反流性食管炎相关功能蛋白表达研究进展

赛红梅，唐艳萍，李蕾

胃食管反流病（gastroesophageal reflux disease，GERD）是指胃、十二指肠内容物反流入食管，进而引起反酸、烧心、胸骨后不适，严重时可引起咳嗽等一系列临床症状的疾病。临床上根据内镜及病理检查结果将GERD分为非糜烂性反流病（non-erosive reflux disease，NERD）、糜 烂 性 食 管 炎（erosive esophagitis，EE）和 Barrett食管（Barrett esophagus，BE）3种类型。其中将内镜下食管黏膜有损伤、炎症等表现的GERD称为糜烂性食管炎，也被称为RE。随着现代诊疗技术的进步及社会环境的变化，RE的发病率呈上升趋势。究其病因，目前考虑与食管下括约肌松弛、胃及十二指肠内容物对食管黏膜的刺激以及食管黏膜屏障受损等因素有关［1］。近年来，多数学者从分子水平入手，结合RE致病的相关因素及机制，探讨不同的信号通路及蛋白在食管黏膜中的表达。其中包括诱导型一氧化氮合酶（inducible nitric oxide synthase，iNOS）、紧密连接蛋白（tight junction protein，TJ）、成束蛋白（fascin）、缺氧诱导因子-1α（hypoxia inducible factor-1α，HIF-1α）、增殖细胞核抗原（proliferating cell nuclear antigen，PCNA）、环氧合酶-2（cyclooxygenase-2，COX-2）、蛋白 酶 激 活 受 体-2（protease-activated receptor-2，PAR-2）、瞬时受体电位阳离子通道亚家族V成员1（transient receptor potential cation channel subfamily V member 1，TRPV1）和谷胱甘肽 S 转移酶（GSTs）等。这些功能蛋白在RE的发生及进展中处于不断变化的状态，因此对研究RE的发生机制有一定的帮助。本文将最新研究中上述蛋白的表达及意义作一综述。

1 RE相关蛋白

1.1 iNOS 一氧化氮合成酶（NOS）从L-精氨酸中产生，是一氧化氮（NO）的关键限速酶，在胃肠道内分布比较广泛，包括结构型一氧化氮合成酶（cNOS）和iNOS［2］。iNOS在静息细胞中不表达，但经过某些免疫刺激后可诱导产生［3］。cNOS被诱导可产生低浓度且持续时间较短的NO；而iNOS一旦被诱导，短时间内即可持续产生大量的NO［4］。

食管下括约肌在预防胃内容物反流入食管起着至关重要的作用。食管组织内iNOS的表达及分布决定了NO对食管下括约肌收缩及舒张功能的影响。生理量的NO具有保护食管黏膜、正常调节括约肌的作用，但当受到某些病毒产物、细胞因子的侵袭，甚至细胞内环境的改变时，即可诱导iNOS产生大量的NO［5-6］。大量NO促使细胞内鸟苷酸活化酶激活，胞内钙离子外流，食管下段平滑肌松弛，从而使食管下段静息压与胃内压差减小，胃内容物、胃酸反流至食管，刺激食管黏膜，造成RE发生的可能［7］。此外，大量的NO本身也可以作为一种炎性介质诱导食管黏膜发生炎症反应。

1.2 TJ 细胞间连接由紧密连接、黏附连接、缝隙连接和桥粒等组成。紧密连接是细胞连接结构中最重要的一种膜蛋白复合体，位于靠近顶端的细胞侧面，呈连续串珠状，连接相邻的细胞［8］。TJ由occludin蛋白、胞质紧密黏连蛋白（zonula occludens，ZOs）、claudin 蛋白、连 接 黏 附分子（junctional adhesion molecule，JAM）等结构蛋白和各类连接蛋白共同组成［9］。TJ是维持上皮机械屏障功能最重要的结构，而食管黏膜的防御功能主要由上皮屏障完成［9］，因此TJ在食管黏膜抵御胃酸、胃蛋白酶等强刺激中有一定的保护作用。但TJ在某些病理产物、缺氧环境及炎性因子的刺激下异常表达或者异常分布，导致细胞之间形成再分配、TJ复合物破坏，黏膜屏障开放，对反流物的防御功能下降［10］。已有研究表明，白细胞介素（IL）-6可以诱导Claudin-2的表达，增加TJ的通透性，同时IL-6也可诱导TJ其他蛋白改变平滑肌细胞的运动活性，导致细胞间隙增宽，黏膜屏障受损［10-11］。

