细胞外囊泡在慢性肝病中作用的研究进展*

王飞虾， 李蒙蒙， 王 玲， 贾 岩， 张 峰， 郑仕中

(南京中医药大学江苏省中药药效与安全性评价重点实验室， 江苏 南京 210023)

慢性肝病是危害人类健康的重大疾病，系指在各种病因的刺激下，肝脏的正常生理和生化功能发生长期损伤，进而出现的一系列临床症状，主要包括病毒性肝炎、酒精性脂肪肝、非酒精性脂肪肝、肝纤维化和肝癌等。慢性肝病的发病机理复杂，与肝脏中不同类型细胞间的信息与物质交流异常密切相关。近年来，生命科学研究领域的一项突破是发现细胞外囊泡(extracellular vesicles, EVs)作为细胞间相互作用的重要媒介，在多种生理与病理状态下发挥关键作用[1]。EVs是磷脂双分子层封闭形成的大小不同的微粒，可由所有类型的细胞合成、分泌并释放到细胞外环境中，因而，其广泛存在于机体主要的体液中[2]。以往认为EVs的主要功能是将过量或无用的细胞成分运输到细胞外[3]；但越来越多的证据表明，EVs携带有多种生物活性物质，如蛋白质、核酸和脂质等，可作为细胞间信息转导的载体，从而发挥广泛的生物学功能并参与某些疾病的病理进程[4]。近年来，EVs在慢性肝病发生与发展中的作用被不断揭示，本文对此作一综述，以期为慢性肝病病理机制与潜在干预靶标的研究提供新的思路。

1 EVs的分类与功能

EVs是一类由细胞分泌的具有双层脂质膜的微小囊泡，直径在30～2 000 nm范围内[5]。根据其直径大小及在细胞内生物合成过程的不同，EVs可分为3种类型，即外泌体、微泡和凋亡小体，外泌体是在核内体成熟和回收期间在核内体内形成的小的膜结合囊泡，直径一般为40～150 nm；经细胞质膜出芽形成的EVs称为微泡，其直径在50～1 000 nm；凋亡小体由凋亡细胞大规模的质膜泡化而形成，是细胞发生死亡时伴随的一种形式[6]。

1.1外泌体 外泌体起源于腔内囊泡(intraluminal vesicles, ILVs)，ILVs由细胞内胞内体膜的内陷形成，后者被称为多泡体(multivesicular bodys, MVBs)，最后经转运必需内体分选复合物(endosomal sorting complexes required for transport, ESCRT)依赖性机制或非ESCRT依赖性机制分泌进入细胞外环境[7]。该途径的第一步是ESCRT-0与早期核内体相结合，再向内出芽并选择性地包裹部分细胞浆成分，形成管腔内小体,然后经ESCRT-I和ESCRT-II的作用形成出芽小泡，并被ESCRT-III剪切形成晚期核内体(也称多泡体)。一些多泡体可与溶酶体结合进而发生降解；而另一些多泡体则可与细胞膜融合，通过胞吐作用释放到细胞外环境中，即形成外泌体[8]。根据外泌体分泌机制的不同，其在生化组成上也有所不同，例如，外泌体的生成需要神经酰胺和将其转化为神经酰胺70的中性鞘磷脂酶；外泌体在MVBs与细胞膜融合后被分泌出细胞的过程依赖于小GTP酶，例如RAB27A、RAB11和RAB31等[9]。外泌体由其来源细胞分泌进入细胞外环境后，可经旁分泌途径被作用于受体细胞，也可经血液循环作用于全身系统。目前已明确的是，外泌体被受体细胞吸收后，其内含有的活性蛋白质、mRNA、微小RNA(microRNA，miR)和脂质等成分可以调节受体细胞内的信号转导、基因的转录和翻译及关键酶促反应等过程进而影响受体细胞的表型和功能[10]，具体的调节机制由外泌体来源细胞和受体细胞的类型及其所处的生理与病理状态所决定。

