钠依赖性葡萄糖转运蛋白的日粮调控
2018-03-18臧海军李成良
臧海军,邓 敦,2,李成良
(1.唐人神集团股份有限公司,湖南 株洲 412007;2.中国科学院亚热带农业生态研究所,长沙 410125;3.湖南农业大学动物科技学院,长沙 410128)
葡萄糖是真核生物主要的能量物质,是机体能量的重要来源,在机体代谢和分子稳衡机制中发挥中心作用。葡萄糖主要是通过肠道被动物吸收,但是真核生物的质膜是脂质双层结构,对亲水性的物质具有不通透性。近年来,通过对刷状缘及侧基底膜囊泡的深入研究,证实了葡萄糖的吸收主要是通过小肠刷状缘钠葡萄糖共转运载体SGLT跨膜转运完成的,而SGLT1是介导葡萄糖主动跨膜转运吸收的最早被确定和克隆的载体之一,日粮中碳水化合物、钠、镉等离子都能够调控SGLT1。
1 SGLT1的结构、分布和功能
1.1 SGLT1的结构
SGLT1蛋白的编码基因有484~718个氨基酸残基,其一级结构即氨基酸的序列具有种间差异性(鼠类和人分别有665和664个氨基酸残基)。该基因序列具有高度相似性,基因位于22号染色体长臂上(22q13.1),有15个外显子。
SGLT1的二级结构是由14个跨膜的α螺旋(MS1-MS14)组成。其N-端位于TMS1的细胞外,C-端位于TMS14的胞质边缘,靠近C末端有5个连续的跨膜α螺旋,是葡萄糖结合与转运的结构域。两个疏水区分别位于TMS4和TMS12跨膜区。SGLT1含有一定数量的PKA和PKC的磷酸化位点:在鼠和人上有5个PKC磷酸化位点,在兔上有4个,在兔和人上有一个PKA磷酸化位点,而在鼠上则没有[1]。
1.2 SGLT1的分布和功能
SGLT1主要分布于小肠和肾单位近端小管,在小肠吸收葡萄糖过程中发挥重要作用。作为与钠离子具有高亲和力(钠/葡萄糖=2)的低转运能力的钠-葡萄糖协同转运载体,在成熟的小肠上皮细胞的刷状缘膜表达,主要作用是从肠腔中吸收D-葡萄糖和D-半乳糖。肾的近球小管的上皮细胞的基顶膜也存在SGLT1,其功能是从肾小球滤液中重吸收D-葡萄糖。之后不断有研究者又分别在羊的瘤胃上皮细胞、泌乳牛的瘤胃和瓣胃、牛的乳腺中都发现了SGLT1的存在。Poppe等在脑皮层的神经细胞、小脑和海马都能够检测到SGLT1mRNA,但是在脑的毛细血管中没有检测到SGLT1mRNA[2]。SGLT1也在心脏和骨骼肌的毛细血管功能性表达,有助于骨骼肌和心肌毛细血管对葡糖糖的通透性,但是在小肠和下颌腺的毛细血管则没有发现SGLT1的表达[3]。
研究表明,肠道对葡萄糖的吸收主要是通过小肠刷状缘钠葡萄糖共转运载体SGLT1所介导的。SGLT1是一种具有高度亲和力的转运蛋白,在生物体内的主要生理功能是特异性地转运D-葡萄糖和D-半乳糖[3]。作为Na+依赖性转运体,SGLT1转运葡萄糖是与Na+协同,转运Na+和葡萄糖数量的比例为2∶1。位于上皮细胞基底膜的Na+-K+-ATP酶维持细胞内外的Na+浓度梯度,SGLT1顺着浓度梯度将Na+转运至细胞的同时将葡萄糖逆浓度差协同转运入上皮细胞,同时SGLT1的构象还原到原始状态,重新暴露其表面的结合位点,以便与葡萄糖再次结合。维持这个过程的能量源于Na+浓度差形成的跨膜位点,因此SGLT1的转运过程是耗能的。小肠上皮黏膜对单糖的吸收功能与SGLT1的表达呈正相关,细胞内的葡萄糖则由位于侧基底膜的载体GLUT2,经易化转运扩散进入组织间隙液。
2 日粮因素对SGLT1表达的调控
2.1 碳水化合物
研究表明,多种因素都对小肠SGLT1的生物活性和表达水平具有调节作用,而日粮中的碳水化合物水平是其中一个主要因素。对多数动物而言,小肠中的碳水化合物供给量增加时,都会增加相应的酶和增强转运蛋白的活性,也就是日粮碳水化合物来调控肠道SGLT1的活性和表达水平[4]。在大鼠和小鼠上的研究表明,长期地给予高水平的碳水化合物日粮能够导致肠道葡萄糖的转运速度的提高,日粮碳水化合物的变化所诱导的葡萄糖转运的变化伴随着SGLT1蛋白数量或特异性根皮苷结合位点的变化[5]。相对于饲喂低或无碳水化合物日粮的大鼠,饲喂高含量葡萄糖、半乳糖、甘油、果糖、α-甲基葡萄糖、3-O-甲基葡萄糖、木糖、甘露糖和蔗糖的小鼠的肠道SGLT1 mRNA丰度明显提高[6]。但是,日粮诱导的SGLT1 mRNA丰度的变化幅度比SGLT1蛋白丰度、特异性根皮苷结合位点和葡萄糖转运速率的变化幅度要小[7]。其在腺窝-绒毛轴上的分布不一致也表明了SGLT1 mRNA和葡萄糖的转运速率的不同,表明日粮碳水化合物对SGLT1的调节是翻译或翻译后调节的。在成年动物中,葡萄糖诱导的SGLT1表达可以用mRNA的水平来衡量。
然而,日粮碳水化合物也可能增加沿腺窝或腺窝-绒毛连接细胞的SGLT1的转录,这些细胞沿着绒毛方向翻译这些信息,SGLT1 mRNA的丰度在较上端绒毛细胞处降低。肠道灌注葡萄糖诱导肠细胞刷状缘SGLT1表达的增加仅发生在腺窝-绒毛连接以下部分,然后SGLT1沿着腺窝-绒毛轴向绒毛顶端移动。事实上,高碳水化合物日粮能够通过诱导转录速率的增加而增加鼠肠道总的SGLT1mRNA的丰度。但是,转录速率增加的位点和总的SGLT1 mRNA丰度增加的位点却不清楚。
