玫瑰痤疮发病的免疫机制研究进展

李明凤 蒋 娟

·综述·

玫瑰痤疮发病的免疫机制研究进展

李明凤 蒋 娟

与玫瑰痤疮发生发展有关的因素包括免疫反应、微生物的增多以及神经血管功能失调等。免疫学发病机制涉及固有免疫反应异常，包括皮损处LL-37、KLK5、TLR2表达的增多、炎性体的活化以及肥大细胞的参与等，适应性免疫机制也参与其致病过程，本文对玫瑰痤疮发病的免疫机制研究进展进行综述。

玫瑰痤疮； 免疫

玫瑰痤疮，又称酒渣鼻，是常见的面部炎症性皮肤病。国外报道发病率在0.09%～22%[1]，面中部一过性或持续性红斑、毛细血管扩张、丘疹、脓疱以及鼻赘，可伴有不同程度的皮肤敏感性增高、干燥、脱屑、刺痛及烧灼感等。玫瑰痤疮有4种主要分型：红斑毛细血管扩张型，丘疹脓疱型，鼻赘型和眼型。本病确切的病因及发病机制尚未完全阐明，研究发现在内外界诱因作用下，机体可出现免疫反应调节异常及神经血管功能失调，从而诱发或加重玫瑰痤疮。本文主要阐述免疫机制在其致病过程中的作用。

1 固有免疫在玫瑰痤疮发病中的作用

1.1 LL-37 皮肤是人体重要的免疫器官，通过多种物理、生化、分子防御机制，对外界环境和病原体形成保护性生理屏障。抗微生物多肽(Antimicrobial peptides，AMPs)是固有免疫系统的重要成分。抗菌肽(Cathelicidin)是人类AMPs家族的成员，主要存在于角质形成细胞的板层体和中性粒细胞的颗粒中，在正常皮肤中表达极低，但皮肤受伤或感染后显著高表达。hCAP18是抗菌肽基因编码的初产物，被丝氨酸蛋白酶水解后，可释放出有抗菌活性的C端片段。因该C端肽含有37个氨基酸残基，且其N端起始处为两个亮氨酸(L)，故称之为LL-37。LL-37除具有杀菌作用外，还有免疫调节性能，促进细胞因子、趋化因子的释放，诱导血管生成等[2]。

Yamasaki等[3]研究显示，玫瑰痤疮患者皮损中抗菌肽的水平远高于健康对照组。原位杂交发现，玫瑰痤疮皮损中抗菌肽mRNA的水平较正常皮肤升高。注射LL-37至小鼠皮肤，可出现玫瑰痤疮样炎性皮损。故LL-37被认为是玫瑰痤疮发病过程中的关键免疫调节分子。LL-37通过活化G蛋白偶联受体FPRL1趋化中性粒细胞、单核细胞、T细胞，并可通过FPRL1信号诱导血管生成。此外，LL-37还可通过反式激活表皮生长因子受体(EGFR)，促进角质形成细胞迁移，诱导血管内皮生长因子(VEGF)合成，发挥血管扩张和血管新生效应[2]。玫瑰痤疮患者皮损中VEGF呈高表达且受LL-37调节，发挥血管活性和白细胞趋化活性[4]的作用。因此，LL-37通过上述两种信号通路诱发血管内皮细胞的改变，可部分解释玫瑰痤疮病程中的血管扩张及血管新生效应。

表皮角质形成细胞抗菌肽的表达可由维生素D依赖性和维生素D非依赖性途径调节。维生素D的活性形式1,25(OH)2D3可通过抗菌肽基因启动子中的维生素D反应元件，直接诱导角质形成细胞和中性粒细胞抗菌肽的产生[5]。Ekiz等[6]发现维生素D在玫瑰痤疮患者血清中浓度升高。此外，Park等[7]研究发现维生素D非依赖性途径，即内质网应激途径，也可调节抗菌肽的表达。内质网应激上调强效的1-磷酸鞘氨醇S1P的表达，进而激活NF-κB、C/EBPα，诱导抗菌肽生成。在分子水平上，玫瑰痤疮的临床诱发因素均可视作内质网应激物。Melnik[8]认为，内质网应激可弥补维生素D依赖途径的不足，比如在紫外线不足的冬季维生素D依赖性途径受抑制时，内质网应激增加抗菌肽的生成，拮抗微生物感染及外界损伤。

1.2 激肽释放酶5(KLK5) KLK5是丝氨酸蛋白酶家族的成员，它是将表皮中hCAP18水解成有活性抗菌肽的关键酶。KLK5数量和生物活性程度的增加可导致抗菌肽的表达及活性增加，从而在免疫反应中发挥作用。

