NKT细胞亚群研究进展及其在移植免疫中的作用
2016-03-10师煜博,黄建敏
·综述·
NKT细胞亚群研究进展及其在移植免疫中的作用
师煜博 综述,黄建敏 审校
(广西医科大学第一附属医院,广西南宁 530021)
关键词:NKT细胞;CD1d;移植免疫
自然杀伤T细胞(NKT细胞)是一类共表达NK细胞受体及恒定T细胞受体(TCR)的特殊细胞亚群[1],既不同于T、B淋巴细胞,亦区别于自然杀伤(NK)细胞,该TCR与高度偏向的Vs链(主要为Vβ8.2)相关,由Vα14和Jα281基因节段所编码[2]。TCRVα24片段通常和Vβ11片段相结合,NKT细胞活化后能迅速分泌大量白细胞介素4(IL-4)等细胞因子促进Th2型应答,NKT细胞可识别CD1d提呈的糖脂类抗原,且具CD1d识别限制的特殊性质[3]。因此,NKT细胞作为先天免疫性淋巴细胞,在移植免疫和机体免疫调节研究中发挥重要作用。本文对NKT细胞亚群在移植免疫研究做一综述。
1NKT细胞亚群分类
NKT细胞为特殊的一类T淋巴细胞,属非均一高度保守的T细胞亚群,为CD4+或CD4-CD8-双阴性(DN)表型及部分CD4-CD8+表型,表达NK细胞表面标记分子如:NK1.1/NKR-P1A (人类为CD161)、白细胞介素2受体(IL-2R)β链(CD122),不完全恒定的TCR,Ly-49受体家族、CD3、CD5、CD161、Thy1,以及记忆/活化表型分子标记如:CD44high、D69high及Ly6Chigh。 TCR中分别编码鼠类非可变的重组α-为Vα14-Jα281片段与人类同源性的为Vα24片段,及一定数目的β-(小鼠主要为Vβ8,人类为Vβ11)[4]。多数NKT细胞具有高度偏移性及保守TCR所有组成成分[5],这群细胞常被称之为恒定NKT细胞(iNKT细胞)[6]。iNKT细胞可通过调节达到维持有效的宿主防御,同时预防不可控的外界因素刺激与潜在的自身免疫性疾病[7]。研究表明,iNKT可有效激活一些免疫细胞,如树突状细胞(DC细胞)、NK细胞与T细胞。予以高亲和力CD1d的配体α-乳糖酰基鞘氨醇(α-GalCer),可致iNKT短暂的激活作用,之后,则出现长期无反应性却限制其治疗效应。虽然无法直接证实iNKT如传统的调节T细胞[CD4+CD25+FoxP3+T细胞或分泌白细胞介素10(IL-10)的Tr1细胞],可在体外实验中直接抑制T细胞,但在诱导的前房相关免疫偏离(ACAID)与在眼内注射抗原所致的外周耐受免疫模型中,仅iNKT可递呈抗原并引起免疫应答。实际上,CD1d或Vα14 NKT细胞缺陷无法形成系统性耐受[8],而Kathrin等[9]的实验证明,当以α-GalCer载入可溶性CD1d重组体分子α-GalCer/sCD1d中,并反复予以α-GalCer/sCD1d,成熟小鼠可通过分泌干扰素γ(IFN-γ)激活DC细胞,同时亦可持久性激活iNKT和NK细胞,其激活作用是一致的。
2NKT细胞发育和分化
Lehuen等[10]的研究表明,NKT细胞在胸腺内外发育。胸腺内,其发育过程与T细胞极为相似,在CD4+CD8+双阳性(DP)选择阶段中,NKT细胞从T细胞系分化发育的主流过程中分化出来[10],富集Vα14和Vβ8TCR。CD11b-DC参与NKT细胞在胸腺和胸腺外器官中的DP表型形成过程。NKT细胞源自胸腺细胞的组成部分,随机产生活性CD1d的TCR,经典TCR由Vα14-Jα18与Vβ8.2、Vβ7或Vβ2所组成。当上述细胞与其他胸腺细胞(该细胞型在胸腺内细胞选择中起重要作用)所表达的CD1d分子接触后,将分化为NKT细胞系[11]。在选择NKT细胞时,可明确与其他T细胞类型相区别,因其表达NK细胞的受体,为活化/记忆表型,及具有与TCR信号接触后迅速释放高水平细胞因子的能力[2]。NKT细胞个体差异较大,当机体中其数量较少则导致多种免疫缺陷疾病。据NKT细胞发育是否依赖CD1d,将其分为CD1d依赖性和CD1d非依赖性NKT 细胞。大多数CD4+NKT细胞和CD4-CD8-NKT细胞发育均依赖CD1d,而CD8+NKT细胞属CD1d非依赖性的。
3NKT细胞生物学活性特点及其活化
