一种含姜黄食品对去卵巢模型鼠骨组织的影响

陆 宽,张 洁,刘文炜,霍 昕,刘建华,高玉琼,冯发进

(1.贵州省生物技术研究开发基地,贵州贵阳 550002; 2.贵州省科晖制药厂,贵州贵阳 550011; 3.贵州医科大学,贵州贵阳 550025; 4. 贵阳中医学院第一附属医院,贵州贵阳 550002; 5.贵州省中科院天然产物化学重点实验室,贵州贵阳 550002)



一种含姜黄食品对去卵巢模型鼠骨组织的影响

陆 宽1,2,张 洁3,刘文炜4,*,霍 昕1,刘建华5,高玉琼1,冯发进1

(1.贵州省生物技术研究开发基地,贵州贵阳 550002; 2.贵州省科晖制药厂,贵州贵阳 550011; 3.贵州医科大学,贵州贵阳 550025; 4. 贵阳中医学院第一附属医院,贵州贵阳 550002; 5.贵州省中科院天然产物化学重点实验室,贵州贵阳 550002)

目的:探讨一种含姜黄食品对去卵巢模型鼠骨组织变化的影响。方法:采用双侧去卵巢法制备去卵巢诱发骨质疏松大鼠模型,将动物分为假手术组、模型对照组、含姜黄受试物组和不含姜黄受试物组,连续喂养90 d,测定各组大鼠体重变化、血清中骨保护素(Osteoprotegerin,OPG)及核因子Κ-β受体活化因子配体(Receptor Activator for Nuclear Factor Κ-βLigand,RANKL)水平、大鼠股骨长度以及骨组织形态学检测。结果:喂养90 d后,姜黄组大鼠体重增长趋势与假手术组较为接近(p>0.05)。姜黄组大鼠血清OPG水平、股骨长度、骨小梁厚度以及成骨细胞数显著高于模型对照组(p<0.01),RANKL水平、骨小梁间隙以及破骨细胞数显著低于模型对照组(p<0.01)。姜黄组与不含姜黄组比较,大鼠血清中OPG、骨小梁厚度高于不含姜黄组(p<0.05),RANKL、骨小梁间隙低于不含姜黄组(p<0.05);姜黄组大鼠股骨长度及成骨细胞数显著高于不含姜黄组(p<0.01),破骨细胞数显著少于不含姜黄组(p<0.01)。结论:实验结果表明,此含姜黄食品对去卵巢模型鼠骨组织退变有一定的抑制作用。

姜黄,去卵巢模型鼠,骨质疏松,骨组织

骨质疏松症(Osteopomsis,OP)的发生与激素调控、免疫功能、钙吸收、生活习惯等密切相关,在年龄60岁以上人群和绝经后妇女中尤为常见[1]。绝经后骨质疏松症(Postmenopausal,PMOP)是最常见的原发性骨质疏松症,是由于绝经后女性卵巢功能衰退、雌激素水平下降、骨吸收大于骨形成的高转换代谢引发的一种全身性骨骼疾病[2-3]。目前,医学领域习惯采用激素替代疗法来减少更年期骨折的风险[4-6],但是激素替代疗法单用雌激素又往往会增加绝经后女性患子宫内膜癌、乳腺癌等癌症的风险[7-8]。因此,许多研究人员把注意力逐渐转移到副作用小,且具有明确疗效的保健食品领域。

