哈萨克羊和藏绵羊尾部脂肪组织差异表达基因和可变剪接的鉴定与分析

2017-03-30陶海溪李贵林郭家中

西北农业学报 2017年3期

关键词：哈萨克尾部脂肪组织

陶海溪，李贵林，郭家中

(四川农业大学动物科技学院，成都 611130)

哈萨克羊和藏绵羊尾部脂肪组织差异表达基因和可变剪接的鉴定与分析

陶海溪，李贵林，郭家中

(四川农业大学动物科技学院，成都 611130)

为鉴定哈萨克羊和藏绵羊尾部脂肪组织的差异表达基因和可变剪接，分别提取6只(3公，3母)无亲缘关系的2岁成年哈萨克羊与藏绵羊尾部脂肪组织总RNA，构建2个高通量测序文库，利用TopHat2软件将短序列定位到绵羊参考基因组，采用cuffdiff软件分析基因表达丰度和差异表达基因。结果表明，共有19个基因在 2 个品种绵羊尾脂中的表达丰度均高于1 000 FPKM，包括ADIPOQ、SPARC、VIM等。其中，2 个品种尾部脂肪组织中表达量最高的转录本均定位于线粒体基因组5 331～14 154 bp，该区域主要包含 COX1、COX2、ATP8等基因，其表达丰度在哈萨克羊和藏绵羊中分别高达29 724.20 和28 818.80 FPKM。而 FABP4则是表达丰度最高的核基因，在哈萨克羊和藏绵羊中的表达量分别为3 194.03和2 667.09。差异表达基因分析共鉴定出627个差异表达的基因，与藏绵羊尾部脂肪组织的表达量相比，哈萨克羊的尾部脂肪组织中共有221个上调基因和406个下调基因。其中，HBB基因表达量的变化倍数最大，下调约98倍。差异表达基因的富集分析结果表明，哈萨克羊尾脂中上调表达的基因主要参与脂肪酸代谢过程。另外，在2 个品种尾脂中鉴定出11 870个可变剪接事件，其中383个为差异剪接事件。对相关差异表达基因和可变剪接的进一步研究将有助于揭示绵羊肥脂尾形成的分子机制。

肥脂尾；差异表达基因；哈萨克羊；藏绵羊；转录组

脂肪组织是动物体内一种主要由脂肪细胞组成的能量贮存器官。一般地，脂肪主要在各种动物的皮下、腹部和内脏器官周围大量沉积。但在现有绵羊品种中，除上述部位外，许多品种绵羊的尾部具有超强的脂肪存储能力，从而形成肥臀尾特征。例如，Safdarian等[1]报道伊朗肥脂尾型绵羊尾部的脂肪质量可以达到其胴体质量的20%。在中国的绵羊品种中，最为著名的肥臀尾类型绵羊包括大尾寒羊和哈萨克羊。总的来说，绵羊肥臀(脂)尾是绵羊长期在恶劣环境下生存，受自然选择作用所形成的一种适应性性状。在面对营养匮乏、天气寒冷等恶劣的自然环境时，脂尾型绵羊能够消耗脂肪提供能量来维持自身的新陈代谢。但是，随着养羊业的发展和人们需求的改善，绵羊肥脂尾逐渐丧失经济价值，绵羊尾部脂肪的过度沉积增加饲养成本，降低经济效益。因此，如何通过遗传育种措施阻断脂肪在绵羊尾部的沉积成为绵羊育种工作者关心的重要问题。

