植物ＲＮＡ干扰抗病毒机制研究进展

方远鹏 李云洲 岳宁波 赵志博 杨再福 王勇 龙友华

摘 要：目前，植物病毒病危害越来越严重，抗病毒研究越来越受到人们的关注。RNA干扰是植物抗病毒的重要机制之一，但很少有人对其进行系统的研究。RNAi关键蛋白主要包含3种：Dicer样（DCL）、RNA依赖聚合物（RDR）和Argonaute（AGO）。在抗病毒作用中，DCL1和DCL2、RDR2和RDR6、AGO1是最重要的。si RNAi介导的RNAi是RNAi最主要的机制，主要过程是DCL将ds RNA切割成“初级si RNA”，RDR将si RNA重构成ds RNA，然后将新合成的ds RNA切割成更多的“次级si RNA”，AGO与si RNA结合形成RNA沉默复合物（RISC）。RNA干扰可以通过互补碱基对切割RISC和靶病毒或RNA核酸序列，最终降解病毒或RNA核酸序列。本文归纳总结国内外RNAi机制相关蛋白及其功能、以及RNA i抗病毒机制，为植物抗病毒研究提供指导与依据。

关键词：RNA干扰;抗病毒机制;Argonaute;Dicer样;RNA依赖性RNA酶

Abstract：Plant virus diseases are becoming more and more serious， and anti-virus research has attracted more and more attention. RNA interference is one of the important mechanisms of plant resistance to viruses， but few people have systematically studied it. RNAi key proteins mainly include three types： Dicer-like （DCL）， RNA-dependent RNA polymerase （RDR） and Argonaute （AGO）. Among the antiviral effects， DCL1 and DCL2， RDR2 and RDR6， and AGO1 are the most important. si RNAi-mediated RNAi is the most important mechanism of RNAi. The main process is that DCL cuts ds RNA into "primary si RNA"， RDR reconstitutes si RNA into ds RNA， and then cuts the newly synthesized ds RNA into more "Secondary siRNA"， AGO combines with si RNA to form RNA silencing complex （RISC）. RNAi can cut the RISC and target virus or RNA nucleic acid sequence through complementary base pairs， and ultimately degrade the virus or RNA nucleic acid sequence. This article summarizes the relevant proteins and their functions of RNAi mechanism at home and abroad， as well as the antiviral mechanism of RNAi， and provides guidance and basis for plant antiviral research.

Keywords：RNA interference; Antiviral mechanism; Argonaute （AGO）; Dicer-like （DCL）; RNA-dependent RNA polymerase （RDR）

植物受到多种病原微生物的侵染，包括真菌、细菌、病毒、线虫及其他生物，其中病毒病害防治最为困难，对农业安全生产影响巨大[1-2]。植物病毒主要是通过昆虫或其他介体进行传播[3]，最重要的是，植物病毒变异速度很快[4]，治疗困难。

植物体自身免疫在抗病毒中发挥关键作用，RNA干扰（RNA interference，RNAi）是植物抗病毒的重要机制[5-6]。参与RNAi抗病毒机制的蛋白主要有三类：Dicer-like （DCL）、RNA-dependent RNA Polymerase（RDR）和 Argonaute（AGO）。RNAi形成过程可以人为分为三个阶段：第一阶段，DCL主要负责将ds RNA剪切加工成‘初级si RNA;第二阶段，RDR可以将‘初级si RNA重新反转录重新合成ds RNA，新合成的ds RNA再次被DCL剪切加工形成更多的‘次级si RNA;第三阶段，AGO与si RNA形成RNA沉默复合体（RIGC），RISC通过碱基互补配对的方式，剪切加工与si RNA匹配的病毒序列。三个阶段中的第二个阶段由于RDR的参与可以产生更多‘次级si RNA，因此在RNA沉默过程中起信号放大的作用。

1 RNAi相关蛋白

目前，DCL、RDR和AGO在多种植物中被发现。DCL蛋白在拟南芥中有4个成员，在番茄有7个，辣椒中有4个[7-8]。DCL在RNAi过程的起始阶段，主要参与‘初级si RNA的形成。对于RDR，拟南芥中有6个成员，番茄中有6个，辣椒中有6个[7-8]。RDR在RNAi过程中主要起信号放大的作用，可以将‘初级si RNA重新合成ds RNA，新合成的ds RNA重新被DCL剪切加工成‘次級si RNA。AGO蛋白在拟南芥中有10个，番茄中有15个，辣椒中有12个[8-11]。AGO与si RNA结合形成RNAi沉默复合体si RISC，通过碱基互补配对的方式降级病毒。随着分子生物学的不断发展，植物RNAi的抗病毒防控的认识和运用也取得重要进展。

