螺旋藻形态建成研究进展
2016-04-11王福双董世瑞王素英
王福双 董世瑞 王素英
(天津商业大学生物技术与食品科学学院 天津市食品生物技术重点实验室,天津 300134)
螺旋藻形态建成研究进展
王福双 董世瑞 王素英
(天津商业大学生物技术与食品科学学院 天津市食品生物技术重点实验室,天津 300134)
螺旋藻形态变化是藻种衰退的表现,衰退的藻种产量下降,且不易于采集。同时,螺旋藻形态易变也给螺旋藻的分类和鉴定增加了难度。因此,研究螺旋藻形态建成机理在螺旋藻应用前景上具有重要价值。综述了国际上在螺旋藻形态建成方面的最新进展,总结了光照、温度、pH等对螺旋藻形态建成的影响,初步分析了螺旋藻形态建成机理,展望了应用新一代蛋白组学技术结合基因组学分析不同条件下螺旋藻形态建成机理。
螺旋藻;形态建成;蛋白质组;基因组
螺旋藻(Spirulina)在生长发育过程中会受到各种不利环境条件的影响,其形态易受外界环境的胁迫发生改变,并伴随着生理学、营养学、遗传学、蛋白质组学等方面的相应变化[1-5]。螺旋藻形态发生变异后,严重影响螺旋藻资源的开发利用。因此,探讨螺旋藻形态建成成为重要的研究方向。为此,国内为众多学者对螺旋藻形态建成机理进行了探索,并取得了有意义的成果。本文对影响螺旋藻形态建成因素做了详细介绍,重点概述了近年来众多学者对螺旋藻形态建成机理进行探索的最新进展。
1 影响螺旋藻形态建成因素
Florence Rich在肯尼亚的一个盐水胡中发现了多种形态的钝顶螺旋,可见同种螺旋藻在同一个环境下藻体形态存在差异。Geitler[6]对螺旋藻进行分类过程中也发现钝顶螺旋藻的形态具有多样性。van Eykelenburg[7]发现在固体培养基中,螺旋藻藻丝体的螺旋度较小,但加入水后螺旋度恢复正常。汪志平[2]发现静置培养下的螺旋藻比在通气培养或搅拌培养下形态更易变化。藻类专家van Eykelenburg发现螺旋藻藻丝体的形态会在较短时间内因环境因子的改变而发生变化[8]。之后一些学者也发现,螺旋藻在培养过程中,藻丝体形态会受到光照、温度、pH、盐度、营养条件等诸多因素的影响,出现藻丝体螺旋度和长度不等的弯曲,甚至转变为直线型[9-11]。目前,对影响螺旋藻形态建成的因素进行了研究。
1.1光照对螺旋藻形态建成的影响
光是螺旋藻生长发育最重要的环境因素之一,螺旋藻具有较强的光敏感性,为此,众多学者对光照强度对螺旋藻形态建成进行探讨[12,13]。螺旋藻通过光合作用将光能转化为化学能储存在机体内,同时,藻细胞通过细胞壁上的受体感受光能信号,通过信号转导来调节相关基因和蛋白的表达,进而调控细胞内的环境,最终实现螺旋藻形态建成[14]。Terzaghi等[15]也认为光作为一种信号,可以激发光合生物体内的光受体,并通过一系列信号传导和放大过程,使生物体从基因到蛋白质,再到细胞代谢都发生改变。Cao等[16]发现高强度光照对藻体光合系统II有损伤。在此基础上,夏蕊琪[17]在研究中对不同光照强度下藻丝体上浮性、光合色素含量、藻蓝蛋白含量等生理指标进行测定,同时发现藻丝体螺旋度与光照强度呈正相关,随着光照强度的增加,藻丝体的螺旋度增大,藻丝之间出现聚集现象,藻丝体通过降低上浮性,减小光照。高光照强度能够缩短螺旋藻的生长周期,使藻丝体快速进入老化阶段,而低光照强度更适合新生态藻丝体生长,并且新生态藻丝体光合色素含量比成熟藻丝体多[18]。吴红艳等[19]发现阳光UV辐射能够改变螺旋藻藻丝结构并导致藻丝体断裂,但短时间内对高浓度螺旋藻进行处理,藻丝不会发生显著变化。进一步研究发现,将高培养浓度(OD560=0.3)的螺旋藻辐射10 h,发现藻丝体并未发生断裂,但在盐胁迫下UV辐射使藻丝体发生严重断裂,并随着盐浓度的增加,藻丝断裂程度加剧。
1.2温度对螺旋藻形态建成的影响
温度是影响螺旋藻代谢活动的重要因子,并影响酶的活性。低温时,藻细胞内光合作用降低,呼吸作用增强,藻细胞通过调节可溶性糖、可溶性蛋白和脯氨酸含量等物质代谢来抵御低温胁迫;高温时,叶绿体和细胞结构遭到破坏,叶绿体内的酶发生钝化,进而导致光合作用降低[20,21]。
