14]。然而，BM-MSCs的样本获取需经骨髓穿刺，该过程创伤较大，可能发生供区并发症，反复取样时患者接受度较低。

2.2 脂肪来源的MSCs

脂肪来源的MSCs（adipose tissue-derived MSCs，Ad-MSCs）于1976年通过贴壁法从人脂肪组织中分离出来。由于脂肪组织可以通过成熟、微创的方法简单重复地获得，同时，等量抽吸物中脂肪组织的MSCs 数量大约是骨髓的500 倍，因此，有研究认为，相较于BM-MSCs，Ad-MSCs可能更适合在临床中应用[15]。Ad-MSCs 从人脂肪抽吸物的基质血管中分离、通过体外扩增培养获得。一项前瞻性、双盲、随机对照的Ⅱb期临床试验评估了单次关节内注射自体Ad-MSCs 治疗膝关节OA的有效性和安全性，随访6个月发现注射干细胞组软骨缺损无明显变化，患者功能改善和疼痛缓解令人满意，无不良事件发生，而生理盐水注射组软骨缺损增加[16]。另一项临床研究报道了3 个Ad-MSCs剂量组（低剂量组、中剂量组和高剂量组，每组6 名患者）治疗老年膝关节OA，实验结果表明，患者疼痛和功能明显改善，软骨缺损通过透明软骨修复，缺损面积减少[17]。然而，有体外实验表明，尽管通过体外添加生长因子可以增强Ad-MSCs 的成软骨分化，但其成软骨分化潜能低于BM-MSCs[18]，这可能会限制其在软骨修复中的应用。

2.3 滑膜来源的MSCs

滑膜来源的MSCs（synovium-derived MSCs，Sy-MSCs）于2001年从膝关节滑膜中分离并鉴定，与脂肪或肌肉等其他组织来源的MSCs相比，Sy-MSCs具有更强的软骨分化能力[19]。在体外实验良好结果的基础上，研究人员进行了动物及人体研究来评估Sy-MSCs在体内的作用。一项人体研究比较了自体Sy-MSCs和自体软骨细胞植入修复软骨缺损的效果。在24 个月的随访中，两组的临床结果显示均有改善。然而，在所有的随访间隔中，Sy-MSCs 植入组比软骨细胞植入组显示出更好的功能结果和膝关节损伤及骨关节炎结局主观评分（knee injury and osteoarthritis outcome score，KOOS）[20]。另一项研究则对Sy-MSCs 移植对体内软骨再生的有效性进行了系统的文献综述，大多数研究报告Sy-MSCs移植后成功修复了软骨，并认为Sy-MSCs 移植是治疗局灶性软骨缺损的一种有希望的选择[21]。虽然大多数研究的结果较为乐观，但滑膜的获取通常需要采用手术方式，这不仅增加了患者的医疗费用，同时增加了相关手术风险。

2.4 脐带华通氏胶来源的MSCs

胎儿和胎盘由富有弹性的脐带连接，脐带由两条脐动脉和一条脐静脉组成，它们都镶嵌在一种被称为华通氏胶（Wharton’s Jelly，WJ）、富含黏液蛋白多糖的基质中，然后由羊膜覆盖[22]。1998年，Kobayashi等首次报道在WJ 中获得了多能成纤维细胞样的MSCs（WJ-MSCs），有研究认为，与成体来源的MSCs相比，胎儿来源的MSCs增殖和分化活力更强、免疫抑制能力更高，特别是在临床中同种异体应用时不容易引起宿主的免疫反应，因此可能拥有更佳的治疗活性[23]。Liu 等将人WJ-MSCs 与猪软骨细胞外基质复合构建组织工程软骨并移植到兔软骨缺损处，未见免疫排斥反应，术后16个月时观察，可见明显的透明状软骨及软骨下骨再生，且与邻近正常软骨融合，研究还发现未经软骨诱导分化的WJ-MSCs 比诱导组具有更好的修复效果[24]。Wu 等将WJ-MSCs 与透明质酸水凝胶（hyaluronic ac⁃id，HA）混合后植入小型猪膝关节的全层软骨缺损区，12周后大体及组织学观察提示缺损区实现透明软骨修复，国际软骨修复协会（International Cartilage Repair Society，ICRS）评分明显高于对照组[25]。尽管WJMSCs 相较于成体来源的MSCs 具有诸多优势，但并不利于干细胞的自体移植，增加了疾病传播风险。