目前，研究人员从不同角度对绵羊肥臀尾形成的遗传机制进行探索。Moradi等[2]利用全基因组SNP芯片检测到绵羊第5和X染色体 2 个与绵羊肥脂尾形成有显著关联的QTL区域。刘真等[3]针对不同尾型绵羊进行群体间选择信号检测发现，PPARG基因在肥脂尾绵羊尾脂中的表达量显著高于瘦尾绵羊。最近，Wang等[4]利用从头组装的分析策略，发现 FMO3、 NELL1、THRSP等基因在哈萨克羊和藏绵羊尾部脂肪组织中呈现差异性表达。现有家畜遗传资源研究表明，中国绵羊品种主要分为：藏绵羊、哈萨克羊和蒙古羊。其中，藏绵羊因长期生活在青藏高原地区，从而对高海拔低氧、寒冷的气候环境和粗放的饲养方式具有良好的适应能力。此外，藏绵羊具有典型的短尾特征。而主要分布在新疆地区的哈萨克羊则属于肉脂兼用型绵羊品种。与其他绵羊品种相比，哈萨克绵羊最为突出的表型特征是具有巨大的肥臀尾。为深入了解不同尾型绵羊尾部脂肪沉积能力差异的遗传机制，本研究利用基于参考基因组的短序列定位策略，鉴定哈萨克羊和藏绵羊尾部脂肪组织中基因的表达丰度特征、差异表达基因以及可变剪接，在转录水平上探讨绵羊肥脂尾形成的分子机制。

1 材料与方法

1.1 动物组织样本

在宁夏自治区某羊场分别随机选择6只(3 只公羊、3 只母羊)无亲缘关系的 2 岁成年哈萨克羊与藏绵羊。分别提取12只绵羊尾部脂肪组织的总RNA，并对提取的RNA进行质量检测。样品检测合格后，从每个品种6个个体的RNA样品中分别选取等量体积的RNA进行混合，形成2个RNA池(RNA-pool)；然后将混合后的 2 个RNA样品送至深圳华大基因公司，构建2个高通量测序文库，采用Illumina Hiseq2000测序仪进行高通量测序。

1.2 读段比对和组装

高通量测序后，共获得117 417 578条100 bp长的原始双末端读段(pair-end reads)数据。为去除低质量短序列，对原始读段进行质量控制，具体参数包括：过滤含有接头的reads；过滤掉碱基中N>10%的reads；去除质量值Q≤5 的碱基数占整个reads 50%以上的低质量reads；获得高质量读段(clean reads)。使用TopHat2 (v2.0.10)软件[5]及默认参数，将clean reads比对到绵羊参考基因组[6](ftp://ftp.ensembl.org/pub/release-77/fasta/ovis_aries/dna/)。采用MarkDuplicates程序 (http://sourceforge.net/projects/picard/)去除重复读段，最后采用cufflinks[7](v2.2.1) 对上述读段进行组装和注释。

1.3 差异表达基因鉴定和功能富集分析

由于本研究未设置生物学重复，因此利用cuffdiff软件[7](v1.3.0) 测定基因表达丰度并鉴定差异表达基因(differentially expressed genes，DGEs)。为校正测序深度和基因长度对基因表达量的影响，采用FPKM(fragment per kilobase of exon model per million mapped reads)作为基因表达量的单位。在本研究中，以0.000 5 FPKM作为基因表达丰度的阈值来判定基因是否在样本组织中表达。差异表达基因的鉴定则采用以下标准： 2 个品种间基因表达倍数的对数变化大于1[(|log2Ratio| ≥1)]；假阳性率(FDR)小于0.001。采用上海博豪开发的生物学通路富集分析在线工具(http://prediction.ebioservice.com:8080/path/)对差异表达基因进行通路富集分析，根据q-value<0.05确定显著富集的生物学通路。

1.4 可变剪接的鉴定

目前，一般根据可变剪接(alternative splicing,AS)发生的位置将基因的可变剪接分成7类：外显子跳跃(Exon skipping)、 5′端可变剪接位点(alternative 5′splice sites)、3′端可变剪接位点(alternative 3′splice sites)、外显子互斥(mutually exclusive exons)、内含子保留(retained introns)、可变的起始外显子(alternative first exon)和可变的末端外显子(alternative last exon)。总的来说，基于转录组数据的可变剪接分析软件的分析原理是：利用跨越外显子读段(junction reads)提供的信息，将每组样本数据分别与参考基因组注释文件进行比较，鉴定每组样本中的可变剪接。与大部分可变剪接鉴定软件[7-11]不同的是，ASD软件[12]的分析策略是将所有待分析的转录组样本数据整合起来，首先鉴定待分析样本与参考基因组的可变剪接，最终着重于鉴定不同组数据之间发生的差异可变剪接。该软件更适合于不同品种的相同组织，或不同处理下相同组织的转录组数据。因此，本研究采用ASD软件(http://erp.novelbio.com/ASD/)鉴定可变剪接。