温度胁迫不仅影响机体内各种代谢活动,而且对藻丝体形态具有显著影响,20℃左右最有利于正常形态的重建,高于最佳培养温度,螺旋藻藻丝体螺旋度减小,部分藻丝体变成直线形[2]。Avigad[22]在报道中指出,当培养温度增加时,螺旋藻螺距会随之减小,反之,处于较低温度下,螺旋藻螺距较大。同时,当温度升高时,藻丝体螺旋方向也发生改变,而当恢复到原来温度时,螺旋方向发生回复[1]。师德强等[23]发现螺旋藻TJSD最适生长温度25-35℃,从低温到高温,藻丝体细胞长度和螺旋数逐渐减小。低温时,藻丝体螺距较大,螺旋数多,细胞大;高温时,藻丝体螺距较小,螺旋数少,细胞小。殷春涛等[24]证实温度的变化对螺旋藻的藻丝形态、蛋白含量、渗透压、生长速率等理化性质有一定影响。
1.3pH对螺旋藻形态建成的影响
螺旋藻适宜生活在碱性环境下,需要较高的pH值,培养液的pH值不仅影响其对有机碳的利用和代谢产物的再利用,还影响藻体的生长及形态建成。螺旋藻培养的最适pH值8.5-10.5。当pH值高于11时,藻丝体结块、变短,细胞裂解,内含物流出,颜色逐渐变成黄绿色,最终藻体死亡[25]。马成浩等[26]的研究指出,pH值对钝顶螺旋藻的色泽、生长速率等均具有显著差异。纺锤螺旋藻TJSD在碱性条件下生长状况优于酸性条件,随着pH值的升高,藻丝体螺距逐渐减小,螺旋数增加,当pH高于11时,藻体结块,部分藻丝体螺旋紧密缠绕,没有缝隙,螺距为零[23]。
1.4其他
螺旋藻形态建成除受温度、光照强度、pH值等环境因子影响外,一些物理、化学诱变剂也会引起螺旋藻形态及生长的变化。汪志平等[27]用甲基磺酸乙酯处理钝顶螺旋藻藻丝体,结果表明随着甲基磺酸乙酯浓度的增加,藻丝体细胞长、螺距、螺旋数均增加,同时出现多种形态的藻丝体。低剂量的γ-射线能影响直线形藻丝体生长发育或使其转变为螺旋形[28]。60Co-γ射线处理钝顶螺旋藻,藻丝体呼吸作用降低,光合速率增高,生长速率加快,藻丝体变短[29]。陈必链等[30]发现半导体激光照射螺旋藻,使藻丝体螺旋数、螺距、藻丝体长度等形态参数均减小。赵萌萌等[31]用He-Ne激光处理螺旋藻发现,藻丝体螺径增大,藻丝体变短,甚至使藻丝体变成直线形。这些研究结果表明,螺旋藻藻丝体形态多样性是一种普遍现象,在自发和诱变条件下均会发生,形成螺距和藻丝体长度不等的弯曲以及直线形等多种形态。
2 螺旋藻形态建成机理
螺旋藻形态建成是一个非常复杂的过程,想要了解这一过程的调控机理,不仅要在生理生化水平和形态结构上进行分析,还要应用现代分子生物学技术手段对螺旋藻形态建成机理做进一步探索,不少学者对此提出了不同看法,认为细胞壁不仅参与细胞生长、分化和细胞识别等多种代谢活动,还参与细胞形态建成[32],螺旋藻藻丝体形态建成是细胞表面失水或复水而导致细胞壁结构变化,使细胞刚性发生变化[7]。Mühling等[1]认为高温诱导新合成的肽聚糖以不同方式插入细胞壁或肽聚糖结构发生改变,进而引起螺旋藻形态发生变化。Vladeanu等[33]、陈必链等[30,31]和Rajagopal等[34]的研究表明,一些物理因子的照射导致螺旋藻形态发生改变,可能是由于照射后藻细胞内光合色素蛋白的活性及表达发生变化所导致。进一步研究发现螺旋藻形态发生变化后,在基因组和蛋白组水平上均存在显著差异[5]。
Hongsthong等[35]认为螺旋藻形态建成是细胞形态决定机制的变化引起,即基因水平的变化。Kojima等[36]在钝顶螺旋藻中分离出的DNA片段具有转座子的结构特征,该DNA片段在螺旋藻形态建成中起主要的调控作用。汪志平[2]在此基础上做了进一步研究,分别以螺旋形、直线形及回复螺旋形的钝顶螺旋藻藻丝体为研究对象,通过对3种形态藻细胞的上游扩增产物进行比较发现,藻丝体变直和回复螺旋形的过程中,螺旋藻基因组中转座子的存在位点相应的发生改变和回位,进而提出由于转座子插入与形态相关基因后,导致该基因失去活性,使其相关的编码产物无法正常合成,最终形成的藻丝体为直线形,但当转座子在某些因子的作用下不再与形态相关基因结合,则该基因可正常进行编码产物,从而直线形藻丝体恢复正常形态建成,但各调控因子间如何作用仍需进一步研究。