当食管黏膜上皮屏障开放，防御功能受损时，即使生理性反流，也会对食管黏膜造成进一步损伤。此外，黏膜下的末梢神经分布广泛，上皮屏障的开放导致反流物刺激食管，即出现反酸、烧心、胸骨后疼痛等典型的GERD症状［10］。从TJ在食管黏膜的表达机制来看，其对NERD的发病更有研究价值。

1.3 成束蛋白（fascin） 细胞与细胞之间的相互作用依赖于细胞突起的结构，包括细胞附着、细胞外基质的迁移、细胞与细胞间的通讯等。细胞突起一般分为两大类：一类是形态学基础，即局部的指状结构；另一类是质膜的延伸。所有细胞突起的一个关键要求是需要一个刚性的细胞骨架来支持质膜的局部延伸。这种刚性骨架是一种以肌动蛋白为基础结构的蛋白重组，而Fascin蛋白则是骨架重组中突起结构（天线伪足）的重要组成部分［12-14］。这种重组后的结合蛋白通过增加细胞膜突起，改变细胞与细胞外基质的黏附等途径激活细胞运动功能［13］，在细胞迁移、侵袭、转移过程中起重要作用。

Fascin蛋白是在进化中相对保守的一种交联蛋白，位于细胞质张力纤维、微束及细胞膜皱襞中，主要控制肌动蛋白聚集、排列等［12］。Fascin蛋白主要参与肿瘤细胞的转移，在同时包括食管腺癌（esophageal cancer，EA）的各种肿瘤中呈现高表达［15］，但关于Fascin蛋白在炎症性疾病中表达意义的研究较少。史丽芳等［16］通过检测临床确诊的RE、BE 不伴有肠化（BE1）、BE 伴肠化（BE2）、BE 伴不典型增生（BE3）、EA患者及同期健康对照食管黏膜组织中和血清中Fascin的含量，发现从正常食管向食管癌发展的过程中，食管组织和血清中Fascin蛋白的含量呈现逐渐增高的趋势，提示Fascin蛋白可以成为GERD动态发展中的检测指标之一。但其逐渐增高的确切作用及机制尚不清楚，还需大量的动物实验和临床研究进一步证实。

1.4 HIF-1α HIF-1是一种异源二聚体，是由氧调节亚基HIF-1α和结构型的HIF-1β亚基组成。HIF-1α是细胞感应缺氧和炎症反应的中心蛋白，也是细胞最早感受缺氧刺激的因子之一［17-18］。HIF-1α在细胞浆内表达，在正常条件下，基于蛋白酶对HIF-1α蛋白的降解，HIF-1α的浓度呈低水平状态；当细胞内缺氧时，蛋白的降解因缺氧而被抑制，导致HIF-1α浓度增高。HIF-1α与HIF-1β结合后形成蛋白复合物HIF-1，从而发挥其生物学活性。活化的HIF-1与靶基因上的缺氧反应元件结合并启动转录［19-20］。而与HIF-1结合的靶基因中同时包括参与保护细胞和组织免受低氧水平损害的相关基因以及炎性基因，如COX-2、IL-6、iNOS等。因此，HIF-1α也被认为是炎症信号的核心因素［20］。

丁光荣等［21］通过临床研究发现，HIF-1α在反流性食管炎中的表达明显高于正常食管黏膜，而且在RE至EA的发展过程中始终存在，表达水平呈现逐渐增高趋势。结合HIF-1α的相关机制，考虑细胞缺氧始于RE阶段，并随着RE炎症的进展，细胞缺氧不断加重，HIF-1α在组织中的表达水平不断增高［22］。而HIF-1α高表达可激活各种炎性因子，进一步诱导食管括约肌收缩及舒张功能障碍、食管黏膜屏障开放等。