2 结果与分析

2.1 读段的基因组比对

由表1可知，哈萨克羊尾部脂肪组织转录组文库共包含25 766 605对(51 533 210条)clean reads，约4.6 G序列数据，其平均GC含量50.39%；藏绵羊尾部脂肪组织转录组文库共包含27 747 038对(55 494 076 条)clean reads，约5.0 G序列，其平均GC含量49.19%。clean reads的基因组比对结果表明，在哈萨克羊和藏绵羊的文库中，分别有21 554 938和23 442 091对reads比对到绵羊参考基因组，分别占总clean reads对的83.65%和84.49%。其中，唯一匹配读段数量分别为18 715 395和19 953 180对clean reads，分别占总clean reads的72.63% 和71.91%。

2.2 尾部脂肪组织高表达基因

根据表达量≥0.000 5 FPKM的阈值设定，本研究分别在哈萨克羊和藏绵羊尾部脂肪组织中检测到26 173个和26 345个表达的基因。依据FPKM值，本研究进一步将样本组织中表达的基因分为低丰度表达基因(< 10 FPKM)，中等丰度表达基因(10 FPKM～500 FPKM)和高丰度表达基因(≥500 FPKM)。在哈萨克羊和藏绵羊的尾部脂肪组织中，表达量小于10 FPKM的基因数目分别占所有表达基因数目的70.02% 和67.77%，表明尾部脂肪组织中大部分基因都处于低丰度表达。而哈萨克羊和藏绵羊尾部脂肪组织中高表达(≥500 FPKM)的基因数目分别为150和165。如表2所示，在 2 个品种脂肪组织中表达量均大于1 000 FPKM的基因共19个，包括ADIPOQ、SPARC、VIM、CYTB、 FTH1、 GPX3、 RPS11、 RPS3A和GSN等基因。其中，在 2 个品种中表达量最高的2 个转录本均定位于绵羊线粒体基因组5 331～14 154 bp和0～5 018。上述 2 个区域在哈萨克羊和藏绵羊中的表达丰度为29 724.20 和28 818.80 FPKM，5 476.07和5 244.22 FPKM；这 2 个区域主要包括 COX1、 COX2、 ATP8等基因和 ND1、ND2等基因。在定位到绵羊基因组的基因中，脂肪酸结合蛋白-4( FABP4)的表达丰度最高，其在哈萨克羊和藏绵羊中的表达量分别为3 194.03和2 667.09 FPKM，而FABPs家族的 FABP5也表现出中等丰度的表达量(244.02 和373.41 FPKM)，其他成员均呈现低丰度表达或不表达。另外，脂联素基因(ADIPOQ)在 2 个品种的尾部脂肪组织中表达量也分别高达2 645.49和1 600.51 FPKM。4个核糖体蛋白基因( RPS11、 RPS3A、 RPS17和 RPS14)在 2 个品种中的表达量大于1 000 FPKM。

表1 2 个文库clean reads的比对Table 1 Mapping results of clean reads in both libraries

注：百分比表示各种类型读段占高质量读段(clean reads)的百分比。

Note:Percentages in the table present percentages of diferent reads in clean read pairs.

表2 2 个绵羊品种表达量高于1 000 FPKM的基因Table 2 Expressed genes showing larger than 1 000 FPKM in both breeds