姜黄,又称宝鼎香,姜科姜黄属多年生草本植物,是国家公布可用于保健食品的植物原料之一,在亚洲主要用来制作为香料、调味料或着色剂,具有使用普遍、安全性高的特点。姜黄的主要功能性成分为姜黄素,其抗菌[9-10]、抗氧化[11]、减肥降脂[12]、抗肿瘤[13-14]、预防老年痴呆[15-16]及保肝[17]等作用被人们所熟知。随着对姜黄研究的不断深入,国内外研究人员逐渐将注意力转移到姜黄及其复方制剂或食品在预防绝经后女性骨质疏松模型方面的研究[18-20]。本文在前期研究基础上,根据中医药理论拟定此含姜黄食品配方,以大鼠去卵巢诱导的绝经后骨质疏松症动物模型为研究对象,通过研究此食品配方对去卵巢大鼠骨保护素(Osteoprotegerin,OPG)、核因子Κ-β受体活化因子配体(Receptor Activator for Nuclear Factor Κ-βLigand,RANKL)水平、股骨长度及股骨形态计量学参数等指标的影响,为其应用于开发预防骨质疏松食品提供参考依据。

1 材料与方法

1.1 材料与仪器

姜黄、骨碎补、黄芪、葛根、山药、茯苓、薏苡仁 均符合中国药典(2010版)规定;大鼠OPG ELISA试剂盒、大鼠RANKL ELISA试剂盒 南京建成科技有限公司;水合氯醛(分析纯) 天津市科密欧化学试剂有限公司,批号:20130110;青霉素(80万单位) 哈药集团制药总厂,批号:A1310001;甲醛、酒精、二甲苯 国产分析纯;普通大鼠饲料 重庆腾鑫生物技术有限公司(因大豆中的大豆异黄酮具有雌激素样作用,避免对实验造成影响已用适当物质替换饲料中来源于大豆的成分);实验动物 SD雌性大鼠40只,SPF(Specific pathogen Free)级,体重200～250 g,由重庆腾鑫生物技术有限公司提供,动物合格证号:SCXK(渝)2012-0005。动物由专人饲养管理,分笼喂养,单只单笼,每2 d更换一次垫料,室温18～26 ℃,湿度40%～70%。

BL-150电子天平 德国Sartorius;0412-1台式离心机 上海医疗器械有限公司;GF-M3000酶标仪 山东高密彩虹分析仪器有限公司;RM2235型切片机 德国Leica;YT-6C型生物组织摊烤片机 湖北省孝感市亚光医用电子技术有限公司;BX51型光学显微镜 日本OLYMPUS。

1.2 实验方法

1.2.1 受试样品制备 取骨碎补3份、黄芪6份,用6倍重量水提3次,合并水提液,浓缩,得骨碎补、黄芪浸膏,备用。取姜黄1份、葛根3份、山药6份、茯苓3份、薏苡仁6份粉碎成粗粉,备用。将骨碎补、黄芪浸膏与姜黄、葛根、山药、茯苓、薏苡仁粗粉均匀混合,再与正常饲料混匀制备得到含姜黄受试物样品饲料。另外,按以上相同步骤制备不添加姜黄受试物样品饲料。

1.2.2 实验动物分组 40只SPF级大鼠(雌性,体重200～250 g),适应饲养1周后,随机分为假手术组、模型对照组、含姜黄受试物组(以下简称姜黄组)、不含姜黄受试物组(以下简称不含姜黄组),每组10只。姜黄组喂食含姜黄受试物样品饲料,不含姜黄组喂食不含姜黄受试物样品饲料,假手术组及模型对照组喂食普通饲料,正常饮水饮食,连续喂食90 d,记录各组每只动物进食量。

1.2.3 大鼠骨质疏松模型建立 以10%水合氯醛,按0.35 mL/100 g体重腹腔注射麻醉,经背部肋脊角切口摘除大鼠双侧卵巢[21]。术后经后肢肌肉注射青霉素预防感染,连续5 d。术后5 d进行阴道涂片,连续7 d,剔除造模失败不合格大鼠。假手术组动物进行同样手术步骤,但不摘除大鼠双侧卵巢。