1.5 PCNA PCNA是一种由带有中心孔的闭合环形成的三聚体，其中包围着双链DNA。PCNA蛋白是真核生物中DNA复制的主要辅助因子，在DNA复制、修复、重组中起重要作用。在原核生物中，PCNA被认为是DNA聚合酶β亚基的同源基因，而在真核生物中被称为DNA复合酶δ和ε的滑动钳，其与DNA复合酶相互作用，完成冈崎片段的延伸，并组织各种成分用于DNA复制、染色质重塑、DNA损伤修复和细胞周期过程。PCNA的不同功能可能受其与结合蛋白相互作用的调节，大部分PCNA结合蛋白都会有一个保守的与PCNA相互作用的肽基序（PCNA interacting peptide，PIP），一般位于结合蛋白的C端或者N端。其结合过程为：PCNA蛋白中的域间连接环、中心环以及C-末端形成疏水槽，PIP基序形成一个310螺旋体，并进入疏水槽内，与疏水槽相结合而发挥相应作用。PCNA在细胞周期的表达水平变化与细胞增殖或转化有关。PCNA表达异常可作为许多增殖性疾病的标志［23-24］。

反流性食管炎的组织学表现即食管鳞状上皮细胞的增生，而PCNA的表达与增生程度有关。无论是大鼠实验［25］还是临床观察［26］，均显示 PCNA 蛋白在RE的进展中表达水平不断增高，因此PCNA指数可反映食管上皮细胞的增殖状态，以期能够监测食管黏膜的分化程度，对RE患者的辅助诊断及预后具有很高的价值。

1.6 COX-2 COX被分为两个异构型，即构成型的COX-1和诱导型的COX-2。COX-2是一种膜结合蛋白，是催化花生四烯酸生成前列腺素的限速酶［27］。花生四烯酸是COX-1和COX-2的共同底物，COX-1在不需要任何刺激因素的情况下可生成生理性的PGs，而COX-2需细胞因子和其他炎性介质的诱导，合成仅存在于炎性细胞、肿瘤细胞等中的前列腺素（prostaglandin，PG）［28-29］。COX-2 介导各种疾病发生的机制包括抑制细胞凋亡、诱导血管生成和破坏细胞黏附等［27］。

Taddei等［30］纳入了 33例胃食管反流病患者，通过内镜及病理检查对非糜烂性食管炎、反流性食管炎及Barrett食管患者进行分类，并获取食管活检，采用蛋白印迹分析法对不同类型组COX-2蛋白进行分级，结果显示在正常食管组织向RE甚至BE过渡的过程中，COX-2表达逐渐增加。同时有临床资料表明，COX-2的表达水平随着上皮化生-异型增生-腺癌序列的增加而增加，其在BE中表达的阳性率为75%，低度异型增生中为83%，而在高度异型增生及食管腺癌组织中100%表达［31］。虽然COX-2在癌细胞中呈阳性表达，但其不是诱导正常细胞转化为癌细胞的调控蛋白［32］。正常食管上皮细胞中COX-2呈阴性表达，只有当胃酸、胆汁酸等胃内容物反流入食管对其造成长期刺激时，才诱导食管组织COX-2表达，将花生四烯酸代谢成为各种前列腺素产物，参与食管产生炎症的过程，加重黏膜损伤。此外，Yang等［6］发现 COX-2还可以延缓胃排空，增加胃内压，促进胃内容物反流入食管。

1.7 PAR-2 蛋白酶激活受体（protease-activated receptors，PARs）是 G 蛋白偶联受体（G proteincoupled receptors，GPCRs）的家族成员。PARs 中PAR-1、PAR-3、PAR-4 主要由凝血酶激活，PAR-2则主要由胰蛋白酶和类胰蛋白酶激活。PARs有一个独特的激活机制，就是受体的胞外N-末端结构域的蛋白裂解［33-34］。胃肠道中的PARs主要由PAR-1和PAR-2参与，被认为是胃肠疾病发病机制的关键分子。PAR-2对胃肠功能调节主要有两点：外分泌的调节作用（腮腺唾液淀粉酶和黏液蛋白的分泌）和对平滑肌运动的调节作用。PAR-2对食管、胃及十二指肠平滑肌的运动都有调节作用。在食管环形平滑肌中，PAR-2受胰蛋白酶浓度的影响起到双向运动调节作用，而在胃及十二指肠中主要以单向收缩为主［34-35］。同时，酸暴露诱导肥大细胞释放的类胰蛋白酶、胃及十二指肠中的胰蛋白酶等激活PAR-2，活化的PAR-2介导血管内皮生长因子（VEGF）、IL-8、IL-6等因子表达上调，诱导炎症反应及内皮细胞增殖［36］。Kim 等［37］通过临床观察到，在非胃食管反流病-NERD-RE的患者中，食管黏膜PAR-2的含量逐渐增高。因此，PAR-2表达通路的上调在反流性食管炎患者和具有明显反流症状（反酸、烧心等）的NERD患者的病情进展中有重要的意义。