Yamasaki等[3]研究发现，与正常皮肤相比，KLK5在玫瑰痤疮患者的皮损中高表达，其与抗菌肽共同存在于表皮颗粒层和角质层中。玫瑰痤疮免疫活性的增加与表皮中丝氨酸蛋白酶活性增加有关。当小鼠编码丝氨酸蛋白酶抑制剂的基因缺陷时，其KLK5活性增加，且抗菌肽表达及活性亦增加。给小鼠皮肤注射KLK5后，野生型小鼠可出现炎细胞浸润和红斑，并伴随抗菌肽的增加。此过程依赖抗菌肽的存在，抗菌肽基因缺陷的小鼠在注射KLK5后极少出现炎细胞浸润。

阻断KLK5活性或其基因表达的药物可减少LL-37的生成，从而可部分阻断与其临床症状有关的炎症级联反应。局部使用壬二酸和口服多西环素可分别直接和间接抑制KLK5的活性[9]，改善临床症状。因此，下调KLK5的活性或数量，将会抑制下游的免疫反应，KLK5是临床药物干预可选择的靶点。

1.3 Toll样受体2(TLR2) TLR2属于模式识别受体，主要表达在角质形成细胞、巨噬细胞、肥大细胞的细胞膜上[10]。TLR2通过特异性识别病原体相关分子模式(PAMPs)和损伤相关分子模式(DAMPs)而触发级联信号，导致促炎细胞因子、趋化因子和AMPs的释放[2]。这些级联信号包括关键的转录因子NF-κB，它可促进细胞因子、趋化因子、黏附分子的基因表达。

Yamasaki等[11]进行的另一项研究证实，玫瑰痤疮患者皮损中TLR2 mRNA表达显著高于健康对照组。此外，TLR2可通过钙依赖性途径促进的KLK5的释放，而后者进一步增加LL-37的表达。TLR2引起的多种免疫反应导致机体对微生物或环境刺激的敏感性增加，与玫瑰痤疮患者皮肤高敏感性相符。

TLR2是固有免疫反应关键的驱动因子，在整个炎症级联反应中发挥重要作用。目前已知角质形成细胞抗菌肽的转录受维生素D的调节，TLR2通过诱导酶Cyp27B1的表达，使更多的无活性25(OH)D3转变成有活性的1,25(OH)2D3，进而使抗菌肽表达增加[12]。

1.4 NLRP3炎性体 玫瑰痤疮免疫反应中的NOD样受体蛋白3(NOD-like receptor protein 3，NLRP3)炎性体是免疫复合体，主要包括NLRP3、半胱天冬酶-1(caspase-1)和凋亡相关斑点样蛋白(ASC)。其中，NLRP3也是一种模式识别受体，在胞内与TLR2对应，主要存在于角质形成细胞和巨噬细胞的胞质中，可被多种组织损伤或病原体相关的信号激活[13]。炎性体活化后，caspase-1可将无活性前体IL-1β分解成有活性的IL-1β，后者是具有血管活性的免疫调节分子和促炎因子。

Salzer等[14]研究发现，紫外线通过活化炎性体诱导IL-1β的释放，当给培养的角质形成细胞加入LL-37后，IL-1β的释放过程显著增强，证实了LL-37可通过炎性体的活化，增加IL-1β的释放。当LL-37与IL-1β共存时，二者协同发挥血管活性作用，毛细血管的再生较二者单独存在时更为明显。实验前后炎性体的表达无改变，因此认为调节IL-1β释放的是炎性体的活性而非数量。

Casas等[15]研究发现，玫瑰痤疮患者的炎性体相关基因NLRP3、CASP-1及下游产物IL-1β高表达，而ASC及IL-18表达下调。活化的IL-1β可诱导IL-8、TNF、COX-2增加。其中，IL-8是强效的中性粒细胞趋化因子，主要参与脓疱形成；TNF介导炎症放大，主要参与产热及丘疹形成；COX-2介导PGE2的合成从而引起痛觉；三者还可共同发挥下游血管效应[16]。因此，炎性体在玫瑰痤疮的炎症环路中，诱导下游多种免疫分子的活化和释放，发挥促炎症及血管活性的致病作用。

1.5 肥大细胞 有研究表明LL-37可诱导肥大细胞趋化、脱颗粒、促炎因子释放，从而产生炎症、血管扩张等效应[17]。Muto等[18]将外源LL-37分别注射到肥大细胞KitW-sh基因缺陷型小鼠和野生型小鼠，发现与野生型小鼠表现不同，肥大细胞KitW-sh基因缺陷型小鼠并未出现炎症。然而，当给肥大细胞KitW-sh基因缺陷型小鼠重组野生型小鼠的肥大细胞KitW-sh基因，随后注射LL-37，炎症即产生。体外实验显示，肥大细胞可诱导角质形成细胞KLK5的产生；LL-37作用于肥大细胞后，能促进基质金属蛋白酶9(MMP-9)和IL-6的释放。因此，肥大细胞参与到LL-37驱动的炎症活化环中，发挥其致病作用。

