植物蔗糖转运蛋白及其生理功能的研究进展

涂文睿 蔡昱萌 颜婧 卢江 张雅丽

（中国农业大学食品科学与营养工程学院，北京 100083）

植物蔗糖转运蛋白及其生理功能的研究进展

涂文睿 蔡昱萌 颜婧 卢江 张雅丽

（中国农业大学食品科学与营养工程学院，北京 100083）

高等植物通过光合作用产生蔗糖，并以蔗糖形式将同化碳源分配到植物各组织器官中，蔗糖的跨膜转运需要蔗糖转运蛋白的参与。目前，已有研究表明蔗糖转运蛋白广泛存在于高等植物体内，主要在种子、花器、叶肉细胞、韧皮部和根等器官中发挥作用，而通过亚细胞定位可以发现，蔗糖转运蛋白主要定位在细胞的液泡膜及细胞质膜上。综述了国内外对蔗糖转运蛋白的发现、结构、分类、生理功能、功能验证及定位等方面的研究内容，分析了研究蔗糖转运蛋白的意义及目前存在的一些问题，旨为更好地理解蔗糖转运蛋白在植物体内的作用机制做铺垫。

蔗糖转运蛋白；结构；分类；功能；定位

植物作为协调统一的有机体，其体内各组织和器官有着不同的分工。其中能将成熟叶片等合成有机物的器官称为“源”（source），而未成熟的叶片、茎尖、根和生殖器官等接受有机物的器官称为“库”（sink）。高等植物中，糖类物质在代谢反应、提供营养、维持渗透压及信号传递等多方面都不可或缺。蔗糖是源端固碳作用的主产物，也是韧皮部的长距离运输中的主要介质。蔗糖从“源”到“库”的长距离运输过程是由韧皮部完成的。韧皮部内伴胞（companion cell）和筛管分子（sieve element）是完成有机物输送的主要细胞结构。

蔗糖进入筛管分子是一个逆浓度梯度进行的过程［1］。而这种逆浓度梯度的运输主要有两种方式：一种称为共质体转运（symplasmic transport），源端叶肉细胞与筛管分子之间通过胞间连丝组成共质体，库端筛管分子又与库细胞经胞间连丝连接，从而蔗糖从源至库的转运可以不离开共质体空间，不穿越细胞质膜；另一种模式称为质外体转运（apoplasmic transport），同化作用产生蔗糖离开共质体空间，需借助膜上特异的载体完成细胞间的运输，从而完成源端到库端的运输。在此途径中，蔗糖的跨膜转运需要多种膜上特异的载体（蔗糖转运蛋白）介导和能量驱动。

大多数植物体内同时存在着共质体与质外体途径这两种不同的蔗糖转运途径，但是在不同植物、或同种植物的不同生长时期这两种途径所占的比重不同［2］。虽然胞间连丝存在于蔗糖运输途径的全过程，但蔗糖通过胞间连丝的运输，仅仅发生在根尖后区等有限的区域。用共质体荧光染料示踪方法证实，马铃薯在块茎形成期光合产物卸载途径会从质外体途径转变成共质体途径［3］。在番茄果实发育早期，光合产物的卸载以共质体途径为主，到了果实发育后期卸载方式则转变成质外体途径［4］。可见，在协调统一的植物体内，质外体途径在蔗糖运输过程中具有重要作用。因此，蔗糖转运蛋白在蔗糖分配到各库组织或器官以及其他小分子转运等多种生理过程中起着至关重要的作用［5］，因而对蔗糖转运蛋白的研究不仅具有理论意义，而且对于指导生产实践更具有现实意义。为此本文对蔗糖转运蛋白的发现、结构、分类、生理功能、功能验证及定位等方面进行了较为详尽的综述，旨为更好地理解蔗糖转运蛋白在植物体内的作用机制做铺垫。

1 蔗糖转运蛋白的发现

通常，将这类广泛存在于高等植物体内，依赖能量和质子传递的膜结合蛋白称为SUC（sucrose carrier，SUC）或SUT（sucrose transporter，SUT）。