1.1 DCL蛋白的主要功能

DCL属于剪切酶，一般具备DEAD盒、RNA解旋酶结构域、DUF283、ds RBD、RNaseⅢ和PAZ六种结构域，低等真核生物可能缺失其中1～2个结构域，其中具有内切酶作用的催化域有两个[13]。

拟南芥中有四个DCL蛋白，分别为DCL1、DCL2、DCL3和DCL4，但是其功能各有差异。拟南芥DCL1通过与mi RNA的前体pre-mi RNA双向识别，实现mi RNA的合成[14-16]，这个结果与水稻中研究一致，水稻DCL1蛋白（OsDCL1）基因敲除后导致mi RNA的含量降低[14-16]，该结果同样证明DCL1参与mi RNA的合成。拟南芥DCL2与DCL4主要参与植物抗病毒防御[17]，除此之外，ALBERTO等[18]发现了拟南芥DCL2（AtDCL2）的一种新的可变剪切，暗示AtDCL2可能发挥其他功能。番茄研究中发现，DCL2是一个新的抗RNA病毒因子[19]。KONSTANTANA等[20]报道DCL2和DCL3共同在抗马铃薯纺锤纤块茎类病毒（Potato Spindle Tuber Viroid，TSTV）中发挥关键作用。在拟南芥AtDCL2、水稻OsDCL2及番茄SlDCL2等DCL2参与抗病毒响应和si RNA的形成，其次OsDCL2还被发现其产物活跃于水稻卵母细胞内，对植物的繁殖具有特殊的作用[21-22]。DCL3对异染色体质24nt小RNA和长链mi RNA合成有关 [23-24]， 另外DCL3与DCL1共同行使对开花的调节[25]，而在番茄SlDCL3缺失突变体中，SlDCL2b和SlDCL4可代替SlDCL3的功能 [26]。DCL4对于在植物细胞中有效诱导RNAi至关重要[27]，DCL4不仅影响着超过100 nt的长ds RNA裂解为21 nt ds RNA 的过程;还可以识别长链ds RNA从而影响不同器官中小RNA的含量[28-29]。

1.2 RDR蛋白的主要功能

RDR酶主要存在一个RdRP结构域，编码区域广，据报道内含子可能编码多种RDRP成员[30]，RDRP成员在生物及非生物逆境表达会上调[31-32]。

在病毒互作过程中RDR酶行使放大信号并参与抗病的作用[33-34]，或是DNA甲基化相关，例如柑橘RDR成员及ZmRDR2 [35-36]。近年来，JIANG等[34]对水稻及水稻条斑病毒RSV的互作过程，发现OsRDR6应答RSV感染过程，抑制了RSV的大量扩增。其次，RDRP通过多种途径参与着植物与病毒的互作过程之中，LI等[37]证明病毒-作物互作的一条途径，即植物体内的HSP20蛋白的分布受病毒RDRP改变，从而影响着植物的病情。最后RDR蛋白还具备着对部分自然基因和小RNA的调控作用[38-39]。RDRP成员中RDR2是ds RNA合成过程的Pol IV耦合对象，直接决定RNAi的效率[40]， RDR6与植物-病毒互作过程的RNAi反应关系最为密切[41]。

1.3 AGO蛋白的主要功能

AGO酶一般拥有PAZ及PIWI结构域各一个[52]，一般影响RNA及蛋白与病毒互作的效率[53]，AGO是形成mi RISC的主要参与者，也是侧器官发育[54]的影响因子，对 si RNA的积累与基因甲基化修饰 [55]和tasi RNA形成 [56]、乃至抗虫抗病[57-58]特性均有关联。AGOs是RNA诱导沉默复合物（RISC）的催化部分，除了切割靶mRNA的功能之外，AGO还可以抑制mRNA翻译并介导DNA甲基化 [42-45]。