1.2.4 分析测定

1.2.4.1 体重变化 手术前称量各组大鼠体质量,手术后每30 d称量各组大鼠体质量,取手术前、30、60、90 d后各组大鼠体重数据进行分析。

1.2.4.2 OPG、RANKL酶联反应检测 大鼠喂食90 d后眼球摘除法采血,室温血液自然凝固10～20 min,离心20 min左右(2000～3000 r/min),仔细收集上层血清。分别设空白孔(空白对照孔不加样品及酶标试剂,其余各步操作相同)、待测样品孔。分别在OPG、RANKL酶标包被板上待测样品孔中先加样品稀释液40 μL,然后将样品10 μL(样品最终稀释度为5倍)加于酶标板孔底部,尽量不触及孔壁,轻轻晃动混匀。用封板膜封板后置37 ℃温育30 min。小心揭掉封板膜,弃去液体,甩干,每孔加满洗涤液,静置30 s后弃去,如此重复5次,拍干。除空白孔外每孔加入酶标试剂50 μL。用封板膜封板后置37 ℃温育30 min。小心揭掉封板膜,弃去液体,甩干,每孔加满洗涤液,静置30 s后弃去,如此重复5次,拍干。每孔先加入显色剂A 50 μL,再加入显色剂B 50 μL,轻轻振荡混匀,37 ℃避光显色15 min。每孔加终止液50 μL,终止反应。以空白调零,450 nm波长依序测量各孔的吸光度,检测大鼠血清中OPG、RANKL水平。

1.2.4.3 股骨长度及骨形态计量学测定 喂养90 d后处死各组大鼠,取大鼠左右股骨,去除周围软组织,测量左右股骨长度。将股骨置于10%甲醛溶液中固定48 h后,置于中性混合脱钙液中脱钙。将脱钙完成后的股骨流水冲洗干净,取其下三分之一,沿矢状面纵行切开。将股骨放入自动脱水机中脱水、透明、浸蜡12 h。在包埋框中注入熔化的石蜡,将股骨纵切面朝下置于包埋框内,使蜡块迅速冷却。将凝固的石蜡块四周修理整齐,并编码标记。用切片机沿股骨矢状面切成5 μm薄片,置于温水中展开用普通载玻片捞出待做HE染色切片,放入温箱内烘干。将石蜡包埋切片脱蜡,用苏木素、伊红染色,脱水后烤箱烘干,树胶封片。检查大鼠股骨的骨小梁厚度、骨小梁间隙、成骨细胞数以及破骨细胞数等指标。

1.3 数据分析

2 结果与分析

2.1 对骨质疏松大鼠体重变化的影响

图1 实验期间各组大鼠体重的变化Fig.1 Body weight changes of rats during the experiment(±s,n=10)注:与模型对照组比较,a为p<0.05,A为p<0.01; 与假手术组比较,b为p<0.05,B为p<0.01;与姜黄组比较, c为p<0.05,C为p<0.01;图2～图5同。

由图1可知,去卵巢前各组大鼠体重均值基本一致,手术后各组大鼠体重迅速增长。喂养90 d后,与假手术组比较,模型对照组、姜黄组、不含姜黄组大鼠体重均有所增加,因为除假手术组外其余处理组去卵巢后,大鼠雌激素分泌减少,导致体重增加。资料显示,雌激素可提高血液中载脂蛋白A1的含量,降低血清总胆固醇(TC)浓度,使β-脂蛋白减少、胆固醇与磷脂比例下降等作用[22],因此,可通过补充雌激素或雌激素样作用的物质缓解因雌激素缺乏导致脂代谢紊乱而引起的体重增长。模型对照组大鼠体重增长最为明显(p<0.01),分别为假手术组、姜黄组及不含姜黄组的1.12倍、1.10倍及1.09倍,并且姜黄组与假手术组体重增长趋势较为接近(p>0.05),这是因为食品配方中含有葛根,具有一定的雌激素样活性作用[23-25],可显著降低去卵巢大鼠血清TC和肝脏中TG水平,且姜黄中的姜黄素能够降低大鼠血清中总胆固醇水平[26],从而抑制雌鼠体重过度增加。