1.2微泡 微泡通常是细胞在受到应激(如炎症反应、凋亡等)时，经细胞质膜的出芽方式产生，通过胞吐作用释放到细胞外环境中的一些膜性小囊泡[11]。这个过程依赖于钙离子、钙蛋白酶和细胞骨架的重组，应激状态下，细胞内钙离子浓度升高，转位酶等多种酶的活性被抑制，导致磷脂酰丝氨酸暴露于细胞膜外侧发生脂质聚集和偏位，而不能转运至细胞内膜，同时膜曲率蛋白介导的膜侧向再分布即膜的弯曲以及膜之间的吸引力使得细胞骨架发生重构，进而使质膜向细胞外突出形成“出芽”并脱落成微泡[12]。微泡内含物及其表面的膜结合蛋白、黏附分子和特异性抗原等是其发挥生物学效应的基础[13]。研究发现，微泡与受体细胞融合或直接释放内含物，可使受体细胞的基因表达或功能发生改变；微泡表面的抗原分子与受体细胞表面的抗体结合，可激活受体细胞并启动相应的信号转导通路，产生应答[14]。与外泌体类似，微泡也可以随血液循环迁徙至全身各处，从而调节远离起源细胞的组织细胞[15]。

2 EVs调控慢性肝病的分子机制

2.1非酒精性脂肪性肝病(non-alcoholic fatty liver disease，NAFLD) NAFLD与肥胖、糖尿病、血脂异常和高血压相关，是代谢综合征的肝脏表现形式。现有研究表明在肝脏病理情况下，肝源性循环EVs逐渐增加，并与NAFLD的病理进程相关。肝源性循环EVs的数量能够反映疾病进程，可以成为诊断NAFLD的生物标志物。例如，在胆碱缺乏及L-氨基酸饮食诱导的小鼠NAFLD模型中发现血清EVs含量显著增加。Povero等[16]通过对比NAFLD模型组小鼠与空白组小鼠的循环血液及肝脏中EVs水平，发现其具有显著差异，证明了NAFLD动物模型中肝脏是循环EVs的主要来源器官；同时发现NAFLD疾病下，2种microRNAs(miR-122和miR-192)明显富集在血液中；此外，在非酒精性脂肪性肝炎(non-alcoholic steatohepatitis，NASH)小鼠中发现微泡水平与肝细胞凋亡、纤维化和新生血管形成有关，其水平随肝脏损伤程度加重而升高。近期一些研究还发现，肝细胞释放的EVs参与了NAFLD的病理过程。过度饱和脂肪酸沉积后，小鼠肝细胞释放微泡，微泡数量与炎症反应严重程度相关；进一步研究发现，微泡表面的血管非炎症蛋白-1(vascular non-inflammatory molecure 1，vanin-1)介导微泡进入血管内皮细胞并将其激活，导致内皮细胞迁徙和病理性血管形成。vanin-1包含糖基磷脂酰肌醇，与细胞间黏附和迁徙有关，vanin-1介导微泡在血管内皮细胞的内化中发挥了“脂质筏”的作用[17]。此外，最近的研究还发现，在脂毒性诱导的NASH小鼠模型中，EVs释放增加；同时，棕榈酸酯和溶血磷脂酰胆碱(lysophosphatidylcholine，LPC)均能刺激小鼠、大鼠和人肝细胞释放EVs，证明了毒性脂质导致肝细胞大量分泌EVs是一种保守应答反应。脂毒性导致肝细胞损伤时，损伤的肝细胞释放EVs增加并显著激活肝脏的巨噬细胞[18]。深入的机制研究发现，棕榈酸酯诱导肝细胞释放的EVs中的肿瘤坏死因子相关的凋亡诱导配体(TNF-related apoptosis-inducing ligand, TRAIL)并不诱导巨噬细胞凋亡，而是引起巨噬细胞中受体相互作用蛋白激酶1和NF-κB依赖性方式的炎症反应。表明非典型TRAIL诱导的炎症以及NLRP3炎症小体的激活在NASH的发生和进展中是相关联的[19]。而另有研究表明，LPC诱导的肝细胞来源的EVs中含有CXC趋化因子配体10(CXC chemokine ligand 10，CXCL10)，其释放依赖于混合谱系激酶3(mixed lineage kinase 3, MLK3)的激活，敲除MLK3可以阻止小鼠NASH的发生与发展，这些作用与循环EVs的数目减少及其中所含CXCL10含量下降有关；该研究还揭示了EVs中含有的细胞色素P4502E1可作为肝细胞源EVs的特异性标志物[20]。此外，研究还发现内质网应激可以导致肝细胞释放微粒，进而影响NAFLD的进程。棕榈酸酯可引起肝细胞源EVs的大量释放，而研究表明棕榈酸可以激活肝细胞内质网应激，并且诱导肝细胞在内质网应激肌醇蛋白1α的介导下分泌富含C16∶0神经酰胺的EVs[21]。另一方面，在胆碱缺乏及L-氨基酸条件性饮食诱导的小鼠NASH模型中，循环EVs中含有肝脏特异性miR-122，而miR-122通常与Argonaute-2(AGO2)形成miR-122/AGO2复合体，发生特异性浓缩进而发挥其作为肝脏损伤标志物的作用。在疾病状态下，存在miR-122从AGO2转移到EVs中的现象；该研究也显示，在高脂饮食诱导的小鼠NASH模型中，循环EVs含量增加；NASH患者的肝脏中，肝细胞衍生的EVs中线粒体DNA(mitochondrial DNA，mtDNA)含量增加，而mtDNA引发炎症，从而激活免疫细胞受体Toll样受体9进而促进NASH患者的炎症[22]。这些研究结果均表明，肝脏来源EVs及其内含物能够反映NAFLD疾病进程或可作为NAFLD疾病进程中潜在的生物标志物。肝细胞参与内源性物质代谢和药物代谢，而参与这些过程的许多酶被包裹进EVs并分泌到血液中，肝损伤时EVs中包裹的分子物质受到改变进而又影响了NAFLD疾病进程，那么通过改变EVs中包裹的分子物质的种类和含量并参与肝细胞代谢继而达到对NAFLD发生发展的调控作用不失为一种新的治疗手段。