植物中AGO抗病毒活性成员有所差异，其承担的功能也有所差异。拟南芥中具有抗病毒特性的AGO有AGO1、AGO2、AGO4、AGO5、AGO7、AGO10，水稻中具有抗病毒活性的AGO有AGO1、AGO18，而其他植物则不同。拟南芥中AGO1和AGO2是RNAi介导的抗RNA病毒的主要成分[46]。近期发现AGO1蛋白作用效率可能与P1蛋白有关[47]。AGO4介导转录基因沉默（TGS）可以提高对几种RNA和DNA病毒的抗病毒防御该途径与拟南芥中的RNA依赖性DNA甲基化（RdDM）途径一样[48-49]。但是最近的研究表明，脱落酸（ABA）诱导了提高对竹花叶病毒（BaMV）的抗病毒防御能力主要是通过AGO2和AGO3，而不是AGO1[42]。研究显示AGO4对车前草花叶病毒（Plantago asiatica mosaic virus，PlAMV）具有直接的抗病毒活性， 同时不同植物间AGO在抗病毒途径中存在着类似的抗病毒作用，矮牵牛（Petunia hybrida）、水稻（Oryza sativa）、黄瓜（Cucumis sativus）便广泛存在这一机制 [47，50]，而这一机制与白苗[51]在番茄被番茄黄化卷叶病毒（tomato yellow leaf curl virus，TYLCV）感染后发现AGO出现的表达上调所体现的试验结果所一致。

DCL、AGO、RDR蛋白共同构成植物抗病毒防线的一道防线，而这些RNAi相关蛋白成员共同对抗生物与非生物胁迫。据报道辣椒RNAi相关蛋白受多种植物激素影响，在多种应激反应下显著作用[59]。RNAi相关主要蛋白仅DCL、AGO、RDR蛋白的成员被大量报道，除此之外还有着多种蛋白家族和一些特殊成员可能对RNAi抗病毒途径产生影响，如EMS处理得到的OsDCL5[60]，会对植株造成多种负面影响，但其分子机制尚不明确。

2 RNAi相关蛋白的抗病毒机制

2.1 si RNA作用的RNAi

作为RNAi的重要途径之一，si RNA作用的RNAi也是植物RNAi抗病毒的主要机制。其过程为DCL识别因异源RNA分子形成的内源或外源性双链RNA（ds RNA），使其被剪切为3'端突出2 nt的羟基，而5端为磷酸基团的si RNA[61]，随后DCL酶辅助si RNA与AGO2等结合形成沉默复合体si RISC，并使si RNA裂为正义与反义两条链，其中反链会留在复合体内启动碱基互补配对方式同靶基因或靶病毒結合，沉默的靶基因会被释放，空置的复合体寻找未沉默靶基因或病毒进行沉默。如果被释放的正义si RNA未在释放后及时降解，RDR会将其重新转化形成ds RNA，新合成的ds RNA再次进入RNAi途径被DCL剪切加工成更多的‘次级si RNA和AGO装载形成反义si RNA加强沉默效率[62]。

2.2 mi RNA作用的RNAi

mi RNA作用的RNAi 作为RNAi的重要途径之一，更能提高RNAi抗病毒效率的重要机制。

其过程为核内编码的mi RNA经RNA聚合酶作用下形成pri-mi RNA，后经转运蛋白运输至细胞质去除poly（A）尾巴和帽子，形成与si RNA类似的成熟mi RNA*双链，但同si RNA不同的是其具茎环结构导致的部分配对，而非完全配对[63]。AGO1及其他在mi RNA*迅速形成一个mi RISC沉默复合体。并且复合体内的配对稳定性强的mi RNA正义链会降解，而反义链会被激活沉默靶基因[64]。

2.3 pi RNA作用的RNAi

pi RNA（PIWI-interacting RNA）作用的RNAi是动物生殖细胞特有的RNAi作用途径，作用途径无需Dicer蛋白作用即可完成[65]。

由于AGO家族的PIWI亚家族成员无法同AGO亚家族成员一样同si RNA及mi RNA结合形成沉默复合体，在发生PIWI亚家族成员的RNAi作用时，pi RNA前体将被PIWI亚家族成员所处理为长度为24～32 nt的成熟pi RNA分子，在经初级加工或次级加工途径后形成可剪切靶标RNA或促进异染色质形成等方式沉默靶标基因[66]。

3 RNAi相关蛋白的研究进展

参与RNAi的蛋白主要有DCL、RDR和AGO蛋白，随着虫传病毒危害的加重，RNAi相关基因在越来越多的植物中被鉴定与分析，并对其作用机制进行研究，如盐地碱蓬（Suaeda salsa）[67]、橡胶树（Hevea brasiliensis）[68]、高粱（Sorghum bicolor）[69] 、豆类[70]等;越来越多的研究发现RNAi不仅与病毒抗性有关，而且还是病原真菌的入侵“协助者”，如核盘菌（Sclerotinia sclerotiorum）利用RNAi抑制植物免疫 [71]。

