尼罗红和BODIPY荧光染料在微藻油脂含量测定中的应用

郝翠翠， 梁成伟， 石 蕾

(青岛科技大学 化工学院, 青岛 266042)

尼罗红和BODIPY荧光染料在微藻油脂含量测定中的应用

郝翠翠， 梁成伟， 石 蕾

(青岛科技大学 化工学院, 青岛 266042)

面对能源危机，利用微藻生产生物燃料及其相关高附加值产品引起了人们的极大关注。微藻种类多样，繁殖速度快，不占用耕地, 具有很高的油脂产量的潜能，是下一代食品、种子、化妆品和生物可再生能源最有希望的可选择性原料。发展这种资源的主要挑战是通过测定微藻中的无色油脂含量筛选富油品系，而与传统质量法检测油脂含量相比，荧光染料法更简单便宜、容易操作。主要介绍了尼罗红染料和BODIPY染料的特性，以及它们在微藻油脂测定中的应用和存在的问题。为快速准确检测微藻细胞的油脂含量，高效筛选优良产油藻株提供参考建议。

尼罗红；BODIPY；微藻；油脂染色

微藻是第3代生物能源的潜在资源，主要原因在于它们以自养方式生产、不占用农业土地资源、可以在海水或废水中培养，并且比第1代生物燃料具有更高的产油量[1]。但是构建产油微藻，其关键问题在于建立精确、简单、可靠、可重复的油脂数量及质量测定方法。微藻中油脂的存在形式主要是三酰甘油以及中性油脂。传统的油脂测定方法需要沉重昂贵的仪器设备，并且需要专业的技术人员进行操作，例如薄层色谱法、高压液相色谱法和气质联用色谱法。单纯的一个三酰甘油测定全过程就要花费几个小时，每个样品总花费(包括设备、人力和消费)较高。近些年来荧光染料广泛应用于油脂测定，与上述方法比较起来，荧光染料更简单、便宜且容易操作。目前最常用的油脂染料是尼罗红和BODIPY505/515[2]。尼罗红最初用于半定量技术[3]，但随着技术的改进，现已广泛用于检测油脂水平。氟硼荧(BODIPY)染料是一种新兴的荧光染料，因其突出的优点而得到广泛的应用。本文主要介绍尼罗红和BODIPY荧光染料作为油脂测定染料的特性、应用和不足。

1 染色原理

1.1 染料的理化特性

尼罗红(9-二乙胺-5-氢-苯吩噁嗪-5-一)是一种亲脂性的恶嗪类荧光染料，其分子式为C20H18N2O2，分子质量为318.37 u。作为一种疏水、变色染料，在水中具有低溶解、低荧光量的特性，能够与脂类物质包括蜡脂、三脂酰甘油和各种脂肪酸结合后，在激发光下发出强烈的金黄色荧光。

氟硼荧又称氟化硼络合二吡咯甲川类化合物(4,4-二氟-4-硼-3a,4a-双氮杂-s-茚，Boron-dipyrromethene, 简称BODIPY)，分子式为C13H15BF2N2，分子质量为248.0817 u，能够与细胞内油滴结合，在激发光照射下发出绿色荧光。BODIPY在溶液或者固体中对光的稳定性好，在光照条件下不易发生光解。化学性质稳定，水溶性差。

1.2 染料的光谱特性

尼罗红作为原位标记物在疏水环境中显示出高的荧光量特性[4]。然而，尼罗红的光谱特性对环境的极性高度敏感[5]，当环境极性降低时发射峰值发生蓝移[6]。尼罗红的这一特征可能源于分子活跃偶极时的巨大改变。有研究表明，短激发波长(450～500 nm)和金/黄色发射波长(≤580 nm)适于检测高疏水环境，如中性油脂(三酰甘油)；而长激发波长(515～560 nm)和红色发射波长(≥590 nm)适合检测从细胞膜内磷脂反应来的极性油脂[4]。

与尼罗红不同的是，BODIPY505/515对环境的极性不敏感[7]，它具有高的荧光量子产率，高的摩尔消光系数，良好的光稳定性[8]。并且，研究已经表明了这种染料对油脂滴具有很强的专一性[2]。当被蓝色激发光(450～490 nm)激发，BODIPY505/515具有在515～530 nm范围内变化的绿色发射峰值[7,9]。

