幽门螺杆菌化学感受性受体的趋化功能

胡 荣，张 歌(综述)，薛晓英(审校)

(1.中国人民解放军白求恩国际和平医院健康管理中心，河北 石家庄 050082；2.河北医科大学第二医院放疗科，河北 石家庄 050000)

·综 述·

幽门螺杆菌化学感受性受体的趋化功能

胡 荣1，张 歌2(综述)，薛晓英2(审校)

(1.中国人民解放军白求恩国际和平医院健康管理中心，河北 石家庄 050082；2.河北医科大学第二医院放疗科，河北 石家庄 050000)

幽门螺杆菌；化学感受器；综述文献

幽门螺杆菌是一种呈螺旋状或S形、微需氧的革兰阴性杆菌，于20世纪80年代首次从胃黏膜活组织检查中分离出来。一直以来，胃内由于胃酸的原因呈现强酸性环境,不利于细菌生存，并且胃的蠕动也阻止了细菌在胃内的定植，导致长期以来人们认为胃内没有细菌存活[1]。但是，幽门螺杆菌进化出了趋化效应及鞭毛运动抵抗这种防御机制的能力，使其能够在胃中存活，且其感染率在发展中国家可达到70%～90%，在发达国家其感染率也高达25%～50%[2]。在1994年，幽门罗杆菌被WHO列为Ⅰ类致癌原，值得注意的是它也是唯一一个可以致癌的细菌[3]，与成人的性别、年龄无明显相关性，其感染的危险因素可能与职业、环境、水源、生活条件、教育水平等有关[4]。目前认为其是慢性胃炎、消化性溃疡、胃癌和胃MALT淋巴瘤等[5-6]的主要病因。幽门螺杆菌可以长期定植于胃，而在体外实验中，其在pH=2的环境中只能存活30 min[7]，这主要是因为幽门螺杆菌具有多个独立的酸性感受器[8]，其依靠自身的趋化系统感知周围环境中的pH值并迅速游走到适宜的环境。其对周围环境的感知主要有4个蛋白质化学感受器(TlpA、TlpB、TlpC、TlpD)接收纷繁复杂的输入信号，包括能量、尿素、酸、碳酸氢盐及精氨酸等，胞质内调节蛋白(Che)将膜传感蛋白所接受的化学刺激转变成有效的鞭毛运动信号。TlpA、TlpB、TlpC是存在于细胞膜的受体感受器，胞内有配体结构域，而TlpD无跨膜结构,完全是细胞内化学感受器。因此，研究幽门螺杆菌趋化黏附与定植功能对于治疗幽门螺杆菌相关性疾病至关重要。现就幽门螺杆菌趋化运动中的4种化学感受器的研究进展及其相关的临床应用前景综述如下。

1 化学感受性受体

1.1 TlpA TlpA的配体是精氨酸和碳酸氢盐。因此，感受碳酸氢盐可以帮助细菌寻找pH值中性的环境[9]。Worku等[10]通过实验发现精氨酸和碳酸氢盐是幽门螺杆菌的化学诱导物，其中精氨酸是幽门螺杆菌最强的化学诱导物之一。之后，Testerman等[11]在基础培养基中通过添加指定的氨基酸来培养幽门螺杆菌，发现精氨酸是幽门螺杆菌生存的必需氨基酸。表明幽门螺杆菌是通过细胞膜上的TlpA受体识别精氨酸与碳酸氢盐的，故TlpA与幽门螺杆菌寻找营养物质及中性生存环境有关。在体内实验中，Andermann等[12]构建了TlpA突变菌株，并与野生型共同感染宿主，结果证明TlpA突变株的定植能力明显低于野生型。表明TlpA在细菌定植中发挥了重要作用。因此，TlpA有望成为下一个靶标分子，用于阻断TlpA相关性感染定植通路，为治疗幽门螺杆菌感染提供方向。