2.2酒精性脂肪性肝病 Momen-Heravi等[23]研究发现，酒精喂养小鼠后，循环EVs数量显著增加，这些EVs主要由外泌体组成；进一步通过对外泌体进行微阵列筛选，发现酒精慢性喂养的小鼠血清与对照组小鼠血清中的微泡相比，含有大量与炎症相关的microRNAs，包括miR-192、miR-122、miR-30a、miR-744、miR-30b和miR-130a。通过ROC曲线分析表明miR-192、miR-122和miR-30a具有较高的诊断价值，可以识别酒精诱导的肝损伤。近年来，许多研究者分析了乙醇诱导肝细胞或活化的巨噬细胞释放的EVs中携带蛋白质的差异性，如肝细胞衍生EVs中的CD40配体，可以促进体内和体外的酒精性脂肪肝实验模型中的巨噬细胞活化；同时，该研究还发现在人酒精性脂肪肝样本中，肝脏细胞衍生的EVs可作为酒精性脂肪肝的潜在生物标志物。目前多项研究已经表明，酒精性脂肪肝患者中的循环EVs增加，甚至在消耗过量乙醇的患者中也增加[24]。这些结果均表明，肝脏EVs内含物或可成为酒精性脂肪肝的潜在生物标志物，在酒精性脂肪肝病发病过程中，肝细胞与炎症细胞的信号交流及物质传递发挥着至关重要的作用，而现有研究揭示肝细胞EVs可调节肝脏中炎症细胞如单核巨噬细胞的活性进而调节肝脏的炎症反应达到影响酒精性脂肪肝病的进展，但仍需对EVs进一步研究并为揭示酒精性脂肪肝疾病发生、进展和发现新的治疗靶点提供新思路。