1.3 染料渗入微藻

尼罗红渗入微藻是染料从细胞质膜转运到油脂滴的一系列过程。首先是染料进入细胞质膜(1～2 s)的快速附着和分离，接着是从细胞质膜到油脂滴转运的缓慢过程(30 s～2 min)。主要衰减因素是染料与胞浆细胞中的蛋白质和其它细胞组分的相互作用[10]。荧光染料和染定动力学依赖于微藻种类和油滴的形状及数量。相反，BODIPY505/515染料与油滴组合非常快，因为它具有高水/油分离系数，从而更容易透过细胞膜和细胞器膜[12]。续流方法可以在添加染料前后连续记录数据，这种方法可以观察到染料快速渗入到微藻如微拟球藻、盐藻等细胞内，检测到最大荧光值时不到1 min[9]。

目前，尼罗红在油脂滴中的位置并不清楚，Mukherjee[11]通过对尼罗红荧光能量转移和红边激发转变等实验结果的分析，指出尼罗红最可能位于运动限制膜区域的水/油交界面处。不同的是，Pick等[10]研究认为尼罗红深嵌于油滴的脂质核心。然而，BODIPY505/515作为一种新型荧光染料，可以特异性地作用于中性脂组成的油滴，使得油滴可以被检测，但其具体作用机制仍不清楚，有待研究。

2 油脂染定中存在的问题

与传统方法相比，荧光染料法的优点是：不需要破坏细胞、所需样品量少、快速灵敏。与尼罗红相比，BODIPY505/515荧光染料法的优点是放射光谱较窄，有利于共焦成像，并且它只对脂类和叶绿体染色而不对细胞质染色[13]。但是，尼罗红和BODIPY505/515荧光染料法在实际应用中也存在许多不足之处。主要问题是：染料渗入细胞困难、叶绿素和背景荧光的干扰、荧光衰退、绝对定量不可行等。

1)一些微藻细胞壁太厚，这就阻止尼罗红染料有效地渗入细胞染定油脂[10,13-15]。相反的，BODIPY505/515在渗透时可能更有效，最近研究[12]指出它能渗入所有细胞，即使细胞壁很厚。

2)尼罗红并非专门结合油滴，发射荧光的转变也可归因于含疏水域(低密度蛋白质)的特定蛋白质或其它含疏水域的非油细胞组分[4,7]，这一特征会影响染料的油脂测定量。另外，高色素内含物浓度也可能影响油脂诱导的尼罗红荧光量。例如，在绿藻中发现的高含量叶绿素(干重的1%～4%)会增加背景荧光量，从而阻碍尼罗红可靠定量油脂[15]。

3)在用荧光染料测定微藻内油脂含量的过程中，还存在荧光衰退(电子由激发态转为稳态时的非放射性衰退)的问题。其一，细胞和染料浓度的变化能影响油脂内含物量的可靠估计，导致大程度荧光度的损失。这种衰退与多种过程有关，包括：激发态反应、能量转移、分子芳香环的二聚以及碰撞衰退[4]。其二，尼罗红和BODIPY505/515荧光染料经常在二甲基亚砜水溶液中备用，因为这是渗入细胞膜最有效的一种方法[12]。然而，有报道称当使用高浓度丙酮和二甲基亚砜时存在荧光减弱和大量细胞衰亡的问题[7]。Cirulis等[7]研究表示1 %～2 %的丙酮可保证细胞量增加和荧光信号的增强，然而，低浓度的二甲基亚砜还是会降低BODIPY505/515荧光强度及增加细胞衰亡量。

4)三酰甘油荧光染料技术的主要缺点是不能实现绝对定量。为解决这个问题，一些研究者建议使用三油精等同物(TO)作为油脂标准，借助三油精的标准曲线以绝对定量油脂[2]。另一种解决方法，是将不同量的标准物加入到微藻细胞中以测定油脂浓度。然而，标准物使用产生的问题是没有一个稳定的、可重复性好的解决方案，并且，这种方法仅适用于特定物种如硅藻和甲藻，并不适用于荧光燃料不易渗入的其它的厚壁微藻物种[16]。

3 尼罗红和BODIPY在微藻油脂测定中的应用

3.1 染料应用领域

尼罗红荧光染料是一种旨在通过与脂类物质的结合继而发出荧光检测信号的脂溶性染料，可以快速、敏感地定量测定活体细胞内脂类成分。根据不同的激发波长和发射波长，尼罗红染料可以染定不同的疏水分子。适用于各种细胞包括细菌细胞，也用于蛋白质电泳染色。例如，尼罗红能染定人血浆中的胆固醇[4]，可研究与SDS结合的蛋白质的疏水性质[17]，研究细胞膜的双分子层结构[18]和酶作用机制[19]。尼罗红也成功用于染定细胞内中性油脂，如检测酵母菌[20]、真菌[21]中的三酰甘油和胆固醇酯。目前，尼罗红更多地是用来染定微藻总脂和测定微藻中的中性油脂含量。