2.2 对骨质疏松大鼠血清中OPG、RANKL水平测定结果

OPG是1997年由Simonet等发现[27]的一种分泌型糖蛋白,是RANKL的诱导受体,通过与RANKL的结合减少破骨细胞的产生。RANK 是由Anderson 等[28]发现的,与RANKL结合进而启动一系列信号转导途径[29]。RANK/RANKL信号通路参与破骨细胞的生成调节,成骨细胞表达RANKL,与破骨细胞前体细胞表面的RANK结合,促进破骨细胞的分化及活性,同时成骨细胞又可分泌OPG,与RANKL竞争性结合,从而阻止RANKL与破骨细胞上的RANK结合,抑制破骨细胞形成、分化、存活、活化并诱导破骨细胞凋亡,使骨量增加。因此,OPG、RANKL水平与破骨细胞的生成密切相关,并最终影响骨密度和骨强度。

由图2可知,姜黄组、不含姜黄组与假手术组对比,大鼠OPG水平分别降低了13.5 ng/L(p<0.01)、20.33 ng/L(p<0.01),RANKL水平分别升高了0.005 nmol/L(p<0.01)、0.016 nmol/L(p<0.01)。这是因为雌激素缺乏,导致大鼠内分泌失调,损害了细胞内抗氧化系统,从而导致细胞内发生氧化应激作用,促进RANKL分泌[30-31]。

图2 姜黄对大鼠血清中OPG及RANKL水平的影响Fig.2 Effect of turmeric on OPG and RANKL of rats(±s,n=10)

姜黄组、不含姜黄组与模型对照组对比,大鼠血清OPG水平分别升高了16.83 ng/L(p<0.01)、10.00 ng/L(p<0.01),RANKL水平分别降低了0.019 nmol/L(p<0.01)、0.0086 nmol/L(p<0.01)。姜黄组与不含姜黄组对比,大鼠血清OPG水平分别升高了6.83 ng/L(p<0.01),RANKL水平分别降低了0.011 nmol/L(p<0.01)。说明姜黄组与不含姜黄组食品配方对提高OPG表达及抑制RANKL水平表达有一定的积极作用,这是因为两组配方中的葛根中含有类雌激素物质,一定程度上发挥了雌激素样的活性作用[23-25],且配方中骨碎补中含有的黄酮类物质对OPG的增加及RANKL的减少均有一定的作用[32]。通过姜黄组与不含姜黄组比较可知,含姜黄的食品配方作用更好,此结果与李义等[33]研究得出的结论相一致。这是因为,炎性细胞因子白细胞介素(interleukin,IL)-1可以促进RANKL的表达[34],而姜黄中的姜黄素能够通过下调IL-1的方式抑制细胞内氧化应激作用的发生[35],从而促进OPG的表达,抑制RANKL的分泌。

2.3 实验大鼠股骨形态计量学参数结果

骨组织形态计量学是在骨代谢领域中的重要研究工具,是评价骨转换与骨结构的有效研究手段。骨小梁厚度、骨小梁间隙等静力学指标反映单位面积内骨小梁连接状况和骨小梁本身的结构特征,骨结构越优化,骨的抗骨折能力就越强。骨小梁厚度、骨小梁间距是反映骨结构的参数,成骨细胞数及破骨细胞数则反映骨形成和骨吸收的骨重建参数,并能解释骨结构参数的变化。几个指标之间密切相关,互相联系。

2.3.1 对大鼠股骨长度的影响 由图3可知,姜黄组、不含姜黄组及模型对照组较假手术组大鼠股骨平均长度分别低0.01、0.005、0.015 cm,其中,姜黄组与假手术组无明显差异(p>0.05),而另外两组与假手术组均存在显著性差异(p<0.01)。这是因为大鼠双侧摘除卵巢后,由于雌激素缺乏而导致破骨细胞功能亢进,骨更新速度加快[36-37]。姜黄组、不含姜黄组与模型对照组比较,大鼠股骨长度分别较模型对照组长0.13、0.10 cm,且姜黄组较不含姜黄组大鼠股骨平均长度长0.04 cm。说明姜黄组与不含姜黄组食品配方对大鼠股骨长度纵向生长有一定的促进作用,且姜黄组对模型鼠股骨纵向生长促进作用更为明显,是由于姜黄素能够降低血骨钙素浓度,对模型鼠体内破骨细胞介导的骨吸收有抑制所用[35],结果与Sophocleous等[38]得出结论一致。