2.3 哈萨克羊和藏绵羊差异表达基因的鉴定及功能注释

差异表达基因的分析结果表明，相对于藏绵羊尾部脂肪中的表达丰度，共有627个基因在哈萨克羊尾部脂肪组织中的表达量呈现显著差异，包括221个上调和406个下调表达的基因。如表3所示，在哈萨克羊中，下调的高丰度表达基因包括HBB(血红蛋白β)、 ENSOARG00000020789、FNDC1、TGFBR3、CXCL12等基因；而上调的高丰度表达基因则包括Carboxylicesterhydrolase(羧基酯水解酶)和CAT(过氧化氢酶)、THRSP、HSL、 FMO3等基因。在所有差异表达的基因中，HBB基因表达量变化倍数最大；与藏绵羊中的表达量(791.43 FPKM)相比，哈萨克羊尾部脂肪组织中HBB的表达量(8.08 FPKM)下降约 98倍。差异表达基因的GO生物学过程(biological process,BP)富集分析结果表明，在哈萨克羊中上调表达的基因显著富集在20个生物学过程。如图1所示，上调基因显著富集的过程主要包括9个组织水平或细胞水平的甘油三酯或脂类物质代谢过程，例如，脂类代谢过程(lipid metabolic process， GO:0006629)、甘油三酯催化过程(triglyceride catabolic process，GO:0019433)、细胞脂类物质代谢过程(cellular lipid metabolic process， GO:0044255)等。这些过程主要涉及的差异表达基因包括：MGLL、AADAC、GPLD1、LIPE、PLIN5等。差异表达基因的GO富集分析结果表明，在哈萨克羊中下调表达的基因显著富集在139个生物学过程。如图2所示，最显著富集的20个生物学过程中主要涉及细胞水平的信号传递与转导、免疫应答过程。

2.4 可变剪接事件的检测

如表4所示，通过与绵羊参考基因组比较，本研究在 2 个品种的尾部脂肪组织中共鉴定到11 870 个可变剪接事件。其中， 3′端可变剪接位点和外显子缺失分别发生3 622次和3 232次，所占比例最高；而外显子互斥、可变的起始外显子和可变的末端外显子分别发生621、1 157和689次，发生比例较低。根据卡方检验(FDR<0.05)，共检测到383个在 2 个组织间存在的差异可变剪接，其中类型最多的是外显子跳跃(157次)，涉及132个基因。

图1 哈萨克羊中上调表达基因最显著富集的20个GO 生物学过程Fig.1 Top 20 significantly enriched GO biological processes for up-regulated genes in Kazak sheep

图2 哈萨克羊中下调表达基因最显著富集的20个GO 生物学过程Fig.2 Top 20 significantly enriched GO biological processes for up-regulated genes in Kazak sheep

表4 2 个品种尾部脂肪组织中不同类型可变剪接的数目Table 4 Summary of different alternative splicing (AS) detected in tails of two breeds

3 讨论

已有研究充分证实[13-14]，线粒体在前脂肪细胞分化和成熟脂肪细胞甘油三酯的合成与水解中扮演着重要作用。例如，细胞内活性氧含量的升高将影响线粒体ATP合成酶的生成，从而抑制3T3-L1细胞的增殖[15]。线粒体拷贝数则与人类白色脂肪组织中脂肪生成过程显著关联[16]。本研究发现，包括 COX1、COX2、ATP8和CYTB在内的线粒体基因，在哈萨克羊和藏绵羊尾部脂肪组织均为表达丰度最高的转录本，反映出绵羊尾部脂肪组织的代谢非常活跃。脂肪酸结合蛋白家族是脂肪合成与水解过程中重要的调控分子，但是各成员之间的时空表达特征与功能有差异。例如， FABP1基因主要在肝脏中高表达， FABP2基因主要在小肠中高表达；而 FABP4基因则是在脂肪组织中特异性高度表达，促进脂肪组织中脂肪水解，同时抑制脂肪合成[17]。本研究的结果再次证明上述观点： FABP4在 2 个绵羊品种的脂肪组织中均高水平表达，同时 FABP5也表现出中等丰度的表达，表达量分别为244.02 和373.41 FPKM，而FABPs家族其他成员均呈现低水平表达或不表达。另外，本研究中 4 个核糖核酸蛋白基因的高丰度表达表明，绵羊尾部脂肪组织在翻译水平的基因表达是非常活跃的。