1.2 TlpB TlpB是HsrA调控基因的产物[13]，其最重要的作用是可以与尿素结合感知环境pH值变化并作出反应。Croxen等[14]使用变异菌株在小鼠体内对幽门螺杆菌与pH值的关系进行了研究，通过设置不同的pH梯度，发现幽门螺杆菌对于强酸环境是排斥的。虽然大部分细菌都能感知环境中pH值的变化并作出反应，但是关于其具体分子机制的研究甚少。之后，Goers Sweeney等[15]发现，幽门螺杆菌可以通过与尿素结合，感知环境pH的变化，主要通过TlpB的胞膜侧的尿素结合域PAS，与尿素分子直接结合，且具有H+浓度依赖性；当TlpB的PAS区域突变，会引起细菌对H+的趋化作用下降，证明尿素是幽门螺杆菌识别环境pH值的关键分子。Huang等[16]进一步证明TlpB与尿素具有很高的亲和力，TlpB可以对极低浓度的尿素产生趋化作用，幽门螺杆菌需要自身尿素酶调控周围尿素浓度，故幽门螺杆菌可以感知结合又能消化尿素，保证周围尿素浓度保持在一个合适的范围内。TlpB与细菌感染定植方面的作用备受争议。Huang等[16]在动物体内证实TlpB突变菌株在感染时存在缺陷。同样，Croxen等[14]通过对4种化学感受器突变体进行逐一验证，发现TIpB突变时，细菌失去识别pH值及长期定植的能力，当恢复TIpB受体时，细菌定植、感染小鼠的能力重新出现。但是也有研究者得出相反的结论。Williams等[17]在小鼠体内接种TlpB突变菌株，无论是与野生菌共同感染，还是突变株单独感染宿主，发现其感染能力均没有变化，即未引起幽门螺杆菌定植障碍。不同亚型的幽门螺杆菌之间存在TlpB表达量的差异，主要由于5′非编码区存在翻译后修饰，但是这种差异是否影响定植，目前还不清楚[18]。因此，推测TlpB表达量的差异可能是动物体内幽门螺杆菌感染能力不同的原因。

1.3 TlpC TlpC的传入信号目前还不甚清楚，与目前没有一种生产纯化该结构域的方法有关。有学者研究出了从细胞质的传感复合体中高效提取纯化的TlpC的方法[19]。相信这对于今后TlpC通路的研究大有裨益。酸既可以是幽门螺杆菌的化学诱导剂，也可以是抑制剂，这与TLPC密切相关[20]。TlpC在幽门螺杆菌定植方面也发挥了重要作用，与TlpA一样，TlpC突变菌株与野生型共同感染宿主时，其竞争力明显低于野生型菌株，但是TlpC突变菌株没有竞争时也能成功感染小鼠，这也说明了TlpC在幽门螺杆菌趋化定植中的阳性作用[12]。

1.4 TlpD TlpD是幽门螺杆菌唯一一个细胞内趋化性受体，没有跨膜结构，主要通过与其他化学感受性受体以及CheW、CheV1、CheA相互作用而发挥功能。幽门螺杆菌可以感知环境中的pH值，Schweinitzer等[21]证明这一过程与TlpD相关，TlpD可能是一个能源传感器，可启动排斥反应，使幽门螺杆菌远离低电子传递的环境。Collins等[22]研究表明TlpD还可以产生自主的趋化信号复合物躲避活性氧带来的损伤，该受体可以在不依赖其他受体的情况下形成趋化信号复合物并介导抵抗氧化应激的反应，借此避免感染时宿主细胞产生的活性氧所造成的损害。值得一提的是，TlpD结构中存在一个锌指结构域，该结构在别的细菌蛋白的信号通路中很常见，但是在TlpD中的功能还不清楚，有待进一步研究[23]。在细菌定植方面，已证明TlpD突变会明显引起幽门螺杆菌定植障碍，但是在不同动物体内，幽门螺杆菌定植功能缺陷的主要部位不同，小鼠体内TlpD突变主要导致幽门螺杆菌定植于胃窦部障碍，而在沙鼠体内TlpD突变使幽门螺杆菌在胃体、胃窦部定植均发生障碍[24]，造成这种差异的原因可能与宿主及幽门螺杆菌基因等有关。