图3 姜黄对大鼠股骨长度的影响Fig.3 Effect of turmeric on the femur

2.3.2 对大鼠股骨结构参数的影响 由图4可知,假手术组骨小梁厚度为(27.92±7.5) μm,骨小梁间隙为(11.30±4.71) μm。姜黄组、不含姜黄组及模型对照组与假手术组比较,骨小梁厚度分别降低了11.6%、27.3%、73.35%,其中姜黄组与假手术组骨小梁厚度无明显差异(p>0.05);骨小梁间隙分别增加了61.2%、101%、162%。这是因为骨的重塑是一种动态平衡过程,雌激素缺乏会导致骨吸收增加而骨形成减少,破坏了原有的动态平衡系统,从而导致骨小梁厚度变薄[39]以及骨小梁间距增加[40]。

图4 姜黄对大鼠股骨骨小梁厚度及间隙的影响Fig.4 Effect of turmeric on trabecular thickness and space of rats(±s,n=10)

姜黄组、不含姜黄组骨小梁厚度均高于模型对照组(p<0.01),分别为模型对照组的3.3倍和2.7倍,骨小梁间隙均低于模型对照组(p<0.01),分别为模型对照组的61.5%和76.7%;姜黄组与不含姜黄组比较,骨小梁厚度增加了4.38 μm(p<0.01)、骨小梁间隙减少了4.5 μm(p<0.05)。这是因为两组配方中均有雌激素样作用活性成分,能够对骨重塑平衡起到一定的促进作用。并且,姜黄素能够调控多种重要的靶分子,如:转录因子、激活蛋白-1、白细胞介素-1等[41]参与骨重塑的调控[42],进而达到稳定其平衡的作用。

2.3.3 对大鼠股骨静态参数的影响 如图5所示,姜黄组、不含姜黄组、模型对照组与假手术组比较,成骨细胞数分别降低了9.6%、26.5%、54.2%,破骨细胞数分别增高了40%、133%、253%,且均呈显著性差异(p<0.01)。这是因为雌激素缺乏会诱导破骨细胞的增殖、分化[43],从而导致成骨细胞的降低及破骨细胞的增加。

图5 姜黄对大鼠股骨成骨细胞数及破骨细胞数的影响Fig.5 Effect of turmeric on osteoblast and osteoclast in rats(±s,n=10)

姜黄组、不含姜黄组与模型对照组比较,成骨细胞数分别高97%、60.5%,破骨细胞数分别低60%、34%,均呈现显著性差异(p<0.01)。姜黄组的成骨细胞数比不含姜黄组的高23%(p<0.01),破骨细胞数低40%(p<0.01)。这是因为两组配方中的成分发挥了雌激素样活性作用,抑制了破骨细胞的分化、增值。并且,多个研究组研究发现,姜黄素能够通过不同路径以不同方式对破骨细胞进行作用,促进其成熟、凋亡[31,44-46]。

3 结论

本实验研究结果表明,该含姜黄食品配方对大鼠体重不正常增长、骨小梁厚度的降低、骨小梁间隙的变大、成骨细胞水平的降低以及破骨细胞水平的升高均有一定的抑制作用,对大鼠股骨长度的增长有一定的促进作用。说明此含姜黄的食品配方能够维持大鼠骨量、延缓骨结构的破坏,通过减少、抑制具有骨吸收作用破骨细胞的数量、活性和寿命来减少骨质流失率。并且,各组成骨细胞及破骨细胞分化情况与血清中OPG及RNAKL表达水平结果相一致,说明各项指标之间具有良好的相互关联性。本研究为此含姜黄食品配方开发成为预防绝经后女性骨质疏松保健食品提供了一定的理论及实验基础。

[1]Casciaro S,Conversano F,Pisani P,et al. New Perspectives in Echographic Diagnosis of Osteoporosis on Hip and Spine[J]. Clin Cases Miner Bone Metab,2015,12(2):142-150.