1.8 TRPV1 TRPV1是一种非选择性阳离子通道，主要参与伤害性刺激的检测和传导。在结构上，TRPV1是一个同源四聚体，对称地围绕于裸露的中心孔周围，其中每一个亚基由6个跨膜螺旋体组成，每个膜蛋白的C-末端和N-末端均在膜内［38-39］。TRPV1是辣椒素（capsaicin，CAPS）的作用靶点，因此也被称为辣椒素受体。TRPV1的电镜结构提供了CAPS和树脂毒素（resiniferatoxin，RTX）的大体特征，CAPS和RTX可以激活TRPV1通道，增强通道对阳离子的通透性，导致通道脱敏而产生镇痛作用［38］。但目前研究更多的是TRPV1的致痛及致炎作用，TRPV1是化学感受器，可以受各种香料衍生物质刺激，包括辣椒素、胡椒碱、姜辣素和烯丙基异硫氰酸酯等［39］。TRPV1也可以被炎症和疼痛介质广泛激活，如温度（＞43℃）、外部的pH、缓激肽、乙醇和花生四烯酸代谢物等［38］。

Kim等［37］同时对非胃食管反流病、NERD和RE患者食管远端黏膜TRPV1的含量进行了检测，结果显示RE组TRPV1含量明显高于对照组，推断炎症介质的参与造成了TRPV1在食管组织中表达上调。此外，Matsumoto等［40］对 TRPV1 神经纤维在 RE 模型小鼠食管组织内的分布以及变化做了研究，发现与假手术组小鼠相比，RE模型小鼠中TRPV1神经纤维的数量没有变化，但它们的免疫反应强度有所增加，而且外源性辣椒素对RE模型小鼠电刺激收缩的抑制作用较假手术组显著增强。提示食管组织内的TRPV1可能是外源性的，主要是脊髓和迷走神经传入神经内的TRPV1神经纤维投射于食管的黏膜下层和肌层所形成。同时，TRPV1神经纤维中含有降钙素基因相关肽、P物质、一氧化氮和乙酰胆碱。因此，酸反流介导TRPV1激活对食管有一定的松弛作用。

1.9 GSTs GSTs是一组超家族蛋白酶，表达于人体所有组织中，具有解毒、抗氧化、代谢调节等多种功能［41］。GSTs具备将谷胱甘肽（glutathione，GSH）与亲电子物质结合并促进亲电子物质降解清除的功能，同时也参与白三烯、前列腺素等炎性介质的内源性代谢［42］。目前关于GSTs的研究、参与肿瘤的细胞代谢及抗肿瘤药物的研发等相关方面已经相对成熟，但很少有研究报道GSTs在炎症性疾病中的表达。目前RE的确切机制尚不明确，但不除外免疫介导、氧化应激等，GSTs有保护细胞免受氧化应激的作用［43］。GSTs的功能多样，是否与RE的发生发展有关，还需进一步研究探讨。

2 小结

通过研究RE的机制，不同的蛋白表达的意义有所不同，iNOS过表达可引起食管括约肌松弛、TJ是上皮屏障的主要蛋白，而多数蛋白在从正常食管向反流性食管炎甚至食管癌病程进展中呈现逐渐增高的现象。多数学者认为在GERD中，NERD是RE的轻型，但临床中对酸敏感、24 h pH监测阴性的GERD患者诊断存在一定困难，可以考虑研究上述蛋白在GERD进展中含量的变化，为诊断酸敏感的GERD提供依据。同时这种含量变化对今后食管癌早期发现和靶向治疗有一定帮助。目前在RE的发生发展过程中与其相关的蛋白表达是研究热点，但RE食管黏膜中是否存在特异性蛋白，还需进一步探讨。

［1］Huerta-Iga F，Bielsa-Fernández MV，Remes-Troche JM，et al.Diagnosisand treatmentofgastroesophagealreflux disease：recommendations of the Asociación Mexicana de Gastroenterología［J］.Rev Gastroenterol Mex，2016，81（4）：208-222.doi：10.1016/j.rgmx.2016.04.003.