众多学者从执行生物学功能的蛋白质水平上进一步探讨了螺旋藻形态建成机理。细菌由细胞壁、膨压和细胞骨架这3个因素来控制细胞形态[37]。目前,已在细菌中发现原核细胞骨架因子,这些因子对应于在真核细胞形态建成中起重要作用的骨架微管蛋白、中间纤维丝和肌动蛋白。FtsZ、CreS和MreB是3种细菌细胞骨架蛋白,除参与原核细胞的染色体分离和细胞分裂,还可能是参与原核细胞形态建成的重要物质[4,38,39]。Ausmee等和Herrmann等[39,40]的研究中发现,在原核细胞中,CreS是目前发现的唯一一个与真核细胞中间纤维丝类似的蛋白,对CreS的结构功能作了进一步研究,说明CreS 在C. crescentus的形态建成中起着重要作用。FtsZ是原核生物在细胞分裂过程中的主要调控蛋白,在结构和功能上与真核细胞的微管蛋白类似[41,42]。在细菌形态建成机理的基础上,人们也从螺旋藻骨架蛋白方面对螺旋藻形态建成进行了探索。MreB细丝位于藻丝体细胞膜内侧,通过调控肽聚糖的合成影响螺旋藻藻丝体形态建成,从细胞内部给予藻丝体形态刚性、牢固的支撑[43]。邹路阳和徐红等[44]在螺旋藻中检测到FtsZ在不同形态藻丝体中的表达和定位存在差异,FtsZ定位在细胞中部通过形成Z环指导细胞分裂和细胞壁的合成,Z环排列越疏松,螺旋藻藻丝体的韧性越强,易发生弯曲,有利于藻丝体成螺旋形,说明细胞骨架蛋白FtsZ可能通过改变细胞刚性而参与螺旋藻的形态建成。
在应用双向电泳技术对螺旋藻蛋白质的研究中发现,不同形态藻丝体的多种蛋白表达存在差异[43,45,46],这些蛋白涉及细胞壁合成、核苷酸代谢、能量代谢、糖代谢、翻译转录及光合作用等方面。ABC转运系统蛋白依赖ATP水解产生能量进而行使多种生物学功能,当外界环境发生改变,螺旋藻藻丝体细胞壁表面的受体通过信号传导传递到细胞内部,ABC转运系统蛋白与其他蛋白相互作用,通过控制物质进出细胞膜来调节螺旋藻细胞的内部环境。不同形态螺旋藻中转录调节因子OmpR、MarR的表达量存在差异,外膜蛋白转录调节因子OmpR可通过结合DNA和与RNA聚合酶相互作用进行转录调节作用,MarR作为一类DNA结合蛋白,能够有效调控机体对外界不良环境的适应性[44]。分子伴侣DnaK是一种环境胁迫相关蛋白,当细胞受到多种环境胁迫时,DnaK起着重要作用[47]。研究发现DnaK在直线形藻丝体中表达下调,说明螺旋藻藻丝体由螺旋形变成直线形,对环境的耐受能力增强,形态的变化是藻丝体适应环境的一种调节机制[46]。因此,推测当外界环境变化时,藻细胞通过信号传导传递给转录调控因子,通过对细胞壁的合成与分解、物质的跨膜运输、光和色素及色素蛋白合成与活性等一系列生理过程的调控,最终实现螺旋藻形态建成,而各代谢途径及各代谢途径中蛋白是如何相互作用仍有待进一步研究。
3 结语
通过对螺旋藻形态建成机理的初步探讨,可推测在逆境胁迫下,螺旋藻通过信号传导调节机体内抗逆境相关蛋白的表达,通过生理状态的调节或自身形态的改变来适应逆境[48]。而当藻细胞无法通过自身的调节系统适应环境的胁迫,藻体代谢能力降低,生物量下降,最终导致藻体断裂死亡。发生形态变化的藻丝体在后期培养过程中,部分藻丝体仍保持变异后的形态。
由于基因组学资源具有局限性,使得一些与螺旋藻形态建成相关蛋白质的分析、鉴定和功能注释缺少充足的数据支持,对新发现的与形态建成相关的蛋白功能处于推测阶段。同时,蛋白质在翻译过程中,常伴随着糖基化、可变剪切、磷酸化等一系列的翻译后修饰,基因与蛋白质可能呈现一对多的关系,导致基因与蛋白质在表达量上存在差异,出现基因水平和蛋白质水平相应变化不一致。藻丝体形态的变化涉及细胞内多种代谢途径的变化,无法确定代谢调控与螺旋藻形态建成之间的关系,是代谢调控变化导致藻丝体形态变化,还是形态变化导致代谢调控的变化。另外,从蛋白质组学研究螺旋藻形态建成机理仍过多地依赖2DE、MS技术,对低丰度蛋白无法有效分离,制约了对螺旋藻形态建成机理更进一步探讨。