2.5 脐带血来源的MSCs

人脐带血（human umbilical cord blood，hUCB）作为治疗细胞的来源有许多优点，其体外性质避免了使用胚胎源性干细胞相关的伦理问题，同时还可以避免使用其他组织来源时（如骨髓或脂肪组织）可能出现的供区部位并发症。几十年来，hUCB一直用于治疗血液疾病和造血组织的重建[26]。1994年，Ye 等报道了来自hUCB 的间充质样细胞黏附在塑料培养皿上，hUCBMSCs 具有较高的增殖率，经长时间扩增后其核型稳定，较BM-MSCs 更易诱导分化为软骨细胞[27]。一项动物研究报道，hUCB-MSC 移植后缺损区表现出透明样软骨修复、软骨下骨重塑并与周围软骨融合[28]。另一项研究则报道了hUCB-MSC 移植作为膝关节OA 替代治疗方案的可能性。该一/二期临床试验使用hUCBMSCs和透明质酸水凝胶复合物移植治疗膝关节OA软骨缺损，结果显示患者疼痛和功能改善，无不良反应发生，并维持7年以上，无明显恶化。通过组织学评价和MRI 检测，观察到持续再生的透明样软骨[29]。然而，与WJ-MSCs 相似，hUCB-MSCs 主要适用于干细胞的同种异体移植，可能导致疾病传播。

2.6 月经血来源的MSCs

2007年，Meng 等从月经血中分离出MSCs（men⁃strual blood-derived MSCs，Men-MSCs），并证实其具有MSCs典型的特征，如自我更新、高增殖潜能及成脂、成骨和成软骨的多向分化潜能，其分化和增殖能力甚至超过BM-MSCs[30]。尽管Men-MSCs 软骨形成特性尚未得到广泛的探索和研究，但与BM-MSCs 相比，部分研究者认为月经血的采集不需要复杂的伦理程序或任何侵入性的外科干预，同一供体可重复采样，因此Men-MSCs 更容易获得，可能是再生医学中（如软骨修复再生）的有力候选细胞[31]。然而，有研究认为，Men-MSCs软骨分化潜能较低，不适合作为软骨再生的干细胞群体。例如，一项研究比较了同一捐赠者的Men-MSCs 和脐带WJ-MSCs 以及同一捐赠者的Men-MSCs和BM-MSCs 之间的基因表达情况。他们在Men-MSCs、WJ-MSCs 和BM-MSCs 中筛选了768 个基因，发现与WJ-MSCs和BM-MSCs相比，Men-MSCs中重要的成骨和软骨基因——骨膜蛋白（periostin，POTSN））和骨硬化症相关蛋白1（osteopetrosis associated trans⁃membrane protein 1，OSTM1）的表达明显下调，这表明Men-MSCs 的成骨和软骨分化潜能较低[32]。此外，Men-MSCs 还具有取材不方便、取材过程容易污染、对于男性患者和绝经患者不适用等缺点。

2.7 外周血来源的MSCs

Fernández 等于1997年首次报道了乳腺癌患者经重组人粒细胞集落刺激因子（granulocyte colony stimu⁃lating factor human recombinant，rhG-CSF）动员的外周血中基质细胞的存在[33]。研究者发现通过血液动员技术可以增加外周血中的祖细胞含量，并成功分离出外周血来源的MSCs（peripheral blood-derived MSCs，PB-MSCs）[34]。研究证明，PB-MSCs 具备鉴定MSCs 所必备的特性，以及类似于BM-MSCs 的成软骨分化能力，是一种有效的软骨修复治疗选择[35]。Broeckx 等将经软骨诱导的同种异体PB-MSCs 联合同种异体血浆作为治疗马掌指关节OA 的新疗法，与对照组相比，视觉步态评估和足底压力测试分析结果提示干预组功能显著改善[36]。Fu等的一个病例报告报道了PB-MSCs用于人体软骨修复的结果。PB-MSCs 来源于一名19 岁患有ICRS四级软骨损伤的自由搏击选手，术者在移植骨膜瓣下注射自体PB-MSCs 并联合髌骨关节力线重建，术后8个月复查关节镜显示缺损表面光滑，经过7.5年的随访，病人恢复了竞技，与术前相比，IKDC 2000主观评分、Lysholm 和Tegner 评分及CT 和MRI 评价均有显著改善[37]。与其他组织来源的MSCs 相比，PBMSCs具有取样过程微创、并发症少、可反复取样、有利于促进自体干细胞在临床上的应用等优点，但PBMSCs的培养周期较长，故在体内应用的报道较少。通过进一步提高PB-MSCs 的动员、分离和纯化技术，缩短培养周期，将极大地推动自体PB-MSCs 在临床中的应用。