2.3病毒性肝炎 EVs参与病毒性肝炎的发病机理中的多个环节，包括病毒扩散、宿主免疫调节和微环境调控等[25]。体外研究发现，丙肝病毒可以通过肝细胞分泌的EVs传播，并且一定程度上可以防止被抗体中和。在对丙肝的研究中发现，肝脏非实质细胞如枯否细胞、肝窦内皮细胞以及淋巴细胞和循环淋巴细胞释放的EVs可以通过限制病毒复制来终止肝炎进展。例如，与病毒活动静息期患者或健康人体相比，丙肝病毒活化型患者体内T淋巴细胞能够分泌大量EVs进入血液循环[26]。肝炎病毒还可以利用外泌体的生物合成机制以促进病毒扩散，例如，甲肝病毒颗粒可以通过MVBs进行转运和释放。类似地，乙肝病毒的释放也需要产生MVBs的核内体细胞机制。因此，通过干扰MVBs机制可以阻止病毒颗粒成熟，这表明阻断EVs释放可以抑制病毒繁殖[27]。近年来，越来越多的证据表明EVs可以成为丙肝病毒逃避免疫清除的一种方式。研究发现慢性丙肝患者血清中分离的EVs含有丙肝病毒的RNA以及可以促进丙肝病毒复制的物质，如Argonaute-2、热休克蛋白(heat shock protein，HSP)90和miR-122等；而经miR-122的抑制剂或HSP90抑制剂处理后，可以显著抑制丙肝病毒经EVs传递至幼稚细胞(血液中各种还没发育成熟的细胞)。进一步的机制探究发现这可能是通过中断病毒摄入的机制，如通过中和早期核内体的pH，进而防止Huh7.5细胞感染丙型肝炎病毒[28]。此外，有研究表明，干扰素(interferon，INF)的抗病毒作用可能是通过微粒介导产生的，Li等[29]的研究表明，EVs可以被肝窦内皮细胞摄取，且EVs可以在体内和体外通过介导IFN-α诱导的抗病毒分子如2’-5’寡聚腺苷酸合成酶和蛋白激酶等从肝脏非实质细胞转移到乙肝病毒感染的肝细胞，继而抑制乙肝病毒复制，而这些EVs的抗病毒活性都需要IFN-α诱导的信号转导子以及转录活化因子1的参与。总之，现有研究虽然还不能断定EVs在肝炎病毒感染中的作用，但外泌体中携带有多种多样的抗病毒分子使得病毒很难进化出针对其中一种或多种的躲避机制，那么，通过EVs识别和传递特定的抗病毒分子或药物使其被肝炎病毒挟持，将其包裹的抗病毒药物或分子作用于肝脏并转移到已感染的肝细胞中，从而达到抗病毒的临床用途，很有可能是慢性乙肝和丙肝的潜在治疗策略[30]。

2.4肝纤维化 肝纤维化是各种慢性肝病发展至肝硬化所共有的病理过程，是影响慢性肝病预后的重要环节。现已公认肝星状细胞(hepatic stellate cells，HSCs)的活化是肝纤维化发生发展的核心环节[31]。目前对外泌体调控HSCs的研究非常有限。有研究发现，血小板衍生生长因子刺激的胆管细胞和HSCs可以释放含有Hedgehog配体的EVs。同样，从胆管结扎后的血浆或胆汁中分离的EVs也富集有Hedgehog配体。Hedgehog配体在肝窦内皮细胞中具有诱导活化标记物表达的生物活性[32]。有研究发现，HSCs可以产生含有结缔组织生长因子(connective tissue growth factor，CTGF)的外泌体，旁分泌作用于相邻HSCs，促进HSCs的活化与肝纤维化的发展[33]；HSCs可以通过外泌体将miR-214传输进相邻HSCs中抑制CTGF的表达[34]；HSCs还可以分泌包含有Twist1的外泌体作用于相邻HSCs，促进胞内miR-214的表达[35]；整合素和硫酸乙酰肝素蛋白多糖相互作用介导了HSCs外泌体与靶细胞之间的结合[36]。此外，Wang等[37]新近报道，内皮细胞产生含有SK1的外泌体，通过外泌体膜上的纤连蛋白与HSCs膜上的整合素受体相互作用，使得外泌体黏附于HSCs表面，并通过Dynamin依赖性机制被HSCs摄入胞内，进而促进HSCs活化。在肝纤维化进程中，肝星状细胞与其它肝脏非实质细胞如肝窦内皮细胞和枯否细胞之间的细胞交流对肝纤维化的发生发展也发挥着重要的调控作用，肝脏中多种细胞均可以分泌EVs或作为EVs的靶细胞，因此，肝脏中细胞可通过自分泌或旁分泌的方式分泌EVs实现细胞间的通讯进而发挥其生物学效应，未来可以通过适当的途径调控EVs而达到阻断肝纤维化进展的目的。