其次植物的基因逆境表达情况也有较大的进展，黄瓜DCL基因在所有器官中表达均较低，在温度、ABA和盐胁迫下均呈现茎和花的高表达，干旱下主要为根或茎的高表达[72]，而这与高粱存在差异，高粱DCL基因在大部分组织呈现高表达，尤其是生殖器官[73]，而这与玉米AGO基因的表达类似[74]。

MIRYAM等[75]研究中发现，天竺葵线型病毒（PLPV，Pelargonium line pattern virus）导致烟草的无症状感染过程，虽然虽然产生了vs RNA的积累，但与DCL及RDR6无关;SUZUKI 等[76]将DCL2和DCL4敲除后导致超氧化物歧化酶1（SOD1）和超氧化物歧化酶2（SOD2）和铜对超氧化物歧化酶（ccs1）mi RNAs降低，最终导致全面坏死。另外APAMIDORI等[77]发现不同的DCL剪切加工的si RNA大小不同，因此DCL与si RNAs的大小分布有着密切联系。

另外RNAi独特的作用途径与作用机制在药物研发、病虫防治、基因编辑等方面具备应用价值。在药物研发方面，ZHANG等[78]研究表明农杆菌介导的RNAi系统有助于雷公藤（Tripterygium wilfordii）内萜类化合物的合成;在植物改良技术方面，FRISIO等[79]将RNAi技术用于育种开发。在基因编辑方面，LU等[80]发现抑制植物内源RNAi 会提高CRISPR / Cas9编辑系统效率。在病虫害控制方面，SHEN等[81]发现RNAi途径可有效阻断朱砂叶螨（Tetranychus cinnabarinus）的发育，TWORAK等[82]认为DCL基因与固氮细菌或病菌感染期间激活存在差异。

4 展望

近年来，随着研究方法和植物病毒病情的发展，更多的研究人员对RNAi途径的抗病毒特性进行利用，如李云洲[83]通过RNAi技术干扰病毒CP与Rep蛋白抗TYLCV，随后又进一步证实RNAi相关基因可以被SA和TYLCV侵染诱导表达[7]，暗示SA诱导的植物病毒抗性可能是通过诱导RNAi通路其作用的。其次，吴娇[72]通过RT-qPCR方法分别发现黄瓜AGO家族基因均受盐胁迫诱导表达。

然而，随着研究的不断深入，对植物胁迫因素的认识不断深入[84]，对生物逆境相关RNAi途径重要蛋白功能的认识越来越透彻，却仍有一些问题尚未解决：（1）目前关于对于RNAi重要蛋白的功能认识大多局限于拟南芥、烟草等模式作物，其他非模式植物较少进行基因敲除等机理的验证。而在不同生物体间存在遗传差异，不同植物间的RNAi重要蛋白作用是否产生特化值得进一步研究;（2）RNAi抗病毒途径中大多关注AGO1、DCL1、DCL2、RDR2、RDR6这一部分蛋白，对其他同家族蛋白关注则较少，运用多种手段发現其他同家族蛋白的抗病毒活性，以及RNAi途径中是否存在具替代功能的替代蛋白值得进一步探索;（3）RNAi抗病毒途径的研究大多基于普通的分子生物学手段，其在不同发生阶段的研究不够全面，运用系统生物学的方法，通过多组学和新技术对RNAi抗病毒途径下的基因-RNA-蛋白-代谢物的系统互作网络研究是一个值得关注的方面;（4）病毒危害导致的产量或品质的改变是农业生产的一大问题，RNAi是植物体对病毒的重要免疫途径，而如何科学地运用RNAi技术去指导实践和服务农林生产，需要研究人员深思。

参 考 文 献：

[1] 王然，周丹，罗静，等.猕猴桃病毒病研究进展[J].果树学报， 2017， 34（8）：1043-1050.

[2] 刘舟，彭秋平，向云亚，等.我国常见药用植物病毒病的危害与防控[J].植物保护， 2018， 44（1）：9-19，44.

[3] GUO H， GU L， LIU F，et al. Aphid-borne viral spread is enhanced by virus-induced accumulation of plant reactive oxygen species[J].Plant physiology， 2019， 179（1）：143-155.

[4] ZHAO L， YANG W， ZHANG Y，et al. Occurrence and molecular variability of kiwifruit viruses in Actinidia deliciosa 'Xuxiang' in the Shaanxi province of China[J].Plant disease， 2019， 103（6）：1309-1318.