差异表达基因的鉴定能够帮助揭示不同类型绵羊尾部脂肪沉积能力差异的分子机制。血红蛋白β基因(HBB)与动物体携带和运输氧的能力密切相关，被认为是高原人类和动物的高寒适应性进化的一个重要候选基因[18-19]。本研究发现，HBB基因在藏绵羊尾部脂肪组织中的表达量较高，但在哈萨克羊尾部脂肪组织中的表达量则显著下调。该结果表明，HBB基因可能在藏绵羊脂肪组织的基础代谢中具有重要功能。已有研究[20]表明，动物脂肪组织中脂类物质代谢过程会产生大量的活性氧类物质。而过氧化氢酶的主要作用是分解过氧化氢，从而阻止后者在生物体内进一步分解成有害的自由基。在本研究中，过氧化氢酶基因在哈萨克羊尾部脂肪中表达量升高，这可能是由于哈萨克羊尾部脂肪组织需要清除高度活跃的代谢过程所产生的大量过氧化氢。激素敏感酯酶(HSL)是动物体脂肪分解过程中的一个关键酶，其主要负责水解甘油三酯、甘油二酯以及胆固醇酯，HSL基因的缺失能导致甘油二酯在小鼠脂肪和肌肉组织中的堆积[21]，从而影响脂肪水解。本研究发现，HSL在哈萨克羊尾部脂肪组织中的表达量显著高于其在藏绵羊中的表达丰度，暗示着哈萨克羊肥脂尾中的脂肪分解比藏绵羊尾部脂肪中的代谢更为活跃。总的来说，与藏绵羊相比，在哈萨克羊尾部脂肪组织中显著上调的基因主要富集在脂肪代谢相关的生物学过程中，表明哈萨克羊尾部组织中脂肪代谢比藏绵羊中的脂肪代谢显著活跃。而下调表达的基因所富集的一些通路则与免疫过程相关。与Wang等[4]利用从头组装分析策略检测到的差异表达基因相比，本研究共检测到60个相同的上调表达基因，46个相同的下调表达基因。相同的上调表达基因包括THRSP、FMO3等，这些基因在肥臀尾绵羊的尾部脂肪沉积中的作用值得进一步研究。

可变剪接广泛存在于动物各种组织的基因表达过程中[22-23]，并被认为是导致动植物基因转录调控复杂性的一个重要原因。已有研究表明，动物脂肪组织中存在大量可变剪接并且是脂肪细胞分化的必要条件[24]，剪接因子 SRSF10基因的缺失将阻碍前脂肪细胞的分化，从而影响皮下白色脂肪的发育过程。可变剪接的发生与动物的肥胖和胰岛素抗性有密切关系[25]。例如， LPIN1基因的一种剪接体 LPIN1 α 主要在前脂肪细胞的分化中发挥作用，而另一种剪接体 LPIN1 β则会促进前脂肪细胞增殖[26]。本研究发现，与绵羊参考基因组相比， LPIN1 基因也存在可变剪接，其剪接类型为5′端可变剪接。本研究的结果表明，绵羊脂肪组织中存在着大量的可变剪接。在所检测到的不同类型可变剪接中，3′端可变剪接和外显子跳跃发生的比例最高，这与已有研究[24]相一致，另外，有多个基因(例如 C4)的可变剪接在 2 个品种脂肪组织中存在差异，表明可变剪接可能在不同尾型绵羊尾部脂肪沉积中发挥重要作用。但相关基因的可变剪接准确位置及形成的不同转录本作用还有待于通过试验进一步证实。

Reference：

[1] SAFDARIAN M,ZAMIRI M J,HASHEMI M,etal.Relationships of fat-tail dimensions with fat-tail weight and carcass characteristics at different slaughter weights of Torki-Ghashghaii sheep[J].MeatScience,2008,80(3):686-689.

[2] MORADI M H,NEJATI-JAVAREMI A,MORADI-SHA-HRBABAK M,etal.Genomic scan of selective sweeps in thin and fat tail sheep breeds for identifying of candidate regions associated with fat deposition[J].BMCGenetics,2012,13(1):1.

[3] 刘真,王慧华,刘瑞凿,等.不同尾型绵羊全基因组选择信号检测[J].畜牧兽医学报,2015,46(10):1721-1732.