此外，TlpA和TlpD是2个独立的酸性感受器，可以对周围环境中毫微摩尔级的氢离子变化作出反应。TlpD介导幽门螺杆菌对碱性环境的趋向性，但这一过程可被TlpB抑制。Aihara等[25]发现幽门螺杆菌可以在胃的损伤部位优先定植，且可以干扰损伤的修复过程，趋化性在胃损伤部位的优先定植方面起着重要作用，这可能与其对pH值的感受相关，涉及多个感受器。这些现象表明各化学感受器并非完全独立起作用，它们之间可能还存在某些必要的联系。

2 化学感受性受体研究的临床应用

幽门螺杆菌的鞭毛运动、黏附分子、毒素及尿素酶等使其具有极强的致病能力，与人体多种疾病的发生有着密切的联系，如心脑血管疾病(冠心病、缺血性脑卒中)、血液系统疾病(缺铁性贫血、特发性血小板减少性紫癜)、皮肤病、糖尿病、咽喉部肿瘤，尤其是消化系统相关疾病，如食管癌、胃癌、慢性胃炎等；流行病学调查显示幽门螺杆菌的高阳性率基本显示与胃内病变的一致性，数年内的感染多数仅能引起轻度的浅表性胃炎；但数十年的长期慢性感染易出现糜烂、疣状胃炎、萎缩性胃炎甚至胃肿瘤等[4]。因此，幽门螺杆菌感染后有效、及时的治疗显得至关重要。值得注意的是，幽门螺杆菌没有单独药物可以狙杀，即使在今天，胃病也达不到100%的治愈率。一方面，幽门螺杆菌本身与人类进化共生，进化出了一系列的生存机制，它藏身于胃的黏液层下面、胃上皮细胞表面，经血液给药对其无效，口服给药又因为胃酸环境、黏液层的屏障及胃的不断排空作用，使药物难以充分发挥疗效；另一方面，由于治疗方式的问题难以取得良好的依从性(如不按要求完成疗程、不定时服药、减少药量等)，均可导致根除治疗失败。现幽门螺杆菌的根治多采用含质子泵抑制剂在内的四联疗法或三联疗法，但是随着抗生素的滥用，幽门螺杆菌的耐药性不断加强，现有的治疗方案有时候很难达到理想的治疗效果。此外，目前的一些研究结果也对传统的治疗方案提出了挑战。有实验表明某些幽门螺杆菌发生突变导致TlpA和TlpD(ΔtlpAD)缺失，从而不能对酸性环境的变化作出及时的反应，使其难以在小鼠模型的胃内定植[8]。然而，用奥美拉唑处理动物模型减少胃酸的产生后可一定程度上改善这种表现。胃酸不仅影响总体细菌密度，还可以影响其在胃腺上皮内的定植分布。在用奥美拉唑处理过的实验动物中，其胃腺感染的细菌数及细菌的定植率均有所增加。这一结果似乎对目前标准治疗方案有所冲突。吴盛海等[26]采用PCR技术扩增幽门螺杆菌cheA和cheY基因，克隆后测序并构建目的基因原核表达系统，获得对应的目的重组蛋白rCheA以及rCheY，之后用rCheA和rCheY免疫家兔获得相关IgG抗体，从而特异性封闭二元信号传导系统影响细菌趋化、感染。陈翠萍等[27]通过动物实验得到一种IgY抗体，试图通过口服该抗体达到根治幽门螺杆菌的目的，这一抗体主要针对的是可致细胞空泡化的毒性蛋白，猜测可能为空泡毒素及尿素酶的抗体，实验结果表明IgY可中和幽门螺杆菌的蛋白毒素，阻断蛋白毒素对上皮细胞的毒素活性，达到根除或减轻幽门螺杆菌感染的效果，并且早期可阻止幽门螺杆菌在胃黏膜的定植，值得关注的是IgY虽然在胃液酸性环境中能被胃蛋白酶降解形成(Fab)2片段，但可能并未失去中和抗原的活性，这一实验为幽门螺杆菌的治疗提供了另一条新思路。但目前有关研究尚无突破性进展，指导临床治疗尚需时日。