[5] NIEHL A， HEINLEIN M. Perception of double-stranded RNA in plant antiviral immunity[J].Molecular plant pathology， 2019， 20（9）：1203-1210.

[6] MUHAMMAD T， ZHANG F， ZHANG Y，et al. RNA interference：a natural immune system of plants to counteract biotic stressors[J].Cell， 2019， 8（1）：38.

[7] 李云洲.外源水楊酸诱导RNAi与MAPK3级联信号抗番前黄化曲叶病毒研究[D].西安：西北农林科技大学，  2017：1-89.

[8] QIN L， MO N， MUHAMMAD T，et al. Genome-wide analysis of DCL， AGO， and RDR gene families in pepper（Capsicum Annuum L）[J].International journal of molecular sciences， 2018， 19（4）：1038.

[9] 岳路明，宋剑波，徐晓峰，等.拟南芥AGO基因家族分析及盐胁迫下的表达验证[J].深圳大学学报（理工版）， 2017， 34（04）：352-357.

[10] RODRIGUEZ-LEAL D， CASTILLO-COBIAN A， RODRIGUEZ-AREVALO I， et al. A primary sequence analysis of the Argonaute protein family in plants[J].Frontiers in plant science， 2016， 7：1347.

[11] 翟立红，孙伟，李知洪，等.植物Argonaute基因研究进展[J].生命科学，2018，30（11）：1210-1220.

[12] CATALANOTTO C， AZZALIN G， MACINO G， et al. Gene silencing in worms and fungi[J].Nature，2000，404 （6775）：245.

[13] MANABU Y.PRE-MICRO RNA processing activity in nuclear extracts from Arabidopsis suspension cells[J].Journal of plant research， 2017， 130（1）：75-82.

[14] 彭建斐，戴良英，何玉科.水稻微小RNA研究进展[J].湖南农业科学， 2010，（15）：4-6，10.

[15] 刘阳. MicroRNA162调控低夜温下番茄叶片气孔开闭的研究[D].沈阳：沈阳农业大学， 2018：31-35.

[16] SALVADOR I D， IRINA P S， DIEGO F G，et al. Moreno dsRNA-protein interactions studied by molecular dynamics techniques unravelling dsRNA recognition by DCL1[J].Archives of biochemistry and biophysics， 2016， 596：118-125.

[17] BOUCHE N， LAURESSERGUES D， GASCIOLLI V， et al. An antagonistic function for Arabidopsis DCL2 in development and a new function for DCL4 in generating viral si RNAs[J].The EMBO journal， 2006， 25（14）：3347-3356.

[18] ALBERTO C， JAMES C C. Antiviral roles of plant Argonautes[J].Current opinion in plant biology， 2015， 27：111-117.

[19] KAKIYAMA S， TABARA M， NISHIBORI Y， et al. Long DCL4-substrate ds RNAs efficiently induce RNA interference in plant cells[J].Scientific reports， 2019， 9（1）：6920.

[20] KONSTANTINA K， ELENI M，WANNES D， et al. Combined activity of DCL2 and DCL3 is crucial in the defense against potato spindle tuber viroid[J].PLOS pathogens， 2016， 12（10）：e1005936.

[21] PARENT J S，BOUTEILLER N， ELMAYAN T， et al. Respective contributions of Arabidopsis DCL 2 and DCL 4 to RNA silencing[J].The plant journal， 2015， 81（2）：223-232.

[22] HIDEKI T， TAKAYUKI O，MIRAI M， et al. DCL2 is highly expressed in the egg cell in both rice and Arabidopsis[J]. Plant signaling & behavior， 2011， 6（4）：604-606.

[23] QI Y J，DENLI A M， HANNON G J. Biochemical specialization within Arabidopsis RNA silencing pathways[J]. Molecular cell， 2005， 19（3）：421-428.

[24] 岳怡涵. OsDCL3b基因沉默對稻穗生长发育的影响[D].南昌：南昌大学， 2012：33-45.

[25] SCHMITZ R J， HONG L， FITZPATRICK K E，et al.1 and Dicer-like 3 redundantly act to promote flowering via repression of locus C in Arabidopsis thaliana[J].Genetics， 2007， 176（2）：1359-1362.

[26] KRAVCHIK M， DAMODHARAN S， STAV R， et al. Generation and characterization of a tomato DCL3-silencing mutant[J].Plant science，2014， 221：81-89.