综合前人从基因组学和蛋白质组学两领域的研究,螺旋藻形态建成在基因和蛋白质水平上均有差异。蛋白质是遗传物质的功能表达产物,蛋白质的差异反映着DNA分子上调控序列或功能基因的变化。蛋白质是生物学功能的执行者,从蛋白质水平上对螺旋藻形态建成进行探讨是一个重要方向,但仍需要从基因分子水平进行验证。因此,笔者认为将差异蛋白质组学和基因组学技术相结合,从基因组和蛋白质组学研究基因表达和蛋白质表达的特性,筛选和分离出与螺旋藻形态建成相关基因群和蛋白质,分析特定基因的转录和翻译与螺旋藻形态建成之间的相关性,从分子水平上系统诠释螺旋藻形态建成的分子机制,充分利用一些新的蛋白质组学技术,揭示细胞的信号传导与蛋白质间的相互作用。同位素相对标记与绝对定量(iTRAQ)技术是目前一种新兴的差异蛋白组学分析方法,具有灵敏度高,标记效果好,并且该方法不会丢失转录修饰信息。因此,在探讨螺旋藻形态建成机理过程中,可对不同生理条件和环境因素下,形态有显著差异的藻丝体的蛋白质表达的种类、丰度以及蛋白质间的相互作用进行比较研究。应用iTRAQ技术并结合生物信息学分析,寻找在不同条件下共同涉及的代谢途径及差异蛋白质,并在基因分子水平进行验证。
随着分子生物学和生物信息学的飞速发展以及螺旋藻全基因组测序的不断完善,阐明细胞内复杂代谢和调控机制已成为可能,为进一步探讨螺旋藻的形态建成提供条件,也为螺旋藻资源的开发利用提供广阔前景。
[1]Mühling M, Harris N, Belay A, et al. Reversal of helix orientation in the cyanobacterium Arthosipira[J]. Journal of Phycology, 2003,39(2):360-367.
[2]汪志平. 螺旋藻形态建成的分子机制及转座子调控模型[D].杭州:浙江大学, 2000.
[3]Ma ZL, Gao KS. Spiral breakage and photoinhibition of Arthrospira platensis(Cyanophyta)caused by accumulation of reactive oxygen species under solar radiation[J]. Environmental Experimental Botany, 2010, 68(2):208-213.
[4]Møller-Jensen J, Lōwe J. Increasing complexity of the bacterial cytoskeleton[J]. Current Opinion Cell Biology, 2005, 17(1):75-81.
[5]Wang Z, Zhao Y. Morphological reversion of Spriulina plantensis:from linear[J]. Journal of Phycology, 2005, 41(3):622-628.
[6] Geitler L. Cyanophyceae in raben horst's “Krypotogamen-Flora”[M]. Akad, Verlagsgesell shaft, Leipzig, 1952, 14:916-931.
[7]van Eykelenburg C. On the morphology and ultrstructure of the cell wall of Spirulina platensis[J]. Antonie van Leeuwenhoek Journal of Microbiology Serol, 1977, 43:89-99.