有研究者发现，许多植物韧皮部汁液中的蔗糖浓度均远高于其周围细胞中的浓度，推测蔗糖可能借助质膜上的特异性载体，以主动运输的方式逆浓度梯度由质外体进入筛管-伴胞复合体中。1992年，Frommer等［6］为证实这一推论，使用了一种不能转运蔗糖且不具转化酶活性的酵母品系。该酵母不能在以蔗糖作为单一碳源的培养基上生长，若向这个酵母品系中引入转化酶或蔗糖合成酶，其在细胞内有蔗糖的情况下能水解蔗糖进行生长。由于这种酵母缺乏蔗糖转运蛋白而不能有效地从周围介质中吸收蔗糖，故仍不能正常生长，它是一个蔗糖转运蛋白亏缺的突变体。将从菠菜中获得的cDNA文库导入到该突变株中，成功地筛选分离出了能在以蔗糖为唯一碳源的选择性培养基上生长的菌株，并从中获得了一种高疏水的跨膜结构蛋白，从而首次证实了植物体内蔗糖转运蛋白的存在。

目前研究发现，大多数植物体内，都含有不止一种蔗糖转运蛋白基因。这是由于在植物不同的生长阶段和不同的环境条件下，都需要不同的蔗糖转运蛋白来协调不同组织中糖的转运。例如，通过酵母异源表达已在拟南芥中筛选并鉴定出了5个SUC基因。此外，也通过公共数据库比对鉴定出另外4个假定的SUC基因［7］。其中AtSUT2、AtSUT4基因与拟南芥表型密切相关。研究者将T-DNA插入AtSUC2 基因中发现，突变体植株形态矮小，且营养组织内有大量蔗糖和淀粉沉积。之后，将AtSUC2基因重新导入突变体植株发现，植株形态，营养组织内蔗糖与淀粉的转运均恢复正常［8］。之后有研究者用类似的方法发现T-DNA 插入突变体有植株矮化、叶片卷曲等特征［9］。

此外，在水稻中发现5种蔗糖转运蛋白基因［10］；在橡胶树中发现了6 种蔗糖转运蛋白基因［11］；在胡萝卜和芹菜中各发现3种蔗糖转运蛋白基因［12，13］。这些不断被发现的SUT基因，为后续对于蔗糖转运蛋白的分子结构研究、生理作用分析及蛋白调控等方面的研究提供了原始素材。

2 蔗糖转运蛋白的结构

蔗糖转运蛋白是一类典型的跨膜结合蛋白，也是相对分子量约为55 kD的高疏水性蛋白，属于易化扩散载体家族（major facilitator superfamily，MFS），该家族形成的跨膜结构域常含有12个α-螺旋结构，且蛋白中部的一段肽链在胞质内形成一个大的亲水胞质环（hydrophilic cytoplasmic loop），它将整个蛋白分为1-6跨膜区和7-12跨膜区两部分，且这种6-环结构在植物中高度保守［14，15］。车前草的蔗糖转运蛋白PmSUC2拓扑结构，如图1所示。

图1 车前草拓扑结构模型［16］

3 植物中蔗糖转运蛋白分类

植物蔗糖转运蛋白基因按照不同的分类标准可以进行不同的分类，在此主要列出两种使用广泛的分类标准：第一种是根据其对底物蔗糖的亲和性及转运能力，可将Km为0.3-2.0 mmol/L的蔗糖转运蛋白定为高亲和-低转运能力蛋白（high-affinity/lowcapacity，HALC）而将Km为6-11.7 mmol/L的定为低亲和高转运能力蛋白（low-affinity/high-capacity，LAHC）。目前研究发现的大多蔗糖转运蛋白均属于高亲和低转运能力蛋白，它们主要参与韧皮部的装载以及源端到库端长距离运输途径中泄漏蔗糖的回收。而数量较少的低亲和高转运能力蛋白，主要协助高浓度蔗糖的转运，使得在高浓度蔗糖条件下，仍然有大量蔗糖供应到库组织，保证库端的能量供给以维持其正常生理活动。此外，它还可决定库容大小、调控蔗糖的吸收效率［17］。