［2］Tejero J，Stuehr D.Tetrahydrobiopterin in nitric oxide synthase［J］.IUBMB Life，2013，65（4）：358-365.doi：10.1002/iub.1136.

［3］Iwakiri Y.Nitric oxide in liver fibrosis：The role of inducible nitric oxide synthase［J］.Clin Mol Hepatol，2015，21（4）：319-325.doi：10.3350/cmh.2015.21.4.319.

［4］Ulrich F，William CS.Nitric oxide synthases：regulation and function［J］.Eur Heart J，2012，33（7）：829–837.doi：10.1093/eurheartj/ehr304.

［5］McAdam E，Haboubi HN，Forrester G，et al.Inducible nitric oxide synthase（iNOS）and nitric oxide（NO）are important mediators of reflux-induced cell signalling in esophageal cells ［J］.Carcinogenesis，2012，33（11）：2035-2043.doi：10.1093/carcin/bgs241.

［6］Yang L，Francois F，Pei Z，et al.Molecular pathways：pathogenesis and clinical implications of microbiome alteration in esophagitis and Barrett esophagus［J］.Clin Cancer Res，2012，18（8）：2138-2144.doi：10.1158/1078-0432.CCR-11-0934.

［7］Thoonen R，Sips PY，Bloch KD，et al.Pathophysiology of hypertension in the absence of nitric oxide/cyclic GMP signaling［J］.Curr Hypertens Rep，2013，15（1）：47-58.doi：10.1007/s11906-012-0320-5.

［8］李炜，舒小莉，顾伟忠，等.幽门螺杆菌感染患儿胃黏膜紧密连接蛋白表达的变化及其意义［J］.中华儿科杂志，2015，53（7）：510-515.Li W，Shu XL，Gu WZ，et al.Tight junction protein expression of gastric mucosa and its significance in children with Helicobacter pylori infection［J］.Chinese Journal of Pediatrics，2015，53（7）：510-515.

［9］Runkle EA，Mu D.Tight junction proteins：from barrier to tumorigenesis［J］.Cancer Lett，2013，337（1）：41-48.doi：10.1016/j.canlet.2013.05.038.

［10］Tan JC，Cui WX，Heng D，et al.ERK1/2 participates in regulating the expression and distribution of tight junction proteins in the process of reflux esophagitis［J］.J Dig Dis，2014，15（8）：409-418.doi：10.1111/1751-2980.12163.

［11］Mönkemüller K，Wex T，Kuester D，et al.Role of tight junction proteins in gastroesophageal reflux disease［J］.BMC Gastroenterol，2012，12：128.doi：10.1186/1471-230X-12-128.

［12］Adams JC.Fascin protrusions in cell interactions［J］.Trends Cardiovasc Med，2004，14（6）：221-226.

［13］Adams JC.Roles of fascin in cell adhesion and motility［J］.Curr Opin Cell Biol，2004，16（5）：590-596.

［14］Esnakula AK，Ricks-Santi L，Kwagyan J，et al.Strong association of fascin expression with triple negative breast cancer and basallike phenotype in African-American women［J］.J Clin Pathol，2014，67（2）：153-160.doi：10.1136/jclinpath-2013-201698.

［15］Stewart CJ，Crook ML.Fascin expression in undifferentiated and dedifferentiated endometrial carcinoma［J］.Hum Pathol，2015，46（10）：1514-1520.doi：10.1016/j.humpath.2015.06.011.

［16］史丽芳，苏秉忠，李艳梅.成束蛋白在反流性食管炎、Barrett食管和食管腺癌中的表达及意义［J］.内蒙古医学杂志，2016，48（5）：516-519.Shi LF，Su BZ，Li YM.Expression of fascin in reflux esophagitis,barrett esophagus and esophageal adenocarcinoma and it’s clinical significance［J］.Inner Mongolia Med J，2016，48（5）：516-519.doi：10.16096/J.cnki.nmgyxzz.2016.48.05.002.