某种类型的单糖或其代谢物能够在短时间内协同地增加鼠小肠内相应的消化酶和己糖转运载体的基因表达[7]。反刍动物上的研究认为来源于碳水化合物水解的葡萄糖不能调节SGLT1的转运活性。Shirazibeechey等研究表明,通过十二指肠瘘管连续4 d向牛肠道灌注D-葡萄糖或D-半乳糖能使肠道刷状缘膜中的SGLT1水平恢复到瘤胃没有发育成熟的水平;但是灌注D-甘露醇、D-山梨醇和淀粉并不能诱导SGLT1的表达,表明诱导SGLT1表达的糖不一定要求是SGLT1的底物或者是必须被肠细胞代谢[8]。因此,消化道中可能存在糖的接受系统来感应不同的糖并控制SGLT1的表达。
Dyer等认为肠腔内存在糖的敏感因子,其分布于肠上皮细胞膜的肠腔面且不同于SGLT1[9]。Vayro等用肠道STC-1细胞为适宜的体外模型来研究肠腔葡萄糖的影响,鉴定了SGLT1的启动子、启动子内的葡萄糖敏感元件和涉及SGLT1转录调节的糖诱导转录因子[10]。
2.2 钠的浓度
低盐日粮能通过降低小鸡肠道刷状缘葡萄糖转运载体的数量来降低葡萄糖的最大转运速度(Vmax)。日粮钠离子的调节也是一种短期调节,小鸡以饮水的方式获得150 mmol·L-1NaCl 4 h后肠道葡萄糖的转运显著增加,但葡萄糖的摄取率与采食高盐日粮相近。在蛋鸡上的实验发现鸡结肠中存在SGLT1,提高日粮钠离子浓度能够增加SGLT1的表达并增加钠/葡萄糖的协同转运,也提示SGLT1启动子存在某种元件直接或间接的感受日粮钠浓度的变化[10]。研究表明,饲喂低钠日粮显著降低肉鸡空肠、回肠和结肠刷状缘膜囊中的SGLT1的活性,这种下降持续2 d后达到平台期[11]。原因可能是低钠日粮降低精氨酸加压素分泌减少,或肠腔中钠离子的浓度降低使SGLT1的表达减少。
2.3 镉、铜、锌等离子
对于肾,慢性镉中毒可造成营养物质的吸收异常,表现为肾糖尿、多尿和氨基酸尿等综合征。Blumenthal等采用初级培养方式发现Cd2+能够降低肾皮质小管细胞的钠-葡萄糖协同转运活性且具有剂量依赖性,这就导致肾的营养物质重吸收障碍而表现为肾型糖尿[12]。这种抑制的特点是载体的Vmax降低,但与细胞通透性的改变、核苷磷酸盐水平和分子间电解质梯度的改变无关,即不改变细胞的单价阳离子浓度。但是,这些结果与镉离子影响细胞能量代谢和分子间钠离子梯度的紊乱不一致。在体内和体外研究中,镉作用于质膜导致葡萄糖转运的Vmax和总的根皮苷结合位点降低,但是并不影响与底物的亲和系数,提示Cd2+直接作用于SGLT1而导致了糖尿。Kim等研究表明,向正常动物的刷状缘囊添加Cd2+导致SGLT1与根皮苷(SGLT1的特异性抑制剂)的结合位点数减少[13]。当刷状缘的Cd2+的浓度达到3 800 pmol·mg-1时,根皮苷的结合下降80%,但是当Cd2+的浓度达到4倍时,根皮苷的结合仅下降14%。这些结果都表明Cd2+对肾的钠-底物协同转运系统的影响是间接的。
其他金属如锌离子和铜离子也都能抑制钠-葡萄糖协同转运载体的活性,只是锌和铜的抑制作用所需要的离子浓度要比镉离子高[12]。Blumenthal等进一步研究表明,Cd2+、Zn2+和Cu2+都能造成稳态水平的SGLT1 mRNA持久性降低,表现为抑制钠-葡萄糖的协同转运[14]。在Cd2+的浓度为7.5 μmol·L-1条件下,SGLT1 mRNA的相对浓度在12 h内下降约70%,而钠-葡萄糖载体活性下降70%则需要更长的时间(24~48 h),载体活性下降发生在SGLT1 mRNA下降之后表明SGLT1mRNA浓度的下降导致了载体合成和稳态浓度的降低。这一结果也与先前的研究结果相一致,即Cd2+影响载体的Vmax而不影响其与底物的亲和性,表现为SGLT1的分子数减少。细胞摄取Cd2+或Zn2+后使锌指蛋白(MTF1)与金属硫蛋白基因的上游启动子区域的特异性的DNA序列(金属反应元件或MREs)结合,MTF1和这些序列的结合控制金属硫蛋白mRNA的产生和蛋白质的合成。
3 小 结
综上所述,SGLT1受到日粮多种因素的影响且具有很大的差异性。但是,日粮调控钠依赖性葡萄糖转运蛋白(SGLT1)的机制还不完全清楚,各种日粮因素作用的相互关系亦不明朗。因此,深入研究SGLT1的表达与营养物质吸收的关系对于指导科学合理地配制动物日粮,从而提高葡萄糖在小肠中的吸收以充分发挥动物的生长潜力具有重要意义。
[1] Ferraris R P,Cao Q X,Prabhakaram S.Chronic but not acute energy restriction increases intestinal nutrient transport in mice[J].Journal of Nutrition,2001,131(3):779-86.
[2] Poppe R,Karbach U,Gambaryan S,et al.Expression of the Na+-d-Glucose Cotransporter SGLT1 in Neurons[J].Journal of Neuro⁃chemistry,1997,69(1):84-94.
[3] Elfeber K,Stümpel F,Gorboulev V,et al.Na+-d-glucose cotrans⁃porter in muscle capillaries increases glucose permeability[J].Biochemical&Biophysical Research Communications,2004,314(2):301-305.