BODIPY染料已被应用于现代生物、化学分析检测和光电材料科学等领域。BODIPY染料对pH值和极性环境相对敏感，通过对其结构做出简单修饰，将产生具有不同最大发射波长和激发波长的染料，可能很好地调整染料的荧光特征。因此，BODIPY荧光染料也用于标记蛋白质、DNA、脂肪酸、磷脂、胆固醇、胆甾醇和磷脂质[2]。近年来，BODIPY505/515染料在染定微藻中的油脂微囊[8]方面的应用越来越广泛。

3.2 样品处理

在使用荧光染料对微藻中的油脂滴检测之前，通常要对微藻样品进行处理，以提高染料的通透性，尽量解决荧光染料在油脂染定中存在的问题。常用的方法有化学方法和物理方法。

3.2.1 化学方法

化学处理方法主要是有机溶剂处理法，例如二甲基亚砜、乙醇、丙酮、异丙醇及EDTA[22]等。其中，二甲基亚砜(Dimethysulfoxide，简称DMSO)最为常用，因为它能与细胞膜发生交互作用，并且具有抗寒特性，这就有利于大分子、荧光油脂和接合的荧光染料渗入到活的细胞和组织中。例如，邴欣等[23]在测布朗葡萄藻油脂含量时，通过前期实验发现，DMSO用量对油脂含量测定影响较大。DMSO用量过低会导致染色不完全，而过高时DMSO会与尼罗红结合，增强尼罗红自身荧光，综上选择DMSO最佳体积分数为8 %。刘亚男等[24]在使用BODIPY505/515测定藻细胞中的油脂含量时，表明DMSO体积分数的增加，对扁藻的染色效果有所加强，随着DMSO浓度的增加，荧光强度也相应地增加，当DMSO的量从0.1 %增加到2 %时，相应的荧光强度从375增加到446，当DMSO体积分数增加到5%时，荧光强度更是增加到了474，比0.1%时增加了100。

3.2.2 物理方法

在油脂染料渗入不顺时，也可以使用物理方法处理。常用方法有以下几种：

1)把微藻细胞放入液氮中进行机械碾磨，可以避免溶剂和去垢剂的使用，从而避免细胞破坏、油滴破坏和高背景荧光[10,25]。

2)微波辅助染定法，有利于提高藻类细胞和染料分子之间的碰撞和运动速度，并且有利于染料分子渗入细胞[14]。例如，Chen等[14]采用二甲基亚砜和微波光照处理相结合的方法，通过测试几个微波持续期，发现使用微波辅助法测定出的富油藻类的油脂含量与重力分析法测定出的油脂含量一致。同时，Chen等[14]也指出由于微波炉(尤其是家用微波炉)的辐射分布不均匀，可能存在可靠性和可重复性差的问题，所以建议多次重复操作。

3)建立电场，可以提高并加速分子向微藻细胞内部的转运。例如，Su等[26]在3个电场强度(0、500、1000和2000 V/cm)下用尼罗红对小球藻和螺旋藻进行了染定实验，其结果显示，加入电场10 s后尼罗红出现高的荧光强度和低的不确定性。