［17］Semenza GL.Hypoxia-inducible factor 1 and cardiovascular disease［J］.Annu Rev Physiol，2014，76：39-56.doi：10.1146/annurev-physiol-021113-170322.

［18］Ball MK，Waypa GB，Mungai PT，et al.Regulation of hypoxiainduced pulmonaryhypertensionbyvascularsmooth muscle hypoxia-inducible factor-1α［J］.Am J Respir Crit Care Med，2014，189（3）：314-324.doi：10.1164/rccm.201302-0302OC.

［19］Barsoum IB，Smallwood CA，Siemens DR，et al.A mechanism of hypoxia-mediated escape from adaptive immunity in cancer cells［J］.Cancer Res，2014，74（3）：665-674.doi：10.1158/0008-5472.CAN-13-0992.

［20］Pawlak EA，Geor RJ，Watts MR，et al.Regulation of hypoxiainducible factor-1α and related genes in equine digital lamellae and in cultured keratinocytes［J］.Equine Vet J，2014，46（2）：203-209.doi：10.1111/evj.12092.

［21］丁光荣，张俊文.缺氧诱导因子-1α、胰岛素样生长因子ⅡmRNA结合蛋白3、增殖细胞核抗原和P53蛋白在反流性食管炎、Barrett食管及食管腺癌组织中的表达［J］.中国生物制品学杂志，2015，28（8）：817-822.Ding GR，Zhang JW.Expressions of hypoxia inducible factor-1α，insulin-like growth factorⅡ mRNA-binding protein 3，proliferation cell nuclear antigen and P53 in ruflex esophagitis, Barrett esophagus and esophageal adenocarcinoma tissues［J］.Chin J Biologicals，2015，28（8）：817-822.doi：10.13200/j.cnki.cjb.001006.

［22］Pawlik MW，Kwiecien S，Pajdo R，et al.Esophagoprotective activity of angiotensin-（1-7） in experimental model of acute reflux esophagitis.Evidence for the role of nitric oxide，sensory nerves，hypoxia-inducible factor-1alpha and proinflammatory cytokines［J］.J Physiol Pharmacol，2014，65（6）：809-822.

［23］Park SY，Jeong MS，Han CW.Structural and functional insight into proliferating cell nuclear antigen［J］.J Microbiol Biotechnol，2016，26（4）：637-647.doi：10.4014/jmb.1509.09051.

［24］Evison BJ，Actis ML，Wu SZ，et al.A site-selective，irreversible inhibitor of the DNA replication auxiliary factor proliferating cell nuclear antigen（PCNA）［J］.Bioorg Med Chem，2014，22（22）：6333-6343.doi：10.1016/j.bmc.2014.09.058.

［25］Tong PZ，Zhang GJ，Zhang XH.Effects of sterigmatocystin on esophageal epithelium and experimental reflux esophagitis in rats［J］.Mol Med Rep，2013，8（4）：1043-1048.doi：10.3892/mmr.2013.1631.

［26］郭海，姜志茹，郑爱萍.反流性食管炎、Barrett食管和食管腺癌中PCNA、Ki-67、bcl-2的表达［J］.江西医药，2011，46（10）：890-891.Guo H，Jiang ZR，Zheng AP.The expression of PCNA,Ki-67 and bcl-2 in reflux esophagitis,Barrett esophagus and esophageal adenocarcinoma［J］.Jiangxi Medical Journal，2011，46（10）：890-891.doi：10.3969/j.issn.1006-2238.2011.10.007.

［27］Nguyen T，Tang Z，Younes M.Esophageal COX-2 expression is increased in Barrett's esophagus，obesity，and smoking［J］.Dig Dis Sci，2015，60（1）：65-73.doi：10.1007/s10620-014-3333-x.

［28］Agúndez JA， Blanca M， Cornejo-García JA， et al.Pharmacogenomics of cyclooxygenases［J］.Pharmacogenomics，2015，16（5）：501-522.doi：10.2217/pgs.15.6.

［29］Reinauer C，Censarek P，Kaber G，et al.Expression and translation of the COX-1b gene in human cells--no evidence of generation of COX-1b protein［J］.Biol Chem，2013，394（6）：753-760.doi：10.1515/hsz-2012-0309.