第二种是根据蔗糖所跨膜的类型及其运输方向将其分为3类［15，18］。将定位于细胞质膜的载体依据运输方向分为：（1）流入载体，占大多数，是负责将质膜外的蔗糖运输到细胞内，因期间伴随H+的同向转运，故也称其质子/蔗糖共转运载体；（2）流出载体，仅占小部分，如番茄的蔗糖转运蛋白LeSUT2［19］，是负责将胞内蔗糖输送到细胞外，因期间伴随H+的逆向转运，故其也属于逆向转运载体/易化转运载体。（3）液泡载体，即定位于液泡膜的载体，目前只发现几种。例如：拟南芥AtSUT4和大麦HvSUT2［20］，是负责蔗糖在胞内和液泡内的转运，属于质子/蔗糖逆向转运载体。

4 蔗糖转运蛋白的生理功能

4.1 与韧皮部相关的蔗糖转运蛋白

在韧皮部装载过程中，位于韧皮部细胞质膜上的蔗糖转运蛋白，主要负责筛管到伴胞长距离运输中，蔗糖的大量积累。蔗糖转运蛋白在一些植物中，有的被定位于筛管，而有的则定位于伴胞中［21，22］。茄科植物中，SUT1基因的反义表达证明了其在韧皮部装载和长距离运输中的重要作用［23，24］，马铃薯植株中StSUT1基因的抑制，导致马铃薯块茎（大小和数量）产量降低，并且由于输出受损导致成熟叶片中糖分的积累［23，24］。同样情况也在烟草中得到了验证，烟草植株经反义表达蔗糖转运蛋白后出现矮化现象，同时叶片中蔗糖大量积累［25］。在野生型植株中，长时间的暗培养使叶片中的淀粉发生降解，而后续会以蔗糖的形式运送到库器官中。然而，在反义表达的植株中，由于蔗糖的输出途径受损，使得淀粉仍留在叶片中。位于韧皮部的SUT1同源物，不仅能回收长距离运输中筛管处泄漏的蔗糖，而且有助于蔗糖从韧皮部向库组织转运［26］。此外，这些蔗糖转运蛋白的作用也不仅仅局限于韧皮部，研究发现，它们在叶肉细胞也有少量的表达，有助于叶肉细胞中蔗糖的回收［24，27］。

4.2 根中的蔗糖转运蛋白

根是具有代表性的异养型库器官，可将其划分为细胞分裂区、伸长区和成熟区。在根部的特定区域已检测到蔗糖转运蛋白，如在胡萝卜主根的贮藏薄壁细胞中检测到的DcSUT2，有助于蔗糖在薄壁细胞中的贮藏［12］。另外，拟南芥的AtSUT2在根尖中高表达，推测它们可能有助于蔗糖到韧皮部的回收，亦或是促进韧皮部蔗糖的输出［28］。

4.3 种子生长和发芽中的蔗糖转运蛋白

正在发育的胚胎，其共质体是独立于母体组织的，因此其糖分的摄入更是依赖于周边的质外体空间。糖分及其存储不仅对于胚胎发育至关重要，而且对于种子发芽来说更是必不可少。在蚕豆属植物中，VfSUT1在具有传递能力的表皮细胞中大量表达并将糖分储存在薄壁组织下方，表明该编码蛋白为化合物的合成和存储提供底物［29］。当然种子在胚乳发育过程中积累存储储备，并在发芽过程中，将包括糖在内的水解产物释放到质外体空间。在发芽蓖麻的种子中，RcSUT1就在毗邻胚乳的子叶表皮细胞和韧皮部中大量表达［30］，这表明表皮细胞最初从质外体积累蔗糖并转运到韧皮部区域，RcSUT1在韧皮部中的高表达就意味着蔗糖在被转运蛋白装载前就被释放到质外体。

4.4 花器中的蔗糖转运蛋白

花粉需要质外体为其成熟、发芽和生长过程提供碳源，研究表明 AtSUT1、NtSUT3分别在拟南芥和烟草的花粉管中表达［31，32］，其中，拟南芥AtSUT1突变体植株中，花粉的萌芽率降低且原花色苷的累积受阻［33］。但是，值得注意的是，AtSUT1基因的mRNA在花粉的发育过程中就检测到了，但其蛋白仅在花粉的萌发期就被检测到表达，表明在萌发期间，蔗糖转运蛋白的翻译可能受某些因子调控［31］。