4)利用微藻冻干技术可以去除环境对荧光染定的负面效应。例如，Huang等[3]就以几种小球藻的冻干藻粉为原料进行优化实验。

3.3 染料在微藻油脂测定中的应用

特定的条件下，用荧光染料法测定的油脂含量与传统的重量分析法存在着紧密的联系[27]，因此，目前荧光染料在微藻油脂含量测定中得到广泛应用。

现在国内外已有很多研究者利用尼罗红荧光染料法测定了微藻中的油脂含量，在激发波长为488～525 nm和发射波长为570～600 nm范围内，可用于染定微藻细胞内的油脂[6]。例如，张敬键等[28]采用尼罗红荧光染料法测定斜生栅藻细胞中的油脂含量，实验结果表明此法与传统重量分析法测定的结果显著相关(R2=0.9258)，最佳染色条件为：染色前微波处理40 s，二甲基亚砜体积分数1%，尼罗红最终质量浓度1.5 μg/mL，染色时间5 min，染色温度40℃。王海涛等[29]以湛江等鞭金藻为实验对象，优化尼罗红染色条件：二甲基亚砜体积分数为2 %、尼罗红质量浓度为1.00 μg/mL、细胞密度为1.0×106个/mL，激发波长为480 nm、发射波长为580 nm，优化时间为10 min。荧光强度与中性脂含量的相关系数为R2=0.9468。 邴欣等[23]通过探索染色前处理和优化染色条件，用尼罗红荧光染料法对布朗葡萄藻内油脂进行了染色。染色操作为，超声波处理3 min，离心10 min，DMSO体积分数为8 %，D750 nm为0.16，40 ℃水浴10 min，激发波长520 nm，在550～700 nm范围内扫描发射光谱，油脂发射峰值在570～580 nm左右。Storms等[30]用尼罗红染料简单而快速地测定了小球藻中性油脂的含量，在染色之前用乙醇，温和的溶剂渗透细胞，并且使用96微孔板在荧光强度测定过程中增加样本容量，结果荧光量与油脂含量有很高的相关性。Talebi等[31]用尼罗红染料对杜氏盐藻进行染色，用DMSO处理，细胞在37℃光照下保存10 min，选择激发波长为486 nm，发射波长为570 nm。

目前，BODIPY505/515也广泛应用于微藻中油脂含量的测定。例如，刘亚男等[24]通过测定BODIPY505/515染色的不同种属微藻的荧光强度，得出微藻油脂含量与荧光强度呈线性相关(R2=0.9764)，应用该关系计算其油脂含量，与重量分析法测定的结果相比没有显著差异。结果表明：BODIPY505/515的最佳染色条件为二甲基亚砜(DMSO)体积分数2%，BODIPY505/515最终质量浓度0.25 μg/mL，染色时间30 min，染色温度35℃。Xu等[32]在进行亚心形扁藻油脂微囊测定时，发现了BODIPY505/515和重力分析间的相互关系(R2=0.93)。Brennan等[9]使用了BODIPY 505/515荧光增强法测定杜氏盐藻等微藻细胞内的油脂含量，实现了对微藻产油全过程的监测，可以用来确定微藻油脂的最佳采收期。实验用两溶剂(DMSO和甘油)进行预处理，优化4个染定参数(分析时间、染色温度、染料浓度和藻细胞浓度)，结果发现，脂质荧光量显著提高约800倍。Kim等[33]研究了北极衣藻在低温条件下的生长和油脂含量变化，其中的一个步骤是通过BODIPY505/515染色和荧光显微镜实现脂质的可视化。Cabanelas等[34]检测绿球藻细胞油脂时，采用最佳浓度为0.4 μg/mL的BODIPY505/515染料，0.1%的二甲基亚砜或0.35%的乙醇。

4 展望

面对世界能源危机、温室气体排放量持续增加的问题，急需寻找环境友好型的可再生能源。经过研究和发展，微藻在油脂含量，培养选地等多方面有突出的优势，微藻生物燃料成为取代化石燃料的最主要的可持续发展再生能源[35]。

尼罗红作为一个微藻油脂探针的研究已经进行多年，也开始了解其作用机制，然而BODIPY505/515是一种新分子，依然缺乏其详细资料。这就需要完善理论研究，确定产油微藻油脂积累的规律和机制，在理论的指导下对荧光染料进行优化，考虑设计合成性能更优越的BODIPY染料。

荧光染料法可以简便、直观、快速地检测微藻中油脂的相对含量，但很难进行绝对定量。但是由于此方法方便快捷，因此常作为一种初级的产油微藻筛选方法。面对发现研究新能源的迫切要求，实现快速准确地检测微藻细胞的油脂含量，高效筛选优良产油藻株，已成为重中之重。使用荧光染料染定微藻细胞中油脂滴的优点依然是有可能实现高通量定量分析。Holger等[36]已经提出一个自动化高通量绝对定量细胞内油脂的方案。未来，这些染料有可能成为高级生物技术工具的应用标准，并参与提高生物油和种子油产量的预备步骤，但仍然需要发现其他的方法来改善微藻候选品的高通量检测，以备各种应用所需。

[1]WIJFFELS R H, BARBOSA M J. An outlook on microalgal biofuels[J]. Science, 2010, 329(5993): 796-799.

[2]RUMIN J, BONNEFOND H, SAINT-JEAN B, et al. The use of fluorescent Nile red and BODIPY for lipid measurement in microalgae[J]. Biotechnology for Biofuels, 2015, 8:42

[3]HUANG G H, CHEN G, CHEN F. Rapid screening method for lipid production in alga based on Nile red fluorescence[J]. Biomass and Bioenergy, 2009, 33(10):1386-1392.