［30］Taddei A，Fabbroni V，Pini A，et al.Cyclooxygenase-2 and inflammation mediators have a crucial role in reflux-related esophageal histological changes and Barrett's esophagus［J］.Dig Dis Sci，2014，59（5）：949-957.doi：10.1007/s10620-013-2975-4.

［31］Morris CD，Armstrong GR，Bigley G，et al.Cyclooxygenase-2 expression in the Barrett’s metaplasia-dysplasia-adenocarcinoma sequence［J］.Am J Gastroenterol，2001，96：990–996.

［32］Huang JX，Chen WC，Lin M，et al.Clinicopathological significance of cyclooxygenase-2 and cell cycle-regulatory proteins expression in patients with esophageal squamous cell carcinoma［J］.Dis Esophagus，2012，25（2）：121-129.doi：10.1111/j.1442-2050.2011.01219.x.

［33］ChaoHH，ChenPY，HaoWR，etal.Lipopolysaccharide pretreatment increases protease-activated receptor-2 expression and monocyte chemoattractant protein-1 secretion in vascular endothelial cells［J］.J Biomed Sci，2017，24（1）：85.doi：10.1186/s12929-017-0393-1.

［34］Ha HS，Lee SE，Lee HS，et al.The signaling of protease-activated receptor-2 activating peptide-induced contraction in cat esophageal smooth muscle cells［J］.Arch Pharm Res，2017，40（12）：1443-1454.doi：10.1007/s12272-017-0975-1.

［35］Xiaopeng B，Tanaka Y，Ihara E，et al.Trypsin induces biphasic muscle contraction and relaxation via transient receptor potential vanilloid 1 and neurokinin receptors 1/2 in porcine esophageal body［J］.Eur J Pharmacol，2017，797：65-74.doi：10.1016/j.ejphar.2017.01.004.

［36］Ammendola M，Sacco R，Sammarco G，et al.Mast cells positive to tryptase，endothelial cells positive to protease-activated receptor-2，and microvascular density correlate among themselves in hepatocellular carcinoma patients who have undergone surgery［J］.OncoTargetsTher，2016，9：4465-4471.doi：10.2147/OTT.S105368.

［37］Kim JJ，Kim N，Choi YJ，et al.Increased TRPV1 and PAR2 mRNA expression levels are associated only with the esophageal reflux symptoms，but not with the extraesophageal reflux symptoms［J］.Medicine （Baltimore），2016，95（32）：e4387.doi：10.1097/MD.0000000000004387.

［38］Elokely K，Velisetty P，Delemotte L，et al.Understanding TRPV1 activation by ligands：Insights from the binding modes of capsaicin and resiniferatoxin［J］.Proc Natl Acad Sci U S A，2016，113（2）：E137-E145.doi：10.1073/pnas.1517288113.

［39］Choi YJ，Kim N，Kim J，et al.Upregulation of Vanilloid receptor-1 in functional dyspepsia with or without helicobacter pylori infection［J］.Medicine（Baltimore），2016，95（19）：e3410.doi：10.1097/MD.0000000000003410.

［40］Matsumoto K，Hosoya T，Ishikawa E，et al.Distribution of transient receptor potential cation channel subfamily V member 1-expressing nerve fibers in mouse esophagus［J］.Histochem Cell Biol，2014，142（6）：635-644.doi：10.1007/s00418-014-1246-6.

［41］Zarth AT，Murphy SE，Hecht SS.Benzene oxide is a substrate for glutathione S-transferases［J］.Chem Biol Interact，2015，242：390-395.doi：10.1016/j.cbi.2015.11.005.

［42］Chrysostomou C，Quandt EM，Marshall NM，et al.An alternate pathway of arsenate resistance in E.coli mediated by the glutathione S-transferase GstB［J］.ACS Chem Biol，2015，10（3）：875-882.doi：10.1021/cb500755j.

［43］Zendehdel N，Biramijamal F，Zendehdel N，et al.The role and frequency of glutathione s-transferase P1 polymorphism in Iranian patients affected with reflux esophagitis［J］.Dis Esophagus，2010，23（7）：603-607.doi：10.1111/j.1442-2050.2010.01063.x.