[27] WANG Z， HARDCASTLE T J， PASTOR A C，et al. A novel DCL2-dependent mi RNA pathway in tomato affects susceptibility to RNA viruses[J].Genes & development， 2018， 32（17-18）：1155-1160.

[28] DUNOYER P， HIMBER C， VOINNET O. Dicer-like 4 is required for RNA interference and produces the 21-nucleotide small interfering RNA component of the plant cell-to-cell silencing signal[J].Nature genetics， 2005（37）：1356-1360.

[29] XIE Z， ALLEN E， WILKEN A， et al. Dicer-like 4 functions in trans-acting small interfering RNA biogenesis and vegetative phase change in Arabidopsis thaliana[J].Proceedings of the National Academy of sciences， 2005， 102（36）：12984-12989.

[30] QIN J， MA X， YI Z， et al. Intronic regions of plant genes potentially encode RDR （RNA-dependent RNA polymerase）-dependent small RNAs[J].Journal of experimental botany， 2015， 66（7）：1763-1768.

[31] 吴冰月， 沈良， 宋普文， 等. 大豆RNA依赖的RNA聚合酶基因GmRDR1的克隆与表达特性分析[J].大豆科学， 2015， 34（YH1）：19-25.

[32] 吴冰月， 宋普文， 陈华涛， 等. 2个大豆RNA依赖的RNA聚合酶基因GmRDR6a和GmRDR6b的克隆与分析[J].南京农业大学学报， 2014， 37（03）：27-34.

[33] DENG S， XU J， LIU J，et al. JMJ 24 binds to RDR 2 and is required for the basal level transcription of silenced loci in Arabidopsis[J].The plant journal， 2015， 83（5）：770-782.

[34] JIANG L， QIAN D， ZHENG H，et al. RNA-dependent RNA polymerase 6 of rice （Oryza sativa） plays role in host defense against negative-strand RNA virus， rice stripe virus[J].Virus research， 2012， 163（2）：512-519.

[35] SABBIONE A， DAURELIO L， VEGETTI A， et al. Genome-wide analysis of AGO， DCL and RDR gene families reveals RNA-directed DNA methylation is involved in fruit abscission in Citrus sinensis[J].BMC plant biology， 2019， 19（1）：401.

[36] AKLEIN-COSSON C， CHAMBRIER P， ROGOWSKY P M， et al. Regulation of a maize HD-ZIP IV transcription factor by a non-conventional RDR2-dependent small RNA[J].The plant journal， 2015， 81（5）：747-758.

[37] LI J， XIANG C， YANG J，et al. Interaction of HSP20 with a viral RdRp changes its sub-cellular localization and distribution pattern in plants[J]. Scientific reports， 2015， 5（1）：14016.

[38] ADKARPURUSHOTHAMA C R， PERREAULT J. Suppression of RNA-Dependent RNA Polymerase 6 favors the accumulation of potato spindle tuber viroid in Nicotiana benthamiana[J].Viruses， 2019， 11（4）：345.

[39] WASSENGGER M， KRCZAL G. Nomenclature and functions of RNA-directed RNA polymerases[J].Trends in plant science， 2006， 11（3）：142-151.

[40] JEREMY R H， THOMAS S R， MICHELLE M，et al. In vitro transcription activities of Pol IV， Pol V， and RDR2 reveal coupling of Pol IV and RDR2 for ds RNA synthesis in plant RNA silencing[J].Molecular cell，2012， 48（5）：811-818.

[41] KUMAR V， MISHRA S K， RAHMAN J，et al. Mungbean yellow mosaic Indian virus encoded AC2 protein suppresses RNA silencing by inhibiting Arabidopsis RDR6 and AGO1 activities[J].Virology，2015， 486：158-172.

[42] BORTOLAMIOL D， PAZHOUHANDEH M， MARROCCO K， et al. The polerovirus F Box protein P0 targets Argonaute1 to suppress RNA silencing[J].Current Biology， 2007， 17（18）：1615-1621.

[43] CSORBA T， RIRA L， GYORGY H， et al. Polerovirus protein P0 prevents the assembly of small RNA containing RISC complexes and leads to degradation of Argonaute1[J].The plant journal， 2010， 62（3）：463-472.

[44] FUSARO A F， CORREA R L， NAKASUGI K， et al. The enamovirus P0 protein is a silencing suppressor which inhibits local and systemic RNA silencing through AGO1 degradation[J].Virology， 2012， 426（2）：178-187.