2.5肝细胞癌(hepatocelluler carcinoma，HCC) 外泌体可由大多数类型细胞分泌，包括肿瘤细胞。研究发现,相较于慢性乙型肝炎患者和肝硬化患者，肝细胞癌患者血清中外泌体含量升高；而且肝细胞癌患者血清外泌体中富集大量microRNAs，如在人类肿瘤包括HCC中突出表达的miR-21，以及外泌体可以显著提高肝细胞癌患者血清中microRNA检测的敏感性[38]。另有分析表明，HCC患者血清外泌体中miR-18a、miR-221、miR-222和miR-224表达量明显高于慢性丙型肝炎患者或肝硬化患者。这说明HCC患者血清外泌体中的microRNA可作为HCC的新型生物标志物[39]。此外，通过区分并比较HCC患者及肝移植后复发性HCC患者的血清外泌体中的特异性生物标志物，结果表明复发性HCC患者的血清外泌体中microRNA如miR-718明显降低，但miR-718显著抑制HCC细胞的增殖，并且可能是肿瘤抑制型microRNA。这些结果证明了复发性HCC患者的血清外泌体中的microRNA可以帮助阐明复发性肝细胞癌的分子机制[40]。众所周知，HCC的特征在于调节多种信号通路的失调行为，如局部扩散和倾向多灶肿瘤发展等[41]。进一步的机制探讨指出，转化生长因子β激活激酶-1可能通过调节外泌体中microRNA发挥其生物学作用，从而影响肝癌的发生及HHC细胞的命运[42]。Wei等[43]发现HCC细胞源外泌体的生物活性受液泡分选蛋白4(vacuolar sorting protein 4，Vps4A)的调控，而Vps4A在HCC组织中是下调的，Vps4A的下调与肿瘤的进展、转移和恶化的预后密切相关；同时，该研究还表明Vps4A可以抑制HCC细胞源外泌体的生物活性以及HCC细胞对外泌体的摄取，过表达Vps4A会影响HCC细胞对外泌体中致癌microRNA的分泌和抑癌microRNA的摄取。另一方面，HCC源EVs可以增强宿主细胞的抗肿瘤免疫应答；应激诱导的热休克蛋白是已知的“危险信号”，HCC源EVs中的HSP可以通过激活自然杀伤细胞以及增强肿瘤细胞的免疫原性，介导抗肿瘤免疫。此外，HepG2细胞在给予热休克应激蛋白或抗癌药物治疗下释放的带有HSP的EVs增多，并且可以刺激NK细胞的杀伤活性。此外，化疗剂处理HepG2细胞后分泌的EVs中的HSP可以诱导NK细胞的特异性应答并使肿瘤细胞具有优异的免疫原性，证实了调节EVs中HSP在HCC免疫治疗中的重要作用[44]。这些都表明外泌体在抗肿瘤中可以起到重要的调节作用，而因外泌体具有广泛的生物分布性和生物相容性，还可充当药物的有效运输载体，通过运输小分子药物、小干扰RNA或microRNA等达到抗肿瘤的作用，这也为抗肿瘤免疫治疗提供了潜在的可能性。

3 结论与展望

综上所述，肝脏疾病通常导致EVs释放增加，或将不同的内含物如蛋白质、脂质和核酸等分选进这些EVs中，而其中的一些变化可以推动发病进程。此外，EVs内的组分改变，可能反映了它背后疾病条件的变化。EVs存在于循环体液或血液中，虽然外泌体和微泡可以根据其大小来定义，但却无法用其大小来进行区分，那么如何根据外泌体和微泡中特异性生物标志物的表达进行区分循环EVs也变得尤为重要。此外，EVs携带有多种生物活性物质如蛋白质、核酸和脂质等进而发挥其生物学功能，因而如何进行EVs内的物质确定与分析还是一个丞待解决的问题。另一方面，在特定肝脏疾病下，EVs的来源具有多源性，可来自不同的肝脏细胞，均可以发挥其细胞间信息转导的生物学作用，因此，鉴定用于细胞间通讯的供体和受体细胞也需要进一步阐明。

[1] van Dommelen SM, Fish M, Barendrecht AD, et al. Interaction of extracellular vesicles with endothelial cells under physiological flow conditions[J]. Methods Mol Biol, 2017, 1545:205-213.

[3] Kalra H, Drummen GP, Mathivanan S. Focus on extracellular vesicles: introducing the next small big thing[J]. Int J Mol Sci, 2016, 17(2):170.

[4] van der Pol E, Böing AN, Harrison P, et al. Classification, functions, and clinical relevance of extracellular vesicles[J]. Pharmacol Rev, 2012, 64(3):676-705.

[5] Tkach M, Théry C. Communication by extracellular vesicles: where we are and where we need to go[J]. Cell, 2016, 164(6):1226-1232.

[6] Hirsova P, Ibrahim SH, Verma VK, et al. Extracellular vesicles in liver pathobiology: small particles with big impact[J]. Hepatology, 2016, 64(6)： 2219-2233.