[8]Van EC. The ultrastructure of Spirulina platensis in relation to temeperature and light intensity[J]. Antonie Van Leeuwenhoek,1979, 45(3):369-390.
[9]Spirulina CO. The edible microorganism[J]. Microbiological Reviews, 1983, 47(4):551-578.
[10]Hindak F. Morphology of trichomes in Spirulina fusiformis Vornichin from Lake Borgria, Kenya[J]. Arch Hydrobiod Algological Studies, 1985, 38/39:201-218.
[11] 胡鸿钧. 螺旋藻生物学及生物技术原理[M]. 北京:科学出版社, 2003:9-12.
[12]Salleh S, McMinn A. The effects of temperature on the photosynthetic parameters and on recovery of two temperate benthic microalgae, amphora CF. Coffeaeformis and cocconeis CF. Sublittoralis(bacillariophyceae)[J]. Journal of Phycology,2011, 47(6):1413-1424.
[13]Carvalho AP, Silva SO, Baptista JM, et al. Light requirements in microalgal photobireactors:an overview of biophotonic aspects[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2011, 89 (5):1275-1288.
[14]Chen M, Chory J, Fankhauser C. Light signal transduction in higher plants. Annu[J]. Annual Review of Genetics, 2004, 38:87-117.
[15]Terzaghi WB, Cashmore AR. Light-regulated transcription[J]. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology,1995, 46(1):445-474.
[16]Gao K, Li P, Watanabe T, et al. Combined effects of ultraviolet radiation and temperature on morphology, photosynthesis, and DNA of Arthrospira(Spirulina)platensis(cyanophyta)[J]. Journal of Phycology, 2008, 44(3):777-786.
[17]夏蕊琪. 光照强度对螺旋藻形态及生理的影响[D]. 合肥:安徽农业大学, 2006.
[18]尤珊, 郑必胜, 郭祀远. 光照对螺旋藻形态及胞外多糖的影响和机理[J]. 海湖盐与化工, 2003, 33(1):23-26.
[19]吴红艳, 李金梅. 阳光紫外辐射和盐胁迫对钝顶螺旋藻光合作用和形态变化的耦合效应[J]. 植物生理学报, 2011, 47(6):557-564.
[20]杨学文. 螺旋藻生长对温度的相应规律与其低温、高温诱导蛋白的初步研究[D]. 呼和浩特:内蒙古农业大学, 2006.
[21]袁淑珍. 低温胁迫对螺旋藻(节旋藻)代谢功能的影响[D].呼和浩特:内蒙古师范大学, 2006.
[22]Avigad V. Strain selection of Spirulina suitable for mass production[J]. Hydrobiologia, 1987, 151/152(1):75-77.
[23]师德强, 王素英, 王妮, 等. 培养条件对纺锤螺旋藻 TJSD 生长量和形态的影响[J]. 水产科学, 2009, 28(3):146-149.
[24]殷春涛, 胡鸿钧, 李夜光, 等. 中温螺旋藻新品系的选育研究[J]. 植物科学学报, 1997, 15(3):250-254.
[25]田华, 赵琪, 郭敏, 等. 影响螺旋藻生物量的因素研究进展[J].贵州工业大学学报, 2005, 34(3):28-32.
[26]马成浩, 于丽娟, 彭奇均. pH对钝顶螺旋藻生长的影响[J].中国食品添加剂, 2004(4):69-72.
[27]汪志平, 徐步进. 甲基磺酸乙酯对钝顶螺旋藻生长和形态的影响[J]. 浙江农业大学学报, 1997, 23(6):645-648.
[28]汪志平, 徐步进, 赵小俊. γ-射线对不同品系和形态螺旋藻藻丝状体的生物学效应[J]. 浙江农业大学学报, 1998, 24(2):111-116.
[29]龚晓敏, 胡鸿钧.60Co-γ射线诱变钝顶螺旋藻的研究[J]. 武汉植物学研究, 1996, 14(1):58-66.
[30]陈必链, 王明兹, 庄惠如, 等. 半导体激光对钝顶螺旋藻形态和生长的影响[J]. 光子学报, 2000, 29(5):411-414.
[31]赵萌萌, 王卫卫. He-Ne 激光对钝顶螺旋藻的诱变效应[J].光子学报, 2005, 34(3):399-403.
[32]Strauss E. Plant biology:when walls can talk, plant biologists listen[J]. Science, 1998, 282(5386):28-29.