[45] DERRIEN B， BAUMBERGER N， SCHEPETILNIKOV M， et al. Degradation of the antiviral component Argonaute1 by the autophagy pathway[J].Proceedings of the National Academy of Sciences， 2012， 109（39）：15942-15946.

[46] BAUMBERGER N， TSAI C H， LIE M， et al. The polerovirus silencing suppressor P0 targets Argonaute proteins for degradation[J]. Current biology， 2007， 17（18）：1609-1614.

[47] GINER A， LAKATOS L， GARCIA-CHAPA M， et al. Viral Protein Inhibits RISC Activity by Argonaute Binding through Conserved WG/GW Motifs[J]. PLoS pathogens， 2010， 6（7）：e1000996.

[48] AZEVEDO J， GARCIA D，PONTIER D， et al. Argonaute quenching and global changes in Dicer homeostasis caused by a pathogen-encoded GW repeat protein [J]. Genes & Development， 2010， 24（9）：904-915.

[49] ZHANG X， YUAN Y R， PEI Y，et al. Cucumber mosaic virus-encoded 2b suppressor inhibits Arabidopsis Argonaute1 cleavage activity to counter plant defense[J].Genes & development， 2006， 20（23）：3255-3268.

[50] 邱艳红， 王超楠， 张永江， 等. 植物小RNA在病毒致病过程中的作用研究进展[J].植物保护学报， 2019， 46（1）：17-24.

[51] BAI M， YANG G， CHEN W，et al. Genome-wide identification of Dicer-like， Argonaute and RNA-dependent RNA polymerase gene families and their expression analyses in response to viral infection and abiotic stresses in Solanum lycopersicum[J].Gene， 2012， 501（1）：52-62.

[52] HAMMOND S M， BERNSTEIN E， BEACH D，et al. An RNA-directed nuclease mediates post-transcriptional gene silencing in drosophila cells[J].Nature， 2000， 404（6775）：293-296.

[53] DALMADIA， GYULA P， BALINT J， et al. AGO-unbound cytosolic pool of mature mi RNAs in plant cells reveals a novel regulatory step at AGO1 loading[J].Nucleic acids research， 2019， 47（18）：9803-9817.

[54] ZILBERMAN D， CAO X， JACOBSEN S E. Argonaute4 control of locus-specific si RNA accumulation and DNA and histone methylation[J].Science， 2003， 299（5607）：716-719.

[55] YANG L， HUANG W， WANG H，et al. Characterizations of a hypomorphic Argonaute1 mutant reveal novel AGO1 functions in Arabidopsis lateral organ development[J].Plant molecular biology 2006， 61（1-2）：63-78.

[56] QU F， YE X， MORRIS T J. Arabidopsis DRB4， AGO1， AGO7， and RDR6 participate in a DCL4-initiated antiviral RNA silencing pathway negatively regulated by DCL1[J]. Proceedings of the national academy of sciences of the united states ofamerica， 2008， 105（38）：14732-14737.

[57] PRADHAN M， PANDEY P，GASE K， et al. Argonaute 8 （AGO8） mediates the elicitation of direct defenses against herbivory[J].Plant physiolgy， 2017， 175（2）：927-946.

[58] NIU D， ZHANG X， SONG X， et al. Deep sequencing uncovers rice long si RNAs and its involvement in immunity against Rhizoctonia solani[J].Phytopathology， 2018， 108（1）：60-69.

[59] QIN L， MO N， MUHAMMAD T， et al. Genome-wide analysis of DCL， AGO， and RDR gene families in pepper（Capsicum annuum L）[J].International journal of molecular sciences， 2018， 19（4）：1038.

[60] 湯莉. 水稻Dicer-like5突变体的基因定位[D].贵阳：贵州大学， 2015：44-48.

[61] 马丽， 张春庆. RNA干扰机制及应用研究进展[J].北方园艺， 2012（10）：191-193.

[62] 陈家文. RNA三级结构折叠以及RNA干扰相关的动力学[D].武汉：武汉大学， 2013：91-93.

[63] 宋家会， 蔡强， 莫蓓莘. 植物pri-mi RNA转录及加工过程中的重要因子[J].生命科学， 2017， 29（4）：406-413.

[64] 张渊源. RNA结合蛋白KSRP对miR-150生成的促进作用[D].开封：河南大学， 2016：23-39.