[4]GREENSPAN P, FOWLER S D. Spectrofluorometric studies of the lipid probe, Nile red[J]. Journal of Lipid Research, 1985, 26(7):781-789.

[5]GHONEIM N. Photophysics of Nile red in solution: steady state spectroscopy[J]. Spectrochimica Acta Part A Molecular & Biomolecular Spectroscopy, 2000, 56(5):1003-1010.

[6]COOKSEY K E, GUCKERT J B, WILLIAMS S A, et al. Fluorometric determination of the neutral lipid content of microalgal cells using Nile red[J]. Journal of Microbiological Methods, 1987, 6(6):333-345.

[7]CIRULIS J T, STRASSER B C, SCOTT J A, et al. Optimization of staining conditions for microalgae with three lipophilic dyes to reduce precipitation and fluorescence variability[J]. Cytometry A, 2012, 81(7):618-626.

[8]GOVENDER T, RAMANNA L, RAWAT I, et al. BODIPY staining, an alternative to the Nile Red fluorescence method for the evaluation of intracellular lipids in microalgae[J]. Bioresource Technology, 2012, 114(2):507-511.

[9]BRENNAN L, BLANCO FERN NDEZ A, MOSTAERT A S, et al. Enhancement of BODIPY505/515 lipid fluorescence method for applications in biofuel directed microalgae production[J]. Journal of Microbiological Methods, 2012, 90(2):137-143.

[10]PICK U, RACHUTIN-ZALOGIN T. Kinetic anomalies in the interactions of Nile red with microalgae[J]. Journal of Microbiological Methods, 2012, 88(2):189-196.

[11]MUKHERJEE S, RAGHURAMAN H, CHATTOPADHYAY A. Membrane localization and dynamics of Nile Red: effect of cholesterol[J]. Biochimica Et Biophysica Acta, 2007, 1768(1):59-66.

[12]COOPER M S, HARDIN W R, PETERSEN T W, et al. Visualizing "green oil"in live algal cells[J]. Journal of Bioscience & Bioengineering, 2010, 109(2):198-201.

[13]MUTANDA T, RAMESH D, KARTHIKEYAN S, et al. Bioprospecting for hyper-lipid producing microalgal strains for sustainable biofuel production[J]. Bioresource Technology, 2011, 102(1):57-70.

[14]CHEN W, SOMMERFELD M, HU Q. Microwave-assisted Nile red method forinvivoquantification of neutral lipids in microalgae[J]. Bioresource Technology, 2011, 102(1):135-141.

[15]CHEN W, ZHANG C, SONG L, et al. A high throughput Nile red method for quantitative measurement of neutral lipids in microalgae[J]. Journal of Microbiological Methods, 2009, 77(1):41-47.

[16]BERTOZZINI E, GALLUZZI L, PENNA A, et al. Application of the standard addition method for the absolute quantification of neutral lipids in microalgae using Nile red[J]. Journal of Microbiolical Methods, 2011, 87(1):17-23.

[17]DABAN J R. Fluorescent labeling of proteins with Nile red and 2-methoxy-2,4-diphenyl-3(2H)-furanone: Physicochemical basis and application to the rapid staining of sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gels and Western blots[J]. Electrophoresis, 2001, 22(5): 874-880.

[18]SINGH G, CHAMBERLIN A C, ZHEKOVA H R, et al. Two-dimensional potentials of mean force of Nile Red in intact and damaged model bilayers. Application to calculations of fluorescence spectra [J]. Journal of Chemical Theory & Computation, 2016, 12(1):7-28.

[19]BISHT M, KUMAR A, VENKATESU P. Analysis of the driving force that rule the stability of lysozyme in alkylammonium-based ionic liquids[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2015, 81:1074-1081.

[20]SHI S, JI H, SIEWERS V, et al. Improved production of fatty acids bySaccharomycescerevisiaethrough screening a cDNA library from the oleaginous yeastYarrowialipolytica[J]. Fems Yeast Research, 2016,16(1)：fov108.

[21]蒋晓艳, 王婉玉, 钟 敏, 等. 裂殖壶菌胞内油脂尼罗红荧光染色快速检测方法的研究[J]. 中国油脂, 2016, 41(1):51-55.