LIU ZH,WANG H H,LIU R Z,etal.Genome-wide detection of selection signatures of distinct tail types in sheep populations[J].ChineseJournalofAnimalandVeterinarySciences,2015,46(10):1721-1732.(in Chinese with English abstract).

[4] WANG X L,ZHOU G X,XU X CH,etal.Transcriptome profile analysis of adipose tissues from fat and short-tailed sheep[J].Gene,2014,549(2):252-257.

[5] KIM D,PERTEA G,TRAPNELL C,etal.TopHat2:accurate alignment of transcriptomes in the presence of insertions,deletions and gene fusions[J].GenomeBioogyl,2013,14(4):R36.

[6] JIANG Y,XIE M,CHEN W B,etal.The sheep genome illuminates biology of the rumen and lipid metabolism[J].Science,2014,344(6188):1168-1173.

[7] TRAPNELL C,WILLIAMS B A,PERTEA G,etal.Transcript assembly and quantification by RNA-Seq reveals unannotated transcripts and isoform switching during cell differentiation[J].NatureBiotechnology,2010,28(5):511-515.

[8] BROOKS A N,YANG L,DUFF M O,etal.Conservation of an RNA regulatory map between Drosophila and mammals[J].GenomeResearch,2011,21(2):193-202.

[9] KATZ Y,WANG E T,AIROLDI E M,etal.Analysis and design of RNA sequencing experiments for identifying isoform regulation[J].NatureMethods,2010,7(12):1009-1015.

[10] SHEN S,PARK J W,LU Z X,etal.rMATS:robust and flexible detection of differential alternative splicing from replicate RNA-Seq data[J].ProceedingsoftheNationalAcademyofSciences,2014,111(51):E5593-5601.

[11] LIU R,LORAINE A E,DICKERSON J A.Comparisons of computational methods for differential alternative splicing detection using RNA-seq in plant systems[J].BMCBioinformatics,2014,15(1):364.

[12] ZHOU X X,WU W W,LI H,etal.Transcriptome analysis of alternative splicing events regulated by SRSF10 reveals position-dependent splicing modulation[J].NucleicAcidsResearch,2014,42(6):4019-4030.

[13] DE PAUW A,TEJERINA S,RAES M,etal.Mitochondrial (dys) function in adipocyte (de) differentiation and systemic metabolic alterations[J].TheAmericanJournalofPathology,2009,175(3):927-939.

[14] MEDINA-GMEZ G.Mitochondria and endocrine function of adipose tissue[J].BestPractice&ResearchClinicalEndocrinology&Metabolism,2012,26(6):791-804.

[15] CARRIRE A,FERMANDEZ Y,RIGOULET M,etal.Inhibition of preadipocyte proliferation by mitochondrial reactive oxygen species[J].FEBSLetters,2003,550(1/3):163-167.

[16] KAAMAN M,SPARKS L,VAN HARMELEN V,etal.Strong association between mitochondrial DNA copy number and lipogenesis in human white adipose tissue[J].Diabetologia,2007,50(12):2526-2533.

[17] HOTAMISLIGIL G S,BERNLOHR D A.Metabolic functions of FABPs—mechanisms and therapeutic implications[J].NatureReviewsEndocrinology,2015,11:592-605.

[18] WANG G D,FAN R X,ZHAI W,etal.Genetic convergence in the adaptation of dogs and humans to the high-altitude environment of the tibetan plateau[J].GenomeBiologyandEvolution,2014,6(8):2122-2128.

[19] KATZ Y,WANG E T,AIROLDI E M,etal.Analysis and design of RNA sequencing experiments for identifying isoform regulation[J].NatureMethods,2010,7(12):1009-1015.

[20] MATSUDA M,SHIMOMURA I.Increased oxidative stress in obesity:implications for metabolic syndrome,diabetes,hypertension,dyslipidemia,atherosclerosis,and cancer[J].ObesityResearch&ClinicalPractice,2013,7(5):e330-e341.