目前认为幽门螺杆菌感染是慢性胃炎、消化性溃疡、胃癌和胃MALT淋巴瘤等[5-6]的主要病因。而根除幽门螺杆菌已成为消化性溃疡、低级别胃黏膜相关淋巴组织淋巴瘤等的一线治疗，并给患者带来治愈的希望。然而，目前推荐用于根除幽门螺杆菌的一线治疗药物耐药率逐年攀升，有研究表明幽门螺杆菌对甲硝唑耐药率为45.35%，对阿莫西林耐药率为22.09%，对克拉霉素的耐药率为25.58%，对替硝唑的耐药率为3.49%，对利福平的耐药率为2.33%[28]。20%～30%的患者根除幽门螺杆菌失败，由此而带来的医疗支出大幅度增加[29]。积极从新的角度探索出有效的解决方案就显得至关重要。因此，深入探索幽门螺杆菌感染的详细机制成为焦点。

综上所述，根据目前关于幽门螺杆菌化学感受性受体的研究现状初步认为，幽门螺杆菌通过趋化系统定位及运动功能，定植于胃上皮附近。其中4个蛋白质化学感受器是感知外界环境信号(包括能量、尿素、酸、碳酸氢盐及精氨酸等)变化的第一站，也是趋化作用的关键因子。TlpA、TlpC、TlpD突变可引起细菌感染、定植功能障碍，而TlpB突变的影响还存在争议。幽门螺杆菌的常规治疗疗效并不理想，在强调精准医疗的当下，针对其趋化系统的靶向治疗具有广阔的前景，由于细菌的致病是一个连续而复杂的过程，随着研究的进一步深入及幽门螺杆菌致病机制的逐步清晰，相信幽门螺杆菌相关性疾病会得到明显改善。

[1] Yang I,Nell S,Suerbaum S. Survival in hostile territory:the microbiota of the stomach[J]. FEMS Microbiol Rev，2013，37(5):736-761.

[2] Lv Z,Wang B,Zhou X,et al. Efficacy and safety of probiotics as adjuvant agents for Helicobacter pylori infection:a meta-analysis[J]. Exp Ther Med,2015,9(3):707-716.

[3] 王盖昊，戴妃，赵红珍，等.幽门螺杆菌致病机制的分子免疫学研究进展[J].中华医学杂志，2016，96(44):3609-3613.

[4] 张万岱，胡伏莲，萧树东，等.中国自然人群幽门螺杆菌感染的流行病学调查[J].现代消化及介入诊疗,2010，15(5):265-270.

[5] Beltrán-Anaya FO,Poblete TM,Román-Romn A,et al. The EPIYA-ABCC motif pattern in CagA of Helicobacter pylori is associated with peptic ulcer and gastric cancer in Mexican population[J]. BMC Gastroenterol,2014,14:223.

[6] Bartfeld S,Bayram T,van de Wetering M,et al. In vitro expansion of human gastric epithelial stem cells and their responses to bacterial infection[J]. Gastroenterology，2015，148(1):126-136，e6.

[7] Schreiber S,Bücker R,Groll C,et al. Rapid loss of motility of Helicobacter pylori in the gastric lumen in vivo[J]. Infect Immun，2005，73(3):1584-1589.

[8] Huang JY,Goers Sweeney E,Guillemin K,et al. Multiple Acid Sensors Control Helicobacter pylori Colonization of the Stomach[J]. PLoS Pathog,2017,13(1):e1006118.

[9] Salama NR,Hartung ML,Müller A. Life in the human stomach:persistence strategies of the bacterial pathogen Helicobacter pylori[J]. Nat Rev Microbiol,2013,11(6):385-399.

[10] Worku ML,Karim QN,Spencer J,et al. Chemotactic response of Helicobacter pylori to human plasma and bile[J]. J Med Microbiol,2004,53(Pt 8):807-811.

[11] Testerman TL,Conn PB,Mobley HL,et al.Nutritional requirements and antibiotic resistance patterns of Helicobacter species in chemically defined media[J]. J Clin Microbiol,2006,44(5):1650-1658.

[12] Andermann TM,Chen YT,Ottemann KM. Two predicted chemoreceptors of Helicobacter pylori promote stomach infection[J]. Infect Immun,2002,70(10):5877-5881.

[13] Olekhnovich IN1,Vitko S,Valliere M,et al. Response to metronidazole and oxidative stress is mediated through homeostatic regulatorHsrA(HP1043)in Helicobacter pylori[J]. J Bacteriol,2014,196(4):729-739.