3 MSCs 在软骨修复中的转归及促软骨再生机制

MSCs 作为多能祖细胞具备成软骨分化和软骨形成的能力，大多研究者认为其主要通过替换老化/丢失的软骨细胞来促进软骨修复。然而，有关MSCs移植后的最终去向并未阐明，因此，通过客观准确的方法示踪MSCs 在缺损植入区的增殖、分化及存活情况，明确MSCs在体内的转归，是干细胞移植基础和临床研究中最关键的问题之一，将能更好地了解干细胞在体内的生物学行为及MSCs促进软骨修复的确切机制。Numa⁃ta等使用双转基因大鼠作为动物模型，其中MSCs供体大鼠普遍表达热稳定的人胎盘碱性磷酸酶（alkaline phosphatase，ALPP）而受体大鼠表达热敏感型ALPP，将供体大鼠的BM-MSCs 注入股骨滑车局灶性软骨缺损的受体大鼠关节腔，在注射后1个月，可于缺损区检测到ALPP标记的MSCs（5.1%±1.6%），但在注射后2个月和6 个月时缺损区未能检测到移植的干细胞，尽管MSCs 的数量随着时间的推移而减少，但是MSCs 的注射促进了软骨的再生[38]。Li 等将荧光染料DiD 标记的人Ad-MSCs 植入大鼠膝关节OA 模型，经无创生物荧光成像系统检测，其关节内荧光信号可持续存在10周，并明显促进软骨修复再生，同时人FOXP2基因仅在膝关节组织中可以检测到，表明Ad-MSCs 在体内的生物分布有限，具有安全性和可行性[39]。Feng 等将超顺磁氧化铁粒子（superparamagnetic iron oxide particle，SPIO）标记的同种异体Ad-MSCs 植入绵羊膝关节OA模型，14周后MRI仍可检测到干细胞的标记信号，从而实现干细胞的远期示踪[40]。

尽管以上研究证实MSCs能够在体内长期存活，但Santos等研究发现，将Qtracke655纳米晶标记水凝胶包裹的同种异体Sy-MSCs 并植于软骨缺损区，7 天后取材，仅有少量标记的细胞附着于病变部位及滑液中，其余大部分细胞附着于滑膜上，其认为MSCs在体内除了直接分化为软骨细胞参与组织修复外，还有其他机制促进软骨再生[41]。目前，越来越多的证据表明，MSCs介导的免疫调节、抗炎作用和旁分泌效应亦是促进软骨再生的重要机制[4，5]。