4.5 植物与微生物相互作用中的蔗糖转运蛋白

一些蔗糖转运蛋白在植物与微生物相互作用中担任着重要角色。根瘤菌是与豆科植物共生，形成根瘤并固定空气中的氮气供植物营养的一类革兰氏染色阴性需氧杆菌。根瘤菌的生长、繁殖和固氮作用都属于耗能过程，而提供这些能量的主要来源就是植物体。研究发现百脉根（lotus japonicus）LjSUT4-GFP融合蛋白主要在液泡膜上表达，且LjSUT4在根和根瘤处均大量分布，这暗示了LjSUT4参与根瘤繁育时蔗糖的供给，具有将液泡内蔗糖转运到胞液的功能［34］。

4.6 糖传感中的蔗糖转运蛋白

糖可以作为影响基因表达和调节植物生长的信号物。这种感知能力与资源分配相关，通过调节植物库组织的代谢从而调节糖的浓度以适应库组织的需求。人们对于剖析与糖传感相关的信号处理及其反应途径有着浓厚兴趣，其中就有蔗糖转运蛋白相关的传感器［35］。在酵母中，蔗糖转运蛋白被认为是细胞膜上的感受器，不仅能感受胞外蔗糖浓度，而且可以通过信号通路调节转运蛋白的表达量。此外，已有证据表明，蔗糖转运蛋白的表达量也受到蔗糖的调控，如大米中的OsSUT1［36］、甜菜中的BvSUT1［5，37，38］。胞内蔗糖的转运是一个动态的过程，由于蔗糖与葡萄糖和果糖相互转化的灵活性，故难以单独阐明蔗糖特有的信号效应。但有研究表明，大麦叶片中的蔗糖对果糖聚合作用的关键酶6-SFT（sucrose fructaxr-6-fructosy l transferase）的活性和基因表达量具有调控作用［39］。

5 蔗糖转运蛋白的功能验证

研究者们通常先用卵母细胞或酵母的蔗糖吸收实验来验证蔗糖转运蛋白的糖转运功能，进而再用基因过表达或反义沉默的方法研究其在植物中的生理功能。

马铃薯、烟草和番茄中蔗糖转运蛋白的反义表达，均使得植株叶片碳水化合物发生大量积累，同时也造成了根的损伤。马铃薯品系中，SUT1基因的反义表达导致了叶片光合作用减弱，韧皮部装载受到损害。通过交互嫁接实验进一步研究该基因反义表达对源和库器官的影响发现，不仅导致叶的萎黄病，而且块茎产量显著降低［24，27，40］。烟草品系中，NtSUT1基因的反义表达不仅使萎黄病和黑斑病的患病率大大增加，而且表现为开花延迟甚至不开花［25，41］。在番茄品系中，SlSUT2基因的反义表达表现为植株的菌根侵染率大为增加［42］。此外，2006年，Hackel等［19］所获得的番茄SUT基因（LeSUT1和LeSUT2）的反义植株均不结果实。植物中蔗糖转运蛋白基因的沉默实验结果表明：该基因的沉默严重损害了植物的生长。蔗糖转运蛋白的基因沉默实验同时也清楚的阐明了，蔗糖转运蛋白对于植物（至少是在烟草、马铃薯、番茄等茄科植物）韧皮部中蔗糖的转运起着至关重要的作用。

研究者也通过将蔗糖转运蛋白过表达的方法来研究其功能。有研究者将大麦中HvSUT1基因在胚乳特异性大麦醇溶蛋白B1启动子（HO）的作用下过表达发现，不仅增加了谷物蛋白质的含量，而且还加强了小麦谷物的代谢［43］。在35S启动子作用下将菠菜的SoSUT1基因转到马铃薯植株中发现，叶片中蔗糖含量降低，同时块茎形状也发生了改变［44］，菌根化加剧［40］。马铃薯蔗糖转运蛋白StSUT1在豌豆子叶存储的薄壁组织细胞中过表达发现，子叶的蔗糖的吸收能力及子叶的增长率都有所增强［45］，但该实验仅仅是一个器官实验，而并非涉及整棵植株。