[14] Croxen MA,Sisson G,Melano R,et al. The Helicobacter pylori chemotaxis receptor TlpB(HP 0103) is required for pH taxis and for colonization of the gastric mucosa[J]. J Bacteriol,2006,188(7):2656-2665.

[15] Goers Sweeney E,Henderson JN,Goers J,et al. Structure and proposed mechanism for the pH-sensing Helicobacter pylori chemoreceptor TlpB[J]. Structure,2012,20(7):1177-1188.

[16] Huang JY,Sweeney EG,Sigal M,et al. Chemodetection and Destruction of Host Urea Allows Helicobacter pylori to Locate the Epithelium[J]. Cell Host Microbe,2015,18(2):147-156.

[17] Williams SM,Chen YT,Andermann TM,et al. Helicobacter pylori chemotaxis modulates inflammation and bacterium-gastric epithelium interactions in infected mice[J]. Infect Immun,2007,75(8):3747-3757.

[18] Pernitzsch SR,Tirier SM,Beier D,et al. A variable homopolymeric G-repeat defines small RNA-mediated posttranscriptional regulation of a chemotaxis receptor in Helicobacter pylori[J]. Proc Natl Acad Sci U S A,2014,111(4):E501-510.

[19] Liu YC,Roujeinikova A. Expression,refolding,purification and crystallization of the sensory domain of the TlpC chemoreceptor from Helicobacter pylori for structural studies[J]. Protein Expr Purif,2015,107:29-34.

[20] Sanders L,Andermann TM,Ottemann KM. A supplemented soft agar chemo,taxis assay demonstrates the Helicobacter pylori chemotactic response to zinc and nickel[J]. Microbiology,2013,159(Pt 1):46-57.

[21] Schweinitzer T,Mizote T,Ishikawa N,et al. Functional characterization and mutagenesis of the proposed behavioral sensor TlpD of Helicobacter pylori[J]. J Bacteriol,2008,190(9):3244-3255.

[22] Collins KD,Andermann TM,Draper J,et al. The Helicobacter pylori CZB Cytoplasmic Chemoreceptor TlpD Forms an Autonomous Polar Chemotaxis Signaling Complex That Mediates a Tactic Response to Oxidative Stress[J]. J Bacteriol,2016,198(11):1563-1575.

[23] Draper J,Karplus K,Ottemann KM. Identification of a chemoreceptor zinc-binding domain common to cytoplasmic bacterial chemoreceptors[J]. J Bacteriol,2011,193(17):4338-4345.

[24] Behrens W,Schweinitzer T,Bal J,et al. Role of energy sensor TlpD of Helicobacter pylori in gerbil colonization and genome analyses after adaptation in the gerbil[J]. Infect Immun,2013,81(10):3534-3551.

[25] Aihara E,Closson C,Matthis AL，et al. Motility and chemotaxis mediate the preferential colonization of gastric injury sites by Helicobacter pylori[J]. PLoS Pathog,2014,10(7):e1004275.

[26] 吴盛海,徐丽慧,严杰,等.幽门螺杆菌cheA和cheY基因表达及其产物与细菌趋化的相关性[J].中华微生物学和免疫学杂志，2009，29(12):1099-1103.

[27] 陈翠萍，杨朝晖，王永谦.IgY抗体在体外和体内对幽门螺杆菌作用的研究[J].中华微生物学和免疫学杂志，2002，22(1):37-40.

[28] 卢成跃，林玉媚.幽门螺杆菌对6种抗生素的耐药性研究[J].河北医科大学学报，2010，34(4):438-439.

[29] Hanafi A,Lee WC,Loke MF,et al. Molecular and proteomic analysis of levofloxacin and metronidazole resistant helicobacter pylori[J]. Front Microbiol,2016,7:2015.

(本文编辑：赵丽洁)

2017-04-10；

2017-04-27

胡荣(1961-)，女，山西孝义人，中国人民解放军白求恩国际和平医院副主任护师，医学学士，从事健康管理研究。

R377

A

1007-3205(2017)06-0741-04

10.3969/j.issn.1007-3205.2017.06.030