有研究报道，MSCs植入患有OA的关节后，其分泌的前列腺素E2（prostaglandin E2，PGE2）、吲哚胺2，3-二氧化酶（indoleamine 2，3-dioxygenase，IDO）、一氧化氮（nitric oxide，NO）等因子可直接或间接抑制免疫细胞，PGE2通过与巨噬细胞上的EP2 和EP4 受体结合促进免疫抑制因子IL-10的产生，并参与CD4+效应T细胞的调节[42]。此外，已有研究表明，MSCs可抑制T细胞增殖并诱导其凋亡，导致片段刺激吞噬细胞产生肿瘤生长因子，增加调节性T 细胞的数量[43]。MSCs 还通过抑制树突状细胞成熟和降低自然杀伤（natural killer，NK）细胞毒性来调节先天免疫[44]。γ-干扰素（interfer⁃on γ，IFN-γ）和白细胞介素-1β（interleukin-1 β，IL-1β）刺激的MSCs上清液可增加巨噬细胞中精氨酸、吲哚胺2，3-双加氧化酶（indoleamine 2，3-dioxygen⁃ase，IDO）和诱导型一氧化氮合酶（inducible nitric ox⁃ide synthase，iNOS）的表达，使巨噬细胞从促炎表型（M1）向抗炎表型（M2）转化。MSCs还分泌丰富的趋化因子，如基质细胞衍生因子-1α（stromalcell-derived factor-1α，SDF-1α）、单核细胞趋化蛋白-1（monocyte chemotactic protein-1，MCP-1）和MCP-2，它们能吸引单核细胞、巨噬细胞、淋巴细胞和树突状细胞等，然后通过趋化作用将这些细胞招募到损伤和炎症部位，参与损伤组织的修复[45]。研究指出，MSCs 分泌的细胞因子可以靶向滑膜和软骨细胞，调节合成代谢因子和分解代谢因子，抑制巨噬细胞的激活和IL-1β、转化生长因子-α（transforming growth factor alpha，TGF-α）及其他炎症因子的分泌，诱导抗炎和成软骨分子的表达、促进软骨细胞的增殖和细胞外基质（extracellular ma⁃trix，ECM）的合成，从而修复受损的软骨[46]。Barry 和Murphy认为，内源性MSCs主要通过充当细胞修复的储存库或作为免疫调节的哨兵来减少炎症，从而有助于维持健康的组织，但在刺激修复反应方面，MSCs 的旁分泌信号可能比分化更重要，换句话说，MSCs 并不是专门用来替代受损和丢失的软骨，而是协调和增强这种修复反应[47]。Gelleu等也指出，在移植物抗宿主病小鼠模型中注入MSCs后，会发生宿主细胞毒性T细胞或自然杀伤细胞诱导的MSCs凋亡，并认为移植细胞的凋亡是宿主免疫抑制所必需的，也是影响临床结果的关键步骤。其中，移植的MSCs 是作为激活触发器，而MSCs 介导的治疗效果则具体依赖于宿主细胞的活性[48]。在另一项研究中，de Witte 等认为，MSCs 输注后，单核细胞将其吞噬并发生表型和功能改变，从而使单核细胞能够进一步介导MSCs 输注后的免疫调节反应[49]。这两项研究解释了MSCs 输注体内后尽管被迅速清除，但治疗反应仍然持续的原因，并提示MSCs 的短暂移植和快速清除可能足以或必然引起治疗反应。同时，这两项研究也强调了宿主免疫系统细胞在MSCs触发的免疫调节过程中所起到的重要作用。