6 蔗糖转运蛋白的亚细胞定位

GFP 融合表达定位来研究蔗糖转运蛋白在细胞中的位置，其中GFP融合表达定位主要有以下几种方法。

烟草叶片瞬时表达：烟草材料生长周期短且易获取，转基因过程简单易操作，故常被用做实验材料进行外源功能基因的亚细胞定位。常采用农杆菌介导的烟草叶片瞬时转化法，将构建好的GFP融合载体转化到农杆菌内，采用注射法在烟草表皮细胞实现蛋白的亚细胞定位［46-48］。当叶肉细胞间隙充满农杆菌菌液，借助农杆菌的生物活力即可将T-DNA高效地导入植物细胞核内，达到外源基因瞬时表达并分析其在生物体内功能的目的［49］。有研究者构建了小麦TaSUT1基因的植物亚细胞定位载体，采用绿色荧光蛋白（GFP）标记亚细胞定位技术，通过根癌农杆菌EH105侵染烟草，显微镜观察发现TaSUT1基因表达的蛋白定位在细胞膜上［50］。烟草叶片较厚，观察荧光时层数较多。为减小干扰，也有研究者进行了方法改良，将绿竹BoSUT2基因置于35S启动子之下，构建了含GFP的融合表达载体，并转化烟草悬浮细胞，得出BoSUT2主要定位到细胞质膜上［51］。

原生质体定位瞬时表达：该方法广泛应用于蛋白定位、蛋白互作及启动子研究等方面。研究者将苹果的蔗糖转运蛋白MdSUT1 -GFP的融合基因导入拟南芥原生质体中，观察其在质膜上表达［52］。

洋葱表皮细胞瞬时表达：洋葱表皮细胞为洋葱提供一个抵抗病毒、真菌的保护层。基于其结构简单，透明度高的特点，常用于显微观察、质壁分离等研究。由于洋葱果体（鳞茎）属于库器官，不进行光合作用。因此表皮细胞不含叶绿体，而是由细胞壁、细胞膜、细胞质、细胞核及大液泡组成，其中液泡十分明显，位于细胞的正中心，被胞质所包围。常用农杆菌介导法、基因枪轰击法实现外源基因在洋葱表皮的瞬时表达。利用AtSUC9-GFP融合蛋白在洋葱表皮细胞瞬时表达，观察出该蛋白在细胞质膜表达［53］。融合蛋白HvSUT2-GFP、AtSUT4-GFP、AtSUC1-GFP通过在洋葱表皮细胞和拟南芥叶表皮细胞中瞬时表达，共同确定得出：HvSUT2、AtSUT4蛋白在液泡中表达，而AtSUC1则在质膜上表达［20］。

7 展望

蔗糖转运蛋白作为一类典型的跨膜结合蛋白，在蔗糖分配到各库组织或器官以及其他小分子转运等多种生理过程中起着至关重要的作用。尽管目前在亚细胞定位、结构、功能验证方面研究较为全面，但是仍有许多领域的研究存在空白，在如下几个方面仍需深入研究：（1）一些高等植物中的组织定位，目前对其报道较少。（2）蔗糖转运蛋白与其互作的因子的研究。（3）植物中蔗糖转运蛋白间的相互作用关系。（4）蔗糖转运蛋白与激素调节的关系。

［1］Reinders A, Schulze W, Kühn C, et al. Protein-protein interactions between sucrose transporters of different affinities colocalized in the same enucleate sieve element［J］. Plant Cell, 2002, 14（7）：1567-1577.

［2］Truernit E. Plant physiology：the importance of sucrose transporters［J］. Curr Biol, 2001, 11（5）：169-171.

［3］Viola R, Roberts AG, Haupt S, et al. Tuberization in potato involves a switch from apoplastic to symplastic phloem unloading［J］. Plant Cell, 2001, 13（2）：385-398.

［4］Patrick JW. Phloem unloading：sieve element unloading and postsieve element transport［J］. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol, 1997, 48（1）：191-222.