[2]Kanis J A,Melton L J,Christiansen C,et al. The Diagnosis of Osteoporosis[J]. Journal of Bone and Miner Research,1994,9(8):1137-1141.

[3]高凯,李云霞,陈世益. 骨质疏松症药物治疗研究进展[J]. 上海医药,2012,33(15):16-19.

[4]祁万霞,王俊梅. 激素替代疗法联合补肾通络法治疗绝经后妇女骨质疏松症临床观察[J]. 新中医,2015,47(12):142-144.

[5]李景龙,贾义军,邱功名. 结合雌激素片联合用药治疗绝经后骨质疏松症的临床观察[J]. 中国药房,2016,27(20):2849-2851.

[6]崔轶,李军,陆声,等. 激素诱导去势后绵羊骨质疏松动物模型的椎体微观结构观察及力学性能研究[J]. 中国骨质疏松杂志,2016,22(7):818-823.

[7]翟景海,王伟,王秀兰,等. 大豆异黄酮对更年期骨质疏松症的治疗[J]. 医学信息,2011,24(2):546-547.

[8]Martin L J,Minkin S,Boyd N F. Hormone therapy,Mammographic Density,and Breast Cancer Risk[J]. Maturitas,2009,64(1):20-26.

[9]Jiang Y,Leung A W,He Y H,et al. Photodynamic Action of LED-Activated Curcumin against Staphylococcus aureus Involving Intracellular ROS Increase and Membrane Damage[J]. International Journal of Photoenergy,2014,2014(6):11054-11066.

[10]袁鹏,陈莹,肖发,等. 姜黄素的生物活性及在食品中的应用[J]. 食品工业科技,2012,33(14):371-375.

[11]张婧菲,王恬. 姜黄素对谷胱甘肽代谢酶诱导及抗氧化机制研究进展[J]. 食品科学,2012,33(21):359-362.

[12]王令充,孙永,沈培亮. 姜黄素和壳聚糖配伍的减肥降脂效应研究[J]. 食品工业科技,2012,33(20):333-336.

[13]Zeng X B,Leung A W,Xia X S,et al. Effect of blue light radiation on curcumin induced cell death of breast cancer cells[J]. Laser Physics,2010,20(6):1500-1503.

[14]李小宏,余和平,谭勇,等. LED活化竹红菌素光动力治疗卵巢癌的实验研究[J]. 激光杂志,2011,32(1):64-65.

[15]Chandra V,Pandav R,Dodge H H,et al. Incidence of Alzheimer’s disease in a rural community in India:the Indo-US study[J]. Neurology,2001,57(6):985-989.

[16]赵小武,杜春明,陆荣柱,等. 姜黄素对化学物神经毒性的保护作用研究进展[J]. 食品科学,2009,30(21):428-431.

[17]王政,张静,惠伯棣,等. 姜黄素对小鼠肝损伤的影响[J].食品科学,2007,28(10):501-503.

[18]汪玉芳,王昌博,项磊,等. 姜黄葛根白芍片对去卵巢大鼠模型骨密度的影响研究[J].食品安全质量检测学报,2016,7(10):3929-3934.

[19]Hussan F,Ibraheem N G,Kamarudin T A,et al. Curcumin protects against ovariectomy-induced bone changes in rat model[J]. Evidence-based Complementary and Alternative Medicine,2012,2012:155-237.

[20]陈之光,薛今琦,付勤. 姜黄素对骨骼系统的影响[J]. 中华骨质疏松和骨矿盐疾病杂志,2016,9(3):323-329.