作为旁分泌效应中的一种，近些年来，越来越多的研究者认为MSCs分泌的外泌体在软骨损伤和OA治疗中发挥着重要作用，这也为软骨损伤和OA的无细胞治疗提供了新的前景。外泌体是直径为30～150 nm的胞外囊泡，本质上是多泡小体（multivesicular bodies，MVBs）成熟过程中内吞体膜向内出芽形成的腔内小泡（intraluminal vesicles，ILVs），并通过与细胞膜融合而分泌[4]。外泌体通常被认为是细胞间的通讯载体，MSCs作为维持组织微环境的基质支持细胞，质谱和微阵列分析显示，其外泌体携带大量复杂的核酸（mRNA和miRNA）、蛋白质和脂质，并具有调节和恢复ECM稳态的功能[50]。Zhang等证实人胚胎MSCs（embryonic MSCs，EMSCs）外泌体对软骨修复的作用。在该研究中，成年大鼠股骨远端滑车作软骨缺损模型，12 周后，经外泌体处理的缺损表现出完整的软骨和软骨下骨修复，表面为规整的透明软骨，且与相邻软骨融合良好，ECM 沉积情况与未手术的对照组非常相似。相反，经PBS 处理的对侧缺损则表现为纤维软骨修复[51]。在胶原酶诱导的OA 小鼠模型中，Cosenza 等发现来自同种异体BM-MSCs 的外泌体通过避免软骨和骨的基质降解来保护小鼠的膝关节软骨[52]。尽管目前MSCs 外泌体在软骨再生中的作用机制尚未完全阐明，但许多研究表明，MSCs 外泌体中包装的非编码RNA，如miRNA和长链非编码RNA（long noncoding RNA，lncRNA）是软骨再生中一些关键基因和信号转导通路的有效调控因子。例如，来自人SMSCs的高表达miR-140-5p的外泌体在体外通过抑制RalA和激活SOX9来阻断其他Wnt信号，并在体内调节Ⅱ型胶原蛋白（collagen typeⅠI，COL-2）、聚集蛋白聚糖（aggrencan，AGC）、I 型胶原蛋白（collagen type I，COL-1）的表达来促进软骨组织再生[53]。体外实验表明，miR-92a-3p 过表达的外泌体通过靶向WNT5A 提高了COL2A1、COL9A1、软骨寡聚基质蛋白（cartilage oligomeric matrix protein，COMP）和性别决定相关基因簇9（SRY-related high-mobilitygroup- box gene 9，SOX9）的表达水平，降低了COL10A1、Runt 相关转录因子2（runt-related transcrip⁃tion factor 2，RUNX-2）、基质金属蛋白酶13（matrix metalloproteinases-13，MMP13）的表达，从而在体内促进软骨形成，抑制软骨降解。lncRNA-KLF3 反义RNA1（KLF3 Antisense RNA 1，KLF3-AS1）过表达的MSCs 外泌体通过lncRNA-KLF3-AS1/miR-206/G 蛋白偶联受体激酶结合蛋白1（G-protein-coupled recep⁃tor kinase interacting protein-1，GIT1）轴促进软骨细胞增殖和抑制细胞凋亡[54]。目前，MSCs 外泌体被广泛认为是介导MSCs 治疗效果的主要治疗因子之一。外泌体具有良好的耐受性，免疫原性和毒性的风险极小，因此，MSCs 外泌体可能是一种比基于MSCs 细胞治疗更安全、更便宜、更有效的治疗软骨损伤及OA 的方式。但是，如何大规模获得纯化的外泌体，以及如何提高外泌体的利用效率、生物安全性和治疗效果还有待进一步探索研究。

4 总结与展望

MSCs 作为多能祖细胞具有自我更新和成软骨分化的能力，其组织来源广泛，可从骨髓、脂肪、滑膜、脐带、月经血、外周血等多种组织中分离获得，被认为是软骨修复的替代细胞来源[9]。大量实验和临床数据表明，基于MSCs的再生医学有利于软骨损伤处的组织修复再生、改善退变关节的功能、延缓骨关节炎的发生[3]。尽管MSCs 可以从多种组织中获得，但一种理想的种子细胞应具备以下特点：取样过程创伤小，可通过微创的方式获得，能反复取样，患者认可度高，易于培养，利于自体移植，无年龄、性别和伦理限制，无免疫排斥及疾病传播风险，且在成软骨分化微环境下能产生足够的COL-2、蛋白多糖和其他软骨ECM 成分。相较于其他组织来源的MSCs，PB-MSCs 具有诸多优势，除培养周期相对较长外，基本能满足上述要求，是一种较好的体内修复和软骨再生的种子细胞。目前，越来越多研究通过客观准确的示踪方法表明，MSCs可在植入区增殖、分化及长期存活，除了直接分化为软骨细胞参与组织修复外，MSCs 介导的免疫调节、抗炎作用和旁分泌效应通过协助关节内稳态的恢复在软骨再生中发挥了重要作用，其中，MSCs 外泌体在关节软骨病损的治疗中显示出巨大潜力，可能是一种比基于MSCs细胞治疗更安全有效的方式。

基于MSCs 的再生医学在成为临床治疗软骨病损的常规应用前，还有许多问题需要解决，主要包括如下几个方面：（1）根据不同类型、不同严重程度的软骨损伤，其MSCs的最佳组织来源、标准化产品的获得、最佳体外培养条件、储存和运输、MSCs 输送至损伤部位的最佳介质等还有待进一步研究；（2）MSCs 的最佳细胞剂量、注射次数和间隔时间的标准尚不明确；（3）进一步研究MSCs 的作用机制，深入了解MSCs 发挥作用的分子介质；（4）建立MSCs 治疗效果和安全性的客观评价体系。随着对以上方面的深入研究和明确，MSCs相关治疗在骨科和其他许多学科中的应用前景广阔，有望成为软骨病损治疗的常规方法。