此外肥大细胞还可被神经肽活化，释放组胺、类胰蛋白酶和MMP。其中，组胺可引起血管扩张；类胰蛋白酶是成纤维细胞的趋化因子，与MMP共同参与到玫瑰痤疮的皮肤纤维化过程中[19]。故肥大细胞亦在神经血管失调机制中发挥作用。

与使用安慰剂的对照组相比，使用肥大细胞膜稳定剂色甘酸钠的实验组，患者玫瑰痤疮样的炎症反应被抑制，MMP的活性显著下降，红斑减轻[18]。这与治疗后组胺释放减少、MMP活性下调可能有关。另有研究证明，多西环素可直接抑制MMP的活性[20]从而发挥治疗作用。因此，玫瑰痤疮发病机制中肥大细胞相关的分子机制也可能成为药物研究的方向。

2 适应性免疫在玫瑰痤疮发病中的作用

既往人们对适应性免疫在玫瑰痤疮发病中的作用研究较少。Brown等[21]研究发现，玫瑰痤疮皮损的细胞浸润亦包括大量的T细胞和B细胞，提示适应性免疫异常的潜在致病作用。

2.1 T细胞 研究发现，玫瑰痤疮患者皮损中免疫细胞浸润以CD4+T细胞为主[21,22]，CD4：CD8达2.8∶1。由于IL-18是CD8+T细胞的关键调节因子，因此，玫瑰痤疮皮损处炎性体成分ASC以及IL-18表达的下调，可能是导致CD8+T细胞表达下调的原因之一。

Buhl等[22]通过转录组分析发现，玫瑰痤疮患者的Th1细胞因子IFN-γ、TNFα相关基因，以及Th17细胞因子IL-17A、IL-22相关基因普遍高表达。IFN-γ高表达可使巨噬细胞活化增加，表明CD4+T细胞亚群和固有免疫之间存在相互联系。此外，LL-37可增强Th1、Th17细胞因子对IL-8的诱导[16]，从而促进中性粒细胞趋化，产生炎症反应，这一效应也进一步支持了固有免疫与适应性免疫之间的紧密联系。值得一提的是，近来有研究证实IL-17A和IL-22亦可诱导角质形成细胞LL-37的表达[23]。

2.2 B细胞 B细胞在所有玫瑰痤疮类型中均可出现，在其他疾病模型中B细胞可通过TLR信号通路调节皮肤纤维化，但其在玫瑰痤疮中的作用尚不清楚[16]。TLR可诱导B细胞对自身抗原高反应，玫瑰痤疮皮损处浆细胞明显活化，且抗体产生显著增加，推测浆细胞可能对未知抗原反应产生抗体，至于未知抗原是自身抗原还是微生物成分如蠕形螨，则需进一步的研究探讨。

3 结语

玫瑰痤疮的发病机制十分复杂，其中免疫调节机制发挥了重要作用。在诱发因素作用下，免疫调节分子和免疫细胞通过不同途径活化，引发一系列炎症级联反应，包括释放炎性细胞因子、趋化因子，诱导血管生成等，从而导致疾病的发生。因其免疫调节网络庞大，涉及的因子较多，因此明确其发病机制将有助于治疗靶点的选择，更好地指导临床治疗。

[1] Spoendlin J, Voegel JJ, Jick SS, et al. A study on the epidemiology of rosacea in the UK[J]. Br J Dermatol,2012,167(3):598-605.

[2] Margalit A, Kowalczyk MJ, Zaba R, et al. The role of altered cutaneous immune responses in the induction and persistence of rosacea[J]. J Dermatol Sci,2016,82(1):3-8.

[3] Yamasaki K, Di Nardo A, Bardan A, et al. Increased serine protease activity and cathelicidin promotes skin inflammation in rosacea[J]. Nature Medicine,2007,13(8):975-980.

[4] Smith JR, Lanier VB, Braziel RM, et al. Expression of vascular endothelial growth factor and its receptors in rosacea[J]. Br J Ophthalmol,2007,91(2):226-229.

[5] Roby KD, Di Nardo A. Innate immunity and the role of the antimicrobial peptide cathelicidin in inflammatory skin disease[J]. Drug Discovery Today: Disease Mechanisms,2013,10(3-4):e79-e82.

[6] Ekiz O, Balta I, Sen BB, et al. Vitamin D status in patients with rosacea[J]. Cutan Ocul Toxicol,2014,33(1):60-62.