[21]中华人民共和国卫生部.保健食品检验与评价技术规范[M]. 北京:中华人民共和国卫生部,2003:111-118.

[22]王晓栋. 具有雌激素样作用中药对脂代谢影响[J]. 泸州医学院学报,2008,31(2):217-218.

[23]郑高利,张信岳,郑经伟,等. 葛根异黄酮降低雌性去势大鼠血胆固醇水平[J]. 中药材,2002,25(4):273-275.

[24]Wang J F,Guo Y X,Niu J Z,et al. Effects of radix puerariaeflavones on liver lipid metabolism in ovariectomized rats[J]. World J Gastroenterol,2004,10(13):1967-1970.

[25]邵兰兰,赵燕,杨有仙,等. 葛根异黄酮、淀粉的提取及葛产品开发研究进展[J]. 食品工业科技,2012,33(6):452-455.

[26]Folwarczna J,Zych M,Trzeciak Hi. Effects of curcumin on the skeletal system in rats[J]. Pharmacol Rep,2010,62:900-909.

[27]Simonet W S,Lacey D L,Dunstan C R,et al. Osteoprotegerin:A Novel Secreted Protein Involved in the Regulation of Bone Density[J]. Cell,1997,89(2):309-319.

[28]Anderson D M,Maraskovsky E,Billingsley W L,et al. A homologue of the TNF receptor and its ligand enhance T-cell growth and dendritic-cell function[J]. Nature,1997,390:175-179.

[29]Wright H L,Mccarthy H S,Middleton J,et al. RANK,RANKL and Osteoprotegerin in bone biology and disease[J]. Current Reviews in Musculoskeletal Medicine,2009,2(1):56-64.

[30]Moon H J,Ko W K,Han S W,et al. Antioxidants,like coenzyme Q10,selenite,and curcumin,inhibited osteoclast differentiation by suppressing reactive oxygen species generation[J]. Biochem Biophys Res Commun,2012,418:247-253.

[31]Kim WK,Ke K,Sul O J,et al. Curcumin protects against ovariectomy-induced bone loss and decreases osteoclastogenesis[J]. J Cell Biochem,2011,112:3159-3166.

[32]刘康,吴风晴,吴连国,等. 强骨胶囊对骨质疏松大鼠OPG/RANKL/RANK系统的影响[J]. 中华中医药杂志,2016(3):1071-1073.

[33]李义,张建中,宋英. 姜黄素对去卵巢骨质疏松模型鼠的机制研究[J]. 中成药,2013,35(7):1359-1362.

[34]Suda K,Udagawa N,Sato N,et al. Suppression of osteoprotegerin expression by prostaglandin E2is crucially involved in lipopolysaccharide-induced osteoclast formation[J]. J Immunol,2004,172:2504-2510.

[35]Ozaki K,Kawata Y,Amano S,et al. Stimulatory effect of curcumin on osteoclast apoptosis[J]. Biochem Pharmacol,2000,59:1577-1581.

[36]French D L,Muir J M,Webber C E. The ovariectomized,mature rat model of postmenopausal osteoporosis:an assessment of the bone sparing effects of curcumin[J]. Phytomedicine,2008,15:1069-1078.

[37]Hussan F,Ibraheem N G,Kamarudin T A,et al. Curcumin protects against ovariectomy-induced bone changes in rat model[J]. Evid Based Complement Alternat Med,2012,2012:174916.

[38]Sophocleous A,Idris A I. Rodent models of osteoporosis[J]. Bonekey Rep,2014(3):614.

[39]Seeman E. Osteoporosis Ⅱ:Pathogenesis of bone fragility in women and men[J]. Lancet,2002,359:1841-1850.

[40]Riggs B L,Khosla S,Melton L J. Sex steroidsand the construction and conservation of the adult skeleton[J]. Endocr Rev,2002,23(3):279-302.

[41]Gupta S C,Kismali G,Aggarwal B B. Curcumin,a component of turmeric:from farm to pharmacy[J]. Biofactors,2013,39:2-13.