［5］Vaughn MW, Harrington GN, Bush DR. Sucrose-mediated transcriptional regulation of sucrose symporter activity in the phloem［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 2002, 99（16）：10876-10880.

［6］ Riesmeier JW, Willmitzer L, Frommer WB.Isolation and characterization of a sucrose carrier cDNA from spinach by functional expression in yeast［J］. EMBO J, 1992, 11（13）：4705-4713.

［7］The Arabidopsis Genome Initiative. analysis of the genome sequence of the flowering plant Arabidopsis thaliana［J］. Nature, 2000, 408（6814）：796-815.

［8］ Srivastava AC, Ganesan S, Ismail IO, et al. Functional characterization of the Arabidopsis AtSUC2 sucrose/H1 symporter by tissuespecific complementation reveals an essential role in phloem loading but not in long distance transport［J］. Plant Physiol, 2008, 148（1）：200-211.

［9］高蕾, 肖文芳, 李文燕, 等. 拟南芥蔗糖转运蛋白（SUTs）的功能研究进展［J］. 分子植物育种, 2011, 9（2）：251-255.

［10］Aoki N, Hirose T, Scofield GN, et al. The sucrose transporter gene family in rice［J］. Plant Cell Physiol, 2003, 44（3）：223-232.

［11］阳江华, 黄德宝, 刘术金, 等. 巴西橡胶树6个蔗糖转运蛋白基因的克隆与序列分析［J］. 热带作物学报, 2007, 28（4）：32-38.

［12］Shakya R, Sturm A. Characterization of source and sink specific sucrose/H+ symporters from carrot［J］. Plant Physiol, 1998, 118（4）：1473-1480.

［13］Noiraud N, Delrot S, Lemoine R. The sucrose transporter of celery. Identification and expression during salt stress［J］. Plant Physiol, 2000, 122（4）：1447-1456.

［14］Bush DR. Proton-coupled sugar and amino acid transporters in plants［J］. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Bio, 1993, 44（44）：513-542.

［15］Lemoine R. Sucrose transporters in plants：update on function and structure［J］. Biochim Biophys Acta, 2000, 1465（1-2）：246-262.

［16］Williams LE, Lemoine R, Sauer N, et al. Sugar transporters in higher plants：a diversity of roles and complex regulation［J］. Trends Plant Sci, 2000, 5（7）：283-290.

［17］Weise A, Barker L, Kühn C, et al. A new subfamily of sucrose transporters, SUT4, with low affinity /high capacity localized in enucleate sieve elements of plants［J］. Plant Cell, 2000, 12（8）：1345-1355.

［18］Ward JM, Kühn C, Tegeder M, et al. Sucrose transport in higher plants［J］. Int Rev Cytol, 1998, 178（335）：41-71.

［19］Hackel A, Schauer N, Carrari F, et al. Sucrose transporter LeSUT1 and LeSUT2 inhibition affects tomato fruit development in different ways［J］. Plant J, 2006, 45（2）：180-192.

［20］Endler A, Meyer S, Schelbert S, et al. Identification of a vacuolar sucrose transporter in barley and Arabidopsis mesophyll cells by a tonoplast proteomic approach［J］. Plant Physiol, 2006, 141（1）：196-207.

［21］Stadler R, Brandner J, Schulz A, et al. Phloem loading by the PmSUC2 sucrose carrier from Plantago major occurs into companion cells［J］. Plant Cell, 1995, 7（10）：1545-1554.

［22］Stadler R, Sauer N. The Arabidopsis thaliana AtSUC2 gene is specifically expressed in companion cells［J］. Bot Acta, 1996, 109（4）：299-306.

［23］Riesmeier JW, Willmitzer L, Frommer WB. Evidence for an essential role of the sucrose transporter in phloem loading and assimilate partitioning［J］. EMBO J, 1994, 13（1）：1-7.

［24］Kühn C, Quick WP, Schulz A, et al. Companion cell-specific inhibition of the potato sucrose transporter SUT1［J］. Plant Cell Environ, 1996, 19（10）：1115-1123.