[4] Gäbel G,Aschenbach J R.Influence of food deprivation on the transport of 3-O-methyl-alpha-D-glucose across the isolated ru⁃minal epithelium of sheep[J].Journal of Animal Science,2002,80(10):2 740-2 746.
[5] Dyer J,Hosie K B,Shirazibeechey S P.Nutrient regulation of hu⁃man intestinal sugar transporter(SGLT1) expression[J].Gut,1997,41(1):56-59.
[6] Kishi K,Tanaka T,Igawa M,et al.Sucrase-isomaltase and hexose transporter gene expressions are coordinately enhanced by dietary fructose in rat jejunum[J].Journal of Nutrition,1999,129(5):953-956.
[7] Lescalematys L,Dyer J,Scott D,et al.Regulation of the ovine intestinal Na+/glucose co-transporter(SGLT1)is dissociated from mRNAabundance[J].BiochemicalJournal,1993,291(2):435-440.
[8] Shirazibeechey S P,Wood I S,Dyer J,et al.Intestinal sugar trans⁃port in ruminants[J].Proceedings of the Society of Nutrition Physi⁃ology,1995,168(4):117-133.
[9] Dyer J,Vayro S,King T P,et al.Glucose sensing in the intestinal epithelium[J].European Journal of Biochemistry,2003,270(16):3 377-3 388.
[10] Vayro S,Wood I S,Dyer J,et al.Transcriptional regulation of the ovine intestinal Na+/glucose cotransporter SGLT1 gene.Role of HNF-1 in glucose activation of promoter function[J].Eur J Bio⁃chem,2001,268(20):5 460-5 470.
[11] Bindslev N,Hirayama B A,Wright E M.Na/D-glucose cotrans⁃port and SGLT1 expression in hen colon correlates with dietary Na+[J].Comparative Biochemistry&Physiology Part A Physiology,1997,118(2):219-227.
[12] Mc D L H,Cano M,Peral M J,et al.Hormonal regulation of chicken intestinal NHE and SGLT-1 activities[J].Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol,2001,280(3):655-660.
[13] Blumenthal S S,Ren L,Lewand D L,et al.Cadmium decreases SGLT1 messenger RNA in mouse kidney cells[J].Toxicology&Applied Pharmacology,1998,149(1):49-54.
[14] Kim K R,Park Y S.Phlorizin binding to renal outer cortical brush-border membranes of cadmium-injected rabbits[J].Toxicol⁃ogy&Applied Pharmacology,1995,133(2):244-248.
[15]Blumenthal S S,Lewand D L,Buday M A,et al.Cadmium inhibits glucose uptake in primary cultures of mouse cortical tubule cells[J].American Journal of Physiology,1990,258(6):1 625-1 633.