[7] Masyuk AI, Masyuk TV, Larusso NF. Exosomes in the pathogenesis, diagnostics and therapeutics of liver diseases[J]. J Hepatol, 2013, 59(3):621-625.

[8] Dreyer F, Baur A. Biogenesis and functions of exosomes and extracellular vesicles[J]. Methods Mol Biol, 2016, 1448:201-216.

[9] Colombo M, Raposo G, Théry C. Biogenesis, secretion, and intercellular interactions of exosomes and other extracellular vesicles[J]. Annu Rev Cell Dev Biol, 2014, 30(1):255-289.

[10]Cai J, Han Y, Ren H, et al. Extracellular vesicle-mediated transfer of donor genomic DNA to recipient cells is a novel mechanism for genetic influence between cells[J]. J Mol Cell Biol, 2013, 5(4):227-238.

[11]Al-Nedawi K, Meehan B, Rak J. Microvesicles: messengers and mediators of tumor progression[J]. Cell Cycle, 2009, 8(13):2014-2018.

[12]Connor DE, Exner T, Ma DD, et al. The majority of circulating platelet-derived microparticles fail to bind annexin V, lack phospholipid-dependent procoagulant activity and demonstrate greater expression of glycoprotein Ib[J]. Thromb Haemost, 2010, 103(5):1044-1052.

[13]Julich H, Willms A, Lukacs-Kornek V, et al. Extracellular vesicle profiling and their use as potential disease specific biomarker[J]. Front Immunol, 2014, 5:413.

[14]Mause SF, Weber C. Microparticles protagonists of a novel communication network for intercellular information exchange[J]. Circ Res, 2010, 107(9):1047-1057.

[15]Muralidharanchari V, Clancy JW, Sedgwick A, et al. Microvesicles: mediators of extracellular communication du-ring cancer progression[J]. J Cell Sci, 2010, 123(Pt 10):1603-1611.

[16]Povero D, Eguchi A, Li H, et al. Circulating extracellular vesicles with specific proteome and liver microRNAs are potential biomarkers for liver injury in experimental fatty liver disease[J]. PLoS One, 2014, 9(12):e113651.

[17]Povero D, Eguchi A, Niesman IR, et al. Lipid-induced toxicity stimulates hepatocytes to release angiogenic microparticles that require Vanin-1 for uptake by endothelial cells[J]. Sci Signal, 2013, 6(296):ra88.

[18]Schattenberg JM, Lee MS. Extracellular vesicles as messengers between hepatocytes and macrophages in nonalcoholic steatohepatitis[J]. Gastroenterology, 2016, 150(4):815-818.

[19]Hirsova P, Ibrahim SH, Krishnan A, et al. Lipid-induced signaling causes release of inflammatory extracellular vesicles from hepatocytes[J]. Gastroenterology, 2016, 150(4):956-967.

[20]Ibrahim SH, Hirsova P, Tomita K, et al. Mixed lineage kinase 3 mediates release of C-X-C motif ligand 10-bearing chemotactic extracellular vesicles from lipotoxic hepatocytes[J]. Hepatology, 2015, 63(3):731-744.

[21]Kakazu E, Mauer AS, Yin M, et al. Hepatocytes release ceramide-enriched pro-inflammatory extracellular vesicles in an IRE1α-dependent manner[J]. J Lipid Res, 2016, 57(2)： 233-245.

[22]Pirola CJ, Fernández GT, Castao GO, et al. Circulating microRNA signature in non-alcoholic fatty liver disease: from serum non-coding RNAs to liver histology and disease pathogenesis[J]. Gut, 2015, 64(5):800-812.

[23]Momen-Heravi F, Saha B, Kodys K, et al. Increased number of circulating exosomes and their microRNA cargos are potential novel biomarkers in alcoholic hepatitis[J]. J Transl Med, 2015, 13(1):261.

[24]Verma VK, Li H, Wang R, et al. Alcohol stimulates macrophage activation through caspase dependent hepatocyte derived release of CD40L containing extracellular ve-sicles[J]. J Hepatol, 2016, 64(3):651-660.

[25]Thomas W, Gatson NN, Leonora B, et al. Extracellular vesicles and their convergence with viral pathways[J]. Adv Virol, 2012, 2012:767694.

[26]Kornek M, Popov Y, Libermann TA, et al. Human T cell microparticles circulate in blood of hepatitis patients and induce fibrolytic activation of hepatic stellate cells[J]. Hepatology, 2011, 53(1):230-242.