［25］Burkle L, Hibberd JM, Quick WP, et al. The H+-sucrose cotransporter NtSUT1 is essential for sugar export from tobacco leaves［J］. Plant Physiol, 1998, 118（1）：59-68.

［26］ Truernit E and Sauer N. The promoter of the Arabidopsis thaliana SUC2 sucrose-H1 symporter gene directs expression of b-glucuronidase to the phloem：evidence for phloem loading and unloading by SUC2［J］. Planta, 1995, 196（1）：564-570.

［27］Lemoine R, Kühn C, Thiele NS, et al. Antisense inhibition of the sucrose transporter in potato：effects on amount and activity［J］. Plant Cell Environ, 1996, 19（10）：1124-1131.

［28］Meyer S, Lauterbach C, Niedermeier M, et al. Wounding enhances expression of AtSUC3, a sucrose transporter from Arabidopsis sieve elements and sink tissues［J］. Plant Physiol, 2004, 134（2）：684-693.

［29］Weber H, Borisjuk L, Heim U, et al. A role for sucrose transporters during seed development：molecular characterization of a hexose and a sucrose carrier in fava bean seeds［J］. Plant Cell, 1997, 9（6）：895-908.

［30］Bick JA, Neelam A, Smith E, et al. Expression analysis of a sucrose carrier in the germinating seedling of Ricinus communis［J］. Plant Mol Biol, 1998, 38（3）：425-435.

［31］Stadler R, Truernit E, Gahrtz M, et al. The AtSUC1 sucrose carrier may represent the osmotic driving force for anther dehiscence and pollen tube grow thin Arabidopsis［J］. Plant J, 1999, 19（3）：269-278.

［32］Lemoine R, Burkle L, Barker L, et al. Identification of a pollen-specific sucrose transporter-like protein NtSUT3 from tobacco［J］. Febs Lett, 1999, 454（3）：325-330.

［33］ Sivitz AB, Reinders A, Ward JM, et al. Arabdopsis sucrose transporter AtSUC1 is important for pollen germination and sucrose induced anthocyanin in accumulation［J］. Plant Physiol, 2008, 147（1）：92-100.

［34］ Flemetakis E, Dimou M, Cotzur D, et al. A sucrose transporter, LjSUT4 is up regulated during lotus japonicas nodule development［J］. J Exp Bot, 2003, 54（388）：1789-1791.

［35］Smeekens S, Rook F. Sugar sensing and sugar-mediated signal transduction in plants［J］. Plant Physiol, 1997, 115（1）：7-13.

［36］Matsukura C, Saitoh T, Hirose T, et al. Sugar uptake and transport in rice embryo. Expression of companion cellspecific sucrose transporter（OsSUT1）induced by sugar and light［J］. Plant Physiol, 2000, 124（1）：85-93.

［37］Chiou TJ, Bush DR. Sucrose is a signal molecule in assimilate partitioning［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 1998, 95（8）：4784-4788.

［38］Ransom-Hodgkins WD, Vaughn MW, et al. Protein phosphorylation plays a key role in sucrose-mediated transcriptional regulation of a phloem-specific proton-sucrose symporter［J］. Planta, 2003, 217（3）：483-489.

［39］Müller J, Aeschbacher RA, Sprenger N, et al. Disaccharide mediated regulation of sucrose fructan-6-fructosyl transferase, a key enzyme of fructan synthesis in barley leaves［J］. Plant Physiol, 2000, 123（1）：265-273.

［40］Gabriel-Neumann E, Neumann G, Leggewie G, et al. Constitutive overexpression of the sucrose transporter SoSUT1 in potato plants increases arbuscular mycorrhiza fungal root colonization under high, but not under low, soil phosphorus availability［J］. J Plant Physiol, 2011, 168（9）：911-919.

［41］Zhang YL, Meng QY, Qu GQ, et al. The antisence expression of a putative grape sucrose transporter in tobacco and effects on growth of the transformants［J］. Prog Biochem Biophys, 2006, 7（7）：699-705.

［42］ Bitterlich M, Krügel U, Boldt-Burisch K, et al. The sucrose transporter SlSUT2 from tomato interacts with brassinosteroid functioning and affects arbuscular mycorrhiza formation［J］. Plant J, 2014, 78（5）：877-889.