[21] HAEMMERLE G,ZIMMERMANN R,HAYN M,etal.Hormone-sensitive lipase deficiency in mice causes diglyceride accumulation in adipose tissue,muscle,and testis[J].JournalofBiologicalChemistry,2002,277(7):4806-4815.

[22] PAN Q,SHAI O,LEE L J,etal.Deep surveying of alternative splicing complexity in the human transcriptome by high-throughput sequencing[J].NatureGenetics,2008,40(12):1413-1415.

[23] THATCHER S R,ZHOU W,LEONARD A,etal.Genome-wide analysis of alternative splicing in Zea mays:landscape and genetic regulation[J].PlantCell,2014,26(9):3472-3487.

[24] LI H,CHENG Y M,WU W W,etal.SRSF10 regulates alternative splicing and is required for adipocyte differentiation[J].MolecularandCellularBiology,2014,34(12):2198-2207.

[25] KAMINSKA D,PIHLAJAMKI J.Regulation of alternative splicing in obesity and weight loss[J].Adipocyte,2013,2(3):143-147.

[26] PTERGY M,PHAN J,REUE K.Alternatively spliced lipin isoforms exhibit distinct expression pattern,subcellular localization,and role in adipogenesis[J].JournalofBiologicalChemistry,2005,280(38):32883-32889.

(责任编辑：顾玉兰 Responsible editor:GU Yulan)

Identification and Analysis of Differentially Expressed Genes and Alternative Splicing in Adipose Tissue from Tails between Kazak and Tibetan Sheep

TAO Haixi,LI Guilin and GUO Jiazhong

(College of Animal Science and Technology,Sichuan Agricultural University,Chengdu 611130,China)

This study aims to investigate the expression profiles and alternative splicing patterns of the genes expressed in the adipose from tails of Kazak (KS) and Tibetan (TS) sheep.Six two-year old unrelated adult individuals (three males and three females) for KS and TS breeds were randomly selected from a sheep farm located in Ningxia Autonomous Region,respectively.Total RNA from six sampled individuals of each breeds were extracted and mixed into a RNA-pool which was then used to construct the high-throughput sequencing library.A total of 19 genes showed high expression levels with more than 1 000 FPKM,such asADIPOQ,SPARC,andVIM.The most abundantly expressed transcripts which mainly included COX1,COX2.The ATP8 was mapped to 5 331-14 154 bp of the mitochondrial genome in both breeds,and the expression abundance of this transcript were 29 724.20 and 28 818.80 FPKM in KS and TS,respectively.The expression levels of FABP4 most highly expressed nuclear gene were 3 194.03 FPKM in KS breeds and 2 667.09 in TS breeds,respectively.Comparing TS group with KS group,a total of 627 differentially expressed genes (DEGs) were identified,including 221 up-regulated and 406 down-regulated genes.Notably,HBBshowed largest down-regulation expression change in the fat tail of Kazak sheep.GO enrichment analysis revealed that the up-regulated expressed genes in KS sheep were significantly related with fatty acid metabolism processes.In addition,we detected a total of 11 870 alternative splicing events in the two breed samples,of which 383 splicing events were significantly discrepant between the two breeds.The further studies for the differentially expressed genes and alternative splicing will better understand the molecular mechanisms underlying sheep fat-tail.

Fat-tail; Differentially expressed genes; Kazak sheep; Tibetan sheep; Transcriptome

TAO Haixi,male,master student.Research area:sheep and goat genetics and breeding.E-mail:thx0218@sina@qq.com

GUO Jiazhong,male,Ph.D,lecturer.Research area:sheep and goat genetics and breeding.E-mail:jiazhong.guo@sicau.edu.cn

日期：2017-03-03

网络出版地址：http://kns.cnki.net/kcms/detail/61.1220.S.20170303.0836.074.html

2016-04-26

2016-06-07

四川省教育厅项目(15ZB0005)。

陶海溪，男，硕士研究生，从事动物遗传育种研究。E-mail:thx0218@sina.com

郭家中，男，博士，讲师，主要从事草食家畜遗传育种研究。E-mail:jiazhong.guo@sicau.edu.cn

S826

1004-1389(2017)03-0342-08