[22]WONG D M, NGUYEN T T N, FRANZ A K. Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) enhances intracellular lipid staining with Nile red in microalgaeTetraselmissuecica[J]. Algal Research, 2014, 5:158-163.

[23]邴 欣，宋 琪，刘 双，等. 尼罗红-荧光光谱法测定布朗葡萄藻油脂含量的方法研究[J]. 中国油脂, 2015, 40(2):85-89.

[24]刘亚男，姚长洪，周建男，等. 使用BODIPY荧光染料快速测定微藻油脂含量方法[J]. 生物加工过程, 2013, 11(6):68-72.

[25]周文俊，郑 立，韩笑天，等. 基于尼罗红染色分析金藻总脂动态积累[J]. 水生生物学报, 2014, 38(2):312-319.

[26]SU L C, HSU Y H, WANG H Y. Enhanced labeling of microalgae cellular lipids by application of an electric field generated by alternating current[J]. Bioresource Technology, 2012, 111:323-327.

[27]BALDUYCK L, VERYSER C, GOIRIS K, et al. Optimization of a Nile Red method for rapid lipid determination in autotrophic, marine microalgae is species dependent[J]. Journal of Microbiological Methods, 2015, 118:152-158.

[28]张敬键，吕雪娟，李爱芬，等. 微藻细胞油脂含量的快速检测方法[J]. 中国生物工程杂志, 2012, 32(1):64-72.

[29]王海涛，刘亚男，曹旭鹏，等. 尼罗红荧光法快速检测培养过成中湛江等鞭金藻的中性脂[J]. 生物加工过程, 2014, 12(6):78-83.

[30]STORMS Z J, CAMERON E, DE LA HOZ SIEGLER H, et al. A simple and rapid protocol for measuring neutral lipids in algal cells using fluorescence[J]. Journal of Visualized Experiments, 2014(87):e51441.

[31]TALEBI A F, TOHIDFAR M, DERAZMAHALLEH S M M, et al. Biochemical modulation of lipid pathway in microalgaeDunaliellasp. for biodiesel production[J]. Biomed Res Int, 2015:597198.

[32]XU D, GAO Z, LI F, et al. Detection and quantitation of lipid in the microalgaTetraselmissubcordiformis(Wille) Butcher with BODIPY505/515 staining[J]. Bioresource Technology, 2013, 127:386-390.

[33]KIM E J, JUNG W, LIM S, et al. Growth and lipid content at low temperature of Arctic algaChlamydomonassp. KNM0029C[J]. Bioprocess & Biosystems Engineering, 2015, 39(1):151-157.

[34]CABANELAS I T, VAN DER ZWART M, KLEINEGRIS D M, et al. Rapid method to screen and sort lipid accumulating microalgae[J]. Bioresource Technology, 2015, 184:47-52.

[35]MEDIPALLY S R, YUSOFF F M, BANERJEE S, et al. Microalgae as sustainable renewable energy feedstock for biofuel production[J]. Biomed Research International, 2015:519513.

[36]MORSCHETT H, WIECHERT W, OLDIGES M. Automation of a Nile red staining assay enables high throughput quantification of microalgal lipid production[J]. Microbial Cell Factories, 2015, 15:34.

The use of fluorescent Nile red and BODIPY for lipid measurement in microalgae

HAO Cui-cui, LIANG Cheng-wei, SHI Lei

(College of Chemical Engineering, Qingdao University of Science and Technology, Qingdao 266042, China)

In the face of energy crisis, using microalgae to produce biofuel and high value-added products has attracted great attention. Microalgae constitute a diverse group of microorganisms with advantages like fast and efficient growth. In addition, they do not compete for arable land and offer very high lipid yield potential. Microalgae are currently considered as the most promising alternative sources for the next generation of food, feed, cosmetics and renewable energy in the form of biofuel. Major challenges for the development of this resource are to select lipid-rich strains using high-throughput staining for neutral lipid content in microalgae species. Compared with traditional quality method, the fluorescent staining method is simpler, cheaper and easier to operate. In this article, the properties of fluorescent Nile red and BODIPY and the use of fluorescent for lipid measurement in microalgae were summarized.

Nile red; BODIPY; microalgae; lipid-staining

2016-04-15；

2016-05-03

国家自然科学基金(31000135)

郝翠翠，硕士，研究方向为植物基因工程，E-mail：291538667@qq.com

梁成伟，副教授，研究方向为藻类生物学，E-mail：liangchw117@126.com

Q949.93

A

2095-1736(2017)01-0070-05

doi∶10.3969/j.issn.2095-1736.2017.01.070