[42]Peddada K V,Peddada K V,Shukla S K,et al. Role of curcumin in common musculoskeletal disorders:a review of current laboratory,translational,and clinical data[J]. Orthop Surg,2015(7):222-231.

[43]Parhami F. Possible role of oxidized lipids in osteoporosis:could hyperlipidemia be a risk factor?[J]. Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids,2003,68(6):373-378.

[44]Moon H J,Ko W K,Han S W,et al. Antioxidants,like coenzyme Q10,selenite,and curcumin,inhibited osteoclast differentiation by suppressing reactive oxygen species generation[J]. Biochem Biophys Res Commun,2012,418:247-253.

[45]Metzler I V,Krebbel H,Kuckelkorn U,et al. Curcumin diminishes human osteoclastogenesis by inhibition of the signal osome-associated I kappa B kinase[J]. J Cancer Res Clin Oncol,2009,135:173-179.

[46]Oh S,Kyung Tw,Choi Hs. Curcumin inhibits osteoclastogenesis by decreasing receptor activator of nuclear factor-kappa B ligand(RANKL)in bone marrow stromal cells[J]. Mol Cells,2008,26:486-489.

Effects of the food contained turmeric on bone tissue in ovariectomized rats

LU Kuan1,2,ZHANG Jie3,LIU Wen-wei4,*,HUO Xin1,LIU Jian-hua5,GAO Yu-qiong1,FENG Fa-jin1

(1.Guizhou Institute of Biotechnology Research and Development,Guiyang 550002,China; 2.Kehui Pharmaceutical Factory in Guizhou Province,Guiyang 550011,China; 3.Guizhou Medical University,Guiyang 550025,China; 4.Guizhou Province Hospital of Traditional Chinese Medicine,Guiyang 550002,China; 5.The Key Laboratory of Chemistry for Natural Products of Guizhou Province and Chinese Academy of Sciences,Guiyang 550002,China)

Objective:To explore the effects of the food contained turmeric on bone tissue in ovariectomized rats. Methods:The osteoporosis model was established by removing the ovaries of the rats. The animals were divided into sham group,model group,turmeric group,and excluding turmeric group,continuous feeding 90 d. Then,the weight,femur length,and bone parameters of each group were measured. Blood was gained from the eyeballs of rats. Osteoprotegerin(OPG)and receptor activator for nuclear factor Κ-βligand(RANKL)level were measured by ELISA method. Results:The rats weight of turmeric group increased relatively close to the control group(p>0.05). The turmeric group had significant increase(p<0.01)in the level of OPG,femur length,trabecular thickness,and the number of osteoblast,as well as significant decrease(p<0.01)in the level of RANKL,trabecular space,and the number of osteoclast compared to the model group. The turmeric group had significant increase in the level of OPG and trabecular thickness(bothp<0.05),femur length and the number of osteoblast(bothp<0.01),as well as significant decrease in the level of RANKL and trabecular space(bothp<0.05),the number of osteoclast(p<0.01)compared to the excluding turmeric group. Conclusion:The results indicated that the food contained turmeric had inhibitory effect on bone tissue degeneration in ovariectomized rats.

turmeric;ovariectomized rats;osteoporosis;bone tissue

2016-12-02

陆宽(1987-)，男，硕士，助理研究员，主要从事保健食品研发及中药研究,E-mail:wukong4608@163.com。

*通讯作者:刘文炜(1982-)，女，硕士，主管药师，主要从事中药制剂开发研究，E-mail:khliuwenwei@163.com。

贵州省社会发展攻关计划项目[黔科合SY字(2014)3013]；贵州省开发类科研院所技术开发研究专项资金项目[黔科合成字(2013)5028];贵州省科技人才建设项目[黔科合人才团队(2014)4011]。

TS201.4

A

1002-0306(2017)11-0334-06

10.13386/j.issn1002-0306.2017.11.056