[7] Park K, Ikushiro H, Seo HS, et al. ER stress stimulates production of the key antimicrobial peptide, cathelicidin, by forming a previously unidentified intracellular S1P signaling complex[J]. Proc Natl Acad Sci USA,2016,113(10):1334-1342.

[8] Melnik B. Rosacea: The blessing of the celts-an approach to pathogenesis through translational research[J]. Acta Dermato Venereologica, 2016,96(2):147-156.

[9] Coda AB, Hata T, Miller J, et al. Cathelicidin, kallikrein 5, and serine protease activity is inhibited during treatment of rosacea with azelaic acid 15% gel[J]. J Am Acad Dermatol,2013,69(4):570-577.

[10] Miller LS. Toll-like receptors in skin[J]. Advances in Dermatology,2008,24:71-87.

[11] Yamasaki K, Kanada K, Macleod DT, et al. TLR2 expression is increased in rosacea and stimulates enhanced serine protease production by keratinocytes[J]. J Invest Dermatol,2011,131(3):688-697.

[12] Liu PT, Stenger S, Li H, et al. Toll-like receptor triggering of a vitamin D-mediated human antimicrobial response[J]. Science,2006,311(5768):1770-1773.

[13] Contassot E, Beer HD, French LE. Interleukin-1, inflammasomes, autoinflammation and the skin[J]. Swiss Med Wkly,2012,142,(5):13590.

[14] Salzer S, Kresse S, Hirai Y, et al. Cathelicidin peptide LL-37 increases UVB-triggered inflammasome activation: Possible implications for rosacea[J]. J Dermatol Sci,2014,76(3):173-179.

[15] Casas C, Paul C, Lahfa M, et al. Quantification of Demodex folliculorum by PCR in rosacea and its relationship to skin innate immune activation[J]. Exp Dermatol,2012,21(12):906-910.

[16] Holmes AD, Steinhoff M. Integrative concepts of rosacea pathophysiology, clinical presentation, and new therapeutics[J]. Exp Dermatol, 2017,26 (8):659-667.

[17] Schiemann F, Brandt E, Gross R, et al. The cathelicidin LL-37 activates human mast cells and is degraded by mast cell tryptase: counter-regulation by CXCL4[J]. J Immunol,2009,183(4):2223-2231.

[18] Muto Y, Wang Z, Vanderberghe M, et al. Mast cells are key mediators of cathelicidin-initiated skin inflammation in rosacea[J]. J Invest Dermatol,2014,134(11):2728-2736.

[19] Schwab VD, Sulk M, Seeliger S, et al. Neurovascular and neuroimmune aspects in the pathophysiology of rosacea[J]. J Investig Dermatol Symp Proc,2011,15(1):53-62.

[20] Kanada KN, Nakatsuji T, Gallo RL. Doxycycline indirectly inhibits proteolytic activation of tryptic kallikrein-related peptidases and activation of cathelicidin[J]. J Invest Dermatol,2012,132(5):1435-1442.

[21] Brown TT, Choi EK, Thomas DG, et al. Comparative analysis of rosacea and cutaneous lupus erythematosus: Histopathologic features, T-cell subsets, and plasmacytoid dendritic cells[J]. J Am Acad Dermatol,2014,71(1):100-107.

[22] Buhl T, Sulk M, Nowak P, et al. Molecular and morphological characterization of inflammatory infiltrate in rosacea reveals activation of Th1/Th17 pathways[J]. J Invest Dermatol,2015,135(9):2198-2208.

[23] Sakabe J, Umayahara T, Hiroike M, et al. Calcipotriol increases hCAP18 mRNA expression but inhibits extracellular LL37 peptide production in IL-17/IL-22-stimulated normal human epidermal keratinocytes[J]. Acta Dermato Venereologica,2014,94(5):512-516.

(收稿：2017-03-02 修回：2017-03-21)

Updateofimmunemechanismofrosacea

LIMingfeng,JIANGJuan.

InstituteofDermatology,ChineseAcademyofMedicalSciencesandPekingUnionMedicalCollege,Nanjing210042,China

JIANGJuan,E-mail:drjjiang@vip.163.com

The pathogenesis of rosacea includes immune responses, increasing of microorganisms and neurovascular dysfunction. Immune responses associated with rosacea include aberrant innate immune responses such as the increasing level of LL-37, KLK5 and TLR2，the activation of inflammasome and mast cell. In addition, adaptive immune mechanism is also involved in the progression of rosacea. The immune mechanism of rosacea is reviewed in this paper.

rosacea; immunity

中国医学科学院北京协和医学院皮肤病研究所，南京，210042

蒋娟，E-mail: drjjiang@vip.163.com