[27]Kornek M, Lynch M, Mehta SH, et al. Circulating microparticles as disease-specific biomarkers of severity of inflammation in patients with hepatitis C or nonalcoholic steatohepatitis[J]. Gastroenterology, 2012, 143(2):448-458.

[28]Bukong TN, Momen-Heravi F, Kodys K, et al. Exosomes from hepatitis C infected patients transmit HCV infection and contain replication competent viral RNA in complex with Ago2-miR122-HSP90[J]. PLoS Pathogens, 2014, 10(10):e1004424.

[29]Li J, Liu K, Liu Y, et al. Exosomes mediate the cell-to-cell transmission of IFN-α-induced antiviral activity[J]. Nat Immunol, 2013, 14(8):793-803.

[30]Nolte-’t Hoen E, Cremer T, Gallo RC, et al. Extracellular vesicles and viruses: are they close relatives?[J]. Proc Nat Acad Sci U S A, 2016, 113(33):9155-9161.

[31]Friedman SL. Mechanisms of hepatic fibrosis[J]. Gastroenterology, 2008:1665-1669.

[32]Witek RP, Yang L, Liu R, et al. Liver cell-derived microparticles activate hedgehog signaling and alter gene expression in hepatic endothelial cells[J]. Gastroenterology, 2009, 136(1):320-330.

[33]Charrier A, Chen R, Li C, et al. Exosomes mediate intercellular transfer of pro-fibrogenic connective tissue growth factor (CCN2) between hepatic stellate cells, the principal fibrotic cells in the liver[J]. Surgery, 2014, 156(3):548-555.

[34]Chen L, Charrier A, Zhou Y, et al. Epigenetic regulation of connective tissue growth factor by MicroRNA-214 deli-very in exosomes from mouse or human hepatic stellate cells[J]. Hepatology, 2014, 59(3):1118-1129.

[35]Chen L, Chen R, Kemper S, et al. Suppression of fibrogenic signaling in hepatic stellate cells by Twist1-dependent microRNA-214 expression: Role of exosomes in horizontal transfer of Twist1[J]. Am J Physiol Gastrointestinal Liver Physiol, 2015, 309(6):G491-G499.

[36]Chen L, Brigstock DR. Integrins and heparan sulfate proteoglycans on hepatic stellate cells (HSC) are novel receptors for HSC-derived exosomes[J]. FEBS Lett, 2016, 590(23):4263-4274.

[37]Wang R, Ding Q, Yaqoob U, et al. Exosome adherence and internalization by hepatic stellate cells triggers sphingosine 1-phosphate dependent migration[J]. J Biol Chem, 2015, 290(52):30684-30696.

[38]Wang H, Hou L, Li A, et al. Expression of serum exosomal microRNA-21 in human hepatocellular carcinoma[J]. Biomed Res Int, 2014, 2014:864894.

[39]Sohn W, Kim J, Kang SH, et al. Serum exosomal microRNAs as novel biomarkers for hepatocellular carcinoma[J]. Exp Mol Med, 2015, 47:e184.

[40]Sugimachi K, Matsumura T, Hirata H, et al. Identification of a bona fide microRNA biomarker in serum exosomes that predicts hepatocellular carcinoma recurrence after liver transplantation[J]. Br J Cancer, 2015, 112(3):532-538.

[41]Whittaker S, Marais R, Zhu AX. The role of signaling pathways in the development and treatment of hepatocellular carcinoma[J]. Oncogene, 2010, 29(36):4989-5005.

[42]Kogure T, Lin WL, Yan IK, et al. Intercellular nanovesicle-mediated microRNA transfer: a mechanism of environmental modulation of hepatocellular cancer cell growth[J]. Hepatology, 2011, 54(4):1237-1248.

[43]Wei JX, Lv LH, Wan YL, et al. Vps4A functions as a tumor suppressor by regulating the secretion and uptake of exosomal microRNAs in human hepatoma cells[J]. Hepatology, 2015, 61(4):1284-1294.

[44]Lv LH, Wan YL, Lin Y, et al. Anticancer drugs cause release of exosomes with heat shock proteins from human hepatocellular carcinoma cells that elicit effective natural killer cell antitumor responsesinvitro[J]. J Biol Chem, 2012, 287(19):15874-15885.