［43］Weichert N, Saalbach I, Weichert H, et al. Increasing sucrose uptake capacity of wheat grains stimulates storage protein synthesis［J］. Plant Physiol, 2010, 152（2）：698-710.

［44］Leggewie G, Kolbe A, Lemoine R, et al. Overexpression of the sucrose transporter SoSUT1 in potato results in alterations in leaf carbon partitioning and in tuber metabolism but has little impact on tuber morphology［J］. Planta, 2003, 217（1）：158-167.

［45］Rosche E, Blackmore D, Tegeder M, et al. Seed-specific overexpression of a potato sucrose transporter increases sucrose uptake and growth rates of developing pea cotyledons［J］. Plant J, 2002, 30（2）：165-175.

［46］Li H, Zhou SY, Zhao WS, et al. A novel wall-associated receptorlike protein kinase gene, OsWAK1, plays important roles in rice blast disease resistance［J］. Plant Mol Biol, 2009, 69（3）：337-346.

［47］Brandizzi F, Frangne N, Marc-Martin S, et al. The destination for single-pass membrane proteins is influenced markedly by the length of the hydrophobic domain［J］. Plant Cell, 2002, 14（5）：1077-1092.

［48］Friedrichsen DM, Joazeiro CA, Li J, et al. Brassinosteroidinsensitive-1 is a ubiquitously expressed leucine-rich repeat receptor serine/threonine kinase［J］. Plant Physiology, 2000, 123（4）：1247-1256.

［49］ 邱礽, 陶刚, 李奇科, 等. 农杆菌渗入法介导的基因瞬时表达技术及应用［J］. 分子植物育种, 2009, 7（5）：1032-1039.

［50］庞建周. 小麦干旱胁迫应答基因TaSUT1的克隆、表达与基因转化研究［D］. 河北：河北师范大学, 2011.

［51］高志民, 杨学文, 彭镇华, 等. 绿竹BoSUT2基因的分子特征与亚细胞定位［J］. 林业科学, 2010, 46（2）：45-50.

［52］Fan RC, Peng CC, Xu YH, et al. Apple sucrose transporter SUT1 and sorbitol transporter SOT6 interact with cytochrome b5 to regulate their affinity for substrate sugars［J］. Plant Physiol, 2009, 150（4）：1880-1901.

［53］Sivitz AB, Reinders A, Johnson ME, et al. Arabidopsis sucrose transporter AtSUC9, high-affinity transport activity, intragenic control of expression, and Early Flowering Mutant Phenotype［J］. Plant Physiol, 2007, 143（1）：188-198.

（责任编辑 狄艳红）

Research Progresses on Plant Sucrose Transporters and Physiological Functions

TU Wen-rui CAI Yu-meng YAN Jing LU Jiang ZHANG Ya-li
（College of Food Science and Nutritional Engineering，China Agricultural University，Beijing 100083）

Sucrose is the primary product of photosynthetic CO2fixation which is used for the distribution of assimilated carbon within higher plants. The transmembrane transport of sucrose requires the participation of sucrose transporters. Currently，studies have shown that sucrose transporter are widely present in higher plants and played main role in seed，flower，leaf cells，phloem，root and other organs. By the way of subcellular localization，sucrose transporters have been found mostly to be located in the cell membrane and vacuole membrane. In this paper，we review the progresses on different aspects of SUTs，such as the protein structure，classification，physiological functions，functional verification and subcellular localization；then we discussed the research significance and remained problems in studying sucrose transporter for better understanding the action mechanism of sucrose transporter proteins in plants.

sucrose transporter；structure；classification；function；localization

10.13560/j.cnki.biotech.bull.1985.2017.04.001

2016-07-12

国家自然科学基金项目（30900969），现代农业产业技术体系专项资金（CARS-30-yz-2）

涂文睿，女，硕士研究生，研究方向：葡萄蔗糖转运蛋白；E-mail：twr6637@163.com

张雅丽，女，博士，副教授，研究方向：葡萄功能基因组与分子育种；E-mail：zhangyali@cau.edu.cn