[65] YI M， CHEN F， LUO M， et al. Rapid evolution of piRNA pathway in the teleost fish：implication for an adaptation to transposon diversity[J]. Genome biology and evolution， 2014， 6（6）：1393-1407.

[66] WATANABE T， CUI X， YUAN Z， et al. MIWI 2 targets RNAs transcribed from pi RNA‐dependent regions to drive DNA methylation in mouse prespermatogonia[J].The EMBO Journal， 2018， 37（18）， e95329.

[67] 王闻， 范士亮， 李晋， 等. 盐地碱蓬AGO蛋白基因家族的分离及表达分析[J].海洋科学进展， 2019， 37（2）：306-314.

[68] 刘欢， 李慧萍， 宋文静， 等. 橡胶树AGO蛋白基因家族分析[J].分子植物育种， 2019， 17（1）：72-78.

[69] 林俊俊， 郭怀刚， 董洁静， 等. 高粱AGO蛋白家族基因鉴定及表达分析[J].核农学报， 2019， 33（7）：1291-1302.

[70] VALDES-LOPEZ O， FORMEY D， ISIDRA-ARELLANO M， et al. Argonaute proteins：why are they so important for the legume-rhizobia symbiosis[J].Frontiers in plant science， 2019， 10：1177.

[71] MARK D， MALICK M， MARIELLE B， et al. Small RNAs from the plant pathogenic fungus Sclerotinia sclerotiorum highlight host candidate genes associated with quantitative disease resistance[J].Molecular plant pathology， 2019， 20（9）：1279-1297.

[72] 吴娇. 黄瓜AGO， RDR， DCL基因的序列特征分析及表达研究[D].合肥：安徽农业大学， 2015：40-41.

[73] 張腾， 尹梦娇， 郭红媛， 等. 高粱基因组DCL家族的系统进化与表达分析[J].山西农业科学， 2019， 47（6）：950-956.

[74] 翟立红. 玉米冠根和雄穗中microRNA及Argonaute基因表达的研究[D].武汉：华中农业大学， 2013：71-80.

[75] MIRYAM P， MARTA B， JAVIER F， et al. Nicotiana benthamiana plants asymptomatically infected by Pelargonium line pattern virus show unusually high accumulation of viral small RNAs that is neither associated with DCL induction nor RDR6 activity[J]. Virology， 2017， 501：136-146.

[76] SUZUKI T， IKEDA S， KASAI A， et al. RNAi-mediated down-regulation of Dicer-Like 2 and 4 changes the response of 'moneymaker' tomato to potato spindle tuber viroid infection from tolerance to lethal systemic necrosis， accompanied by up-regulation of miR398， 398a-3p and production of excessive amount of reactive oxygen species[J]. Viruses， 2019， 11（4）：344.

[77] APAMIDORI T， MISATO O， MOTOKI K， et al. Size distribution of small interfering RNAs in various organs at different developmental stages is primarily determined by the dicing activity of Dicer-like proteins in plants[J]. Plant & cell physiology， 2018， 59（11）：2228-2238.

[78] ZHANG B， HUO Y， ZHANG J， et al. Agrobacterium rhizogenes-mediated RNAi of Tripterygium wilfordii and application for functional study of terpenoid biosynthesis pathway genes[J]. Industrial crops & products， 2019， 139：111509.

[79] FRISIO D G， VENTURA V. Exploring the patent landscape of RNAi-based Innovation for plant breeding[J]. Recent patents on biotechnology， 2019， 13（3）：207-216.

[80] TWORAK A， URBANOWICZ A， PODKOWINSKI J， et al. Six medicago truncatula Dicer-like protein genes are expressed in plant cells and upregulated in nodules[J]. Plant cell reports， 2016， 35（5）：1043-1052.

[81] WANG X， LU J， LAO K， et al. Increasing the efficiency of CRISPR/Cas9-based gene editing by suppressing RNAi in plants[J]. Science China （Life Sciences）， 2019， 62（7）：982-984.

[82] SHEN G M， CHEN W， LI C Z， et al. RNAi targeting ecdysone receptor blocks the larva to adult development of Tetranychus cinnabarinus[J]. Pesticide biochemistry and physiology， 2019， 159：85-90.

[83] 李云洲. 杨凌番茄黄化曲叶病毒分子鉴定及其CP和Rep基因干扰载体对番茄的遗传转化[D].西安：西北农林科技大学， 2013：46-50.

[84] 肖畅， 彭婷. 果树非生物逆境应答机制研究进展[J].中国南方果树， 2019， 48（1）：133-140，144.