[33]Vladeanu G, Mitrea N, Titu H. Physiological and electron microscopic characteristics of the Spirulina platensis after60Co gamma irradiation[J]. Studies Cercet Biology Series Biology Veg, 1994, 46(2):143-148.
[34] Rajagopal S, Muthy S, Mohanty PJ. Effect of ultraviolet-B radiation on intact cells of the cyanobacterium Spirulina platensis:characterization of the alternations in the thylakoidmembranes[J]. Journal of Photochemistry and Photobiology Biology, 2000, 54(1):61-66.
[35]Hongsthong A, Sirijuntarut M, Prommeenate P, et al. Revealing differentially expressed proteins in two morphological forms of Spirulina platensis by protein analysia[J]. Molecular Biotechology, 2007, 36(2):123-130.
[36]Kojima H, Song Q, Kumar TA, et al. Transposable genetic elements in Spirulina and potential applications for genetic engineering[J]. Chin J Oceanol Limnol, 1998, 16:30-39.
[37]Cabeen MT, Jacobs-Wagner C. Skin and bones:the bacterial cytoskeleton, cell wall, and cell morphogenesis[J]. J Cell Biol,2007, 179(3):381-387.
[38]Mayer F. Cytoskeletons in prokaryotes[J]. Cell Biology International, 2003, 27(5):429-438.
[39]Ausmees N, Kuhn JR, Jacobs-Wagner C. The bacterial cytoskeleton:an intermediate filament-like function in cell shape[J]. Cell, 2003, 115(6):705-713.
[40]Herrmann H, Aebi U. Intermediate filaments:molecular structure,assembly mechanism, and integration into functionally distinct intracellular Scaffolds[J]. Annual Review Biochemistry, 2004,73:749-789.
[41]Mingorance J, Tamames J, Vicente M. Geonmic channeling in bacterial cell divesion[J]. Journal Molecular Recogintion, 2004,17(5):481-487.
[42]Owawa M, Anderson DE, Erichson HP. Reconstitution of contractile FtsZ rings in liposomes[J]. Science, 2008, 320(5877):792-794.
[43]赵振坤, 徐虹, 林重阳, 等. 钝顶螺旋藻不同形态藻丝体的蛋白质表达和生理差异的比较研究[J]. 厦门大学学报, 2009,48(1):119-123.
[44]邹路阳, 吴娟, 曾群安, 徐虹. FtsZ在钝顶螺旋藻形态建成中的作用[J]. 水生生物学报, 2012, 36(5):898-904.
[45]谢彦广. 钝顶节旋藻品系ZJU0137不同螺旋手性藻丝的构建与纯培养及形貌与生理生化特性比较研究[D]. 杭州:浙江大学, 2011.
[46]王景梅. 基于多对钝顶节旋藻不同螺旋手性藻丝蛋白表达共性差异研究[D]. 杭州:浙江大学, 2012.
[47]Fulda S, Mikkat S, Huang F, et al. Proteome analysis of salt stress response in the cyanobacterium Synechocystis sp. Strain PCC6803[J]. Proteomics, 2006, 6:2733-2745.
[48]Barbier BH, Joyard J. Focus on plant proteomics[J]. Plant Physiology and Biochemistry, 2004, 42(12):913-917.
(责任编辑 李楠)
Research Progress on the Morphology of Spirulina
WANG Fu-shuang DONG Shi-rui WANG Su-ying
(Tianjin Key Laboratory of Food Biotechnology,College of Biotechnology and Food Science,Tianjin University of Commerce,Tianjin 300134)
The changes in the morphology of Spirulina indicate the decline of the species,which causes the production reduced and the collection of them not easy. At the same time,the easy variations on morphology of Spirulina has increased the difficulty of classifying and identifying it. Therefore,it is important to study the formation mechanism of Spirulina morphology from the aspect of the application prospect of it. This paper reviewed the latest progress on the formation of the Spirulina morphology,summarized the effects of light,temperature,pH,etc. on the morphology of Spirulina,preliminarily analyzed the formation mechanism of Spirulina,and prospected the application of novel proteomics and genomics technologies in studying the formation mechanism of Spirulina in different conditions.
Spirulina;morphology;proteome;genome
10.13560/j.cnki.biotech.bull.1985.2016.08.005
2015-09-24
国家自然科学基金项目(31270050),天津市高等学校创新团队项目(TD12-5049)
王福双,女,硕士研究生,研究方向:微生物资源的前期开发;E-mail:919730104@qq.com
王素英,女,博士,研究方向:微生物;E-mail:wsying@tjcu.edu.cn