NKT细胞识别抗原的显著特征为CD1d限制性。NKT细胞的抗原识别与常规的T细胞和NK细胞不同,传统的CD8+T细胞识别由经典的Ⅰ类主要组织相容性复合物(MHC-Ⅰ)提呈的肽类抗原,NK细胞主要识别自身细胞表面缺少或改变的MHC-Ⅰ抗原的细胞,NKT细胞识别与MHC-Ⅰ类似的由CD1d分子提呈的特异糖脂类抗原[12]。研究发现CD1d基因缺陷可抑制小鼠Vα14 NKT细胞的发育,在阳性选择中,CD1d分子在表达Vα14的不成熟NKT细胞生长发育起重要作用。Vα14y/β8.2转基因受体表达地重组活化基因-1缺陷小鼠(该基因缺陷小鼠体内虽其他淋巴细胞数量有不同程度缺失),可使Vα14 NKT发育。各研究表明,Vα14y/β8.2并非常规T细胞的受体而是NKT细胞抗原受体。在啮齿类动物体内,可由非经典的MHC-Ⅰ类分子CD1d分子递呈糖脂类抗原如:α-GalCer及糖基磷脂酰肌醇-锚蛋白。现已明确一些内源性和外源性糖脂可激活NKT细胞[13]。α-GalCer是一种人工合成的糖脂抗原,NKT细胞可识别细胞类脂质或纯化磷脂且与α-GalCer相区别。初期研究仅发现NKT细胞识别由CD1d分子提呈的α-GalCer。该分子中半乳糖和鞘氨醇上的羟基为NKT细胞TCR特异性识别部位,可激活NKT细胞,但α-GalCer并不激活其他淋巴细胞。研究发现NKT不仅在自身免疫性疾病起调控作用,且通过大量生产IL-4与IFN- 等细胞因子,在Th1或Th2类型转变中扮演重要角色[14]。α-carba-GalCer可促进其产生Th1型的细胞因子[15]。NKT细胞既产生Th1细胞分泌的细胞因子IL-2和IFN-γ,Th2细胞分泌的IL-4和IL-10,同时产生CD8+T细胞分泌的如穿孔素、颗粒酶等细胞因子以诱导细胞凋亡[16]。Vα14 NKT细胞另一作用是参与白细胞介素12(IL-12)介导的肿瘤杀伤效应[17]。NKT细胞在多种免疫反应过程中起调节作用,NKT细胞的主要免疫激活功能依赖α-GalCer的刺激,仅少数研究报道α-GalCer的刺激为免疫抑制效应。NKT细胞易利用同源糖脂类抗原进行免疫调节,如海洋源性的海绵鞘糖脂α-GalCer。该特性可用于癌症防治、感染或自身免疫性疾病的干预[4]。
4NKT细胞在移植中的作用
4.1NKT细胞与ACAID及免疫耐受关系Koh-Hei等[18]研究显示,CD1d介导的NKT细胞免疫调节是诱导ACAID系统性耐受的必需条件。角膜移植是最早、最成功的实体组织移植。角膜为免疫特惠组织可避免免疫排斥反应所造成的破坏,故角膜移植有较高存活率。虽角膜植入免疫特惠区,但该区并非是被动免疫而是一动态环境,并非所有人类或动物的原位角膜移植物植入后均可形成免疫特惠区[19]。免疫排斥仍为临床中的难题,约10%患者因角膜移植物失功导致失明。ACAID的特征:同种异体组织植入眼前房后,表现为特异性同基因系统的迟发型超敏反应(DTH)的抑制和免疫球蛋白结合补体的能力丧失。ACAID形成外周耐受的系统性机理为:骨髓来源的抗原呈递细胞俘获前房中的抗原后,将信号通过血液传递到脾,诱导脾中产生抗原特异性的Tr细胞,抑制DTH发生,维持前房免疫特惠区的活化。长期角膜移植术后,受体下调针对供体异体基因的DTH,提示产生ACAID表现为DTH丧失。相反,若受体行角膜移植手术后,发展至DTH则将排斥角膜移植物。因前房之前壁行原位角膜移植后,移植物上皮细胞表达组织相容性抗原时,免疫特惠区诱导发生ACAID,提示当发生ACAID时,可诱导受者脾源性的抗原特异性Tr细胞,延长远期的移植物存活。CD1d限制性CD4+Vα14+和DN NKT细胞可诱导Tr细胞形成[20]。目前报道NKT细胞在ACAID的抗原特异性Tr细胞发育中处于中心地位。Vα14-Jα281片段主要表达于鼠类的NKT细胞亚群表面,非其他常规的T细胞。Koh-Hei等[18]研究还发现,缺乏NKT细胞的小鼠前房接种抗原后,不能诱导ACAID和Tr细胞产生,若重新输入NKT细胞,则表现为ACAID 恢复,且发生ACAID的小鼠脾中NKT细胞明显增多。但缺乏NK细胞的小鼠前房接种抗原后表现出正常的ACAID,表明NKT 细胞而非NK细胞在ACAID的形成中发挥重要作用。研究表明,CD1d基因敲除小鼠的体内可检测到NKT选择性缺失的现象,表明在诱导免疫耐受时,NKT细胞需与CD1d分子相互作用。无论在体内或体外实验中,经封闭CD1d抗体处理后,均可导致抗原特异性调节NKT细胞发育受阻。
4.2NKT细胞在同种异体移植中的作用移植器官系统中,NKT细胞发挥较为重要的作用。Oh等[21]在NKT细胞缺乏的B6CD1d-/-小鼠模型中,行同种异体皮肤移植,H-Y不匹配的皮肤移植物较早被排斥,移植物的存活时间明显短于野生型B6小鼠,但过继输注同系基因型小鼠的肝或脾NKT细胞后,移植物存活时间近似野生型B6小鼠。该模型中,CD1d依赖性的NKT细胞的直接作用为增多CD1d表达,以达到所需的对抗免疫排斥的调节能力;移植前后予以野生型B6小鼠α-GalCer处理,实验组中移植物存活时间较对照组(未予以α-GalCer处理)有所延长,但α-GalCer对B6CD1d-/-小鼠受体的移植物存活时间近似无效应。故NKT细胞因抗原性强度差别而产生不同的调节能力。以过继输注或NKT细胞过表达的处理可改善非肥胖糖尿病小鼠的糖尿病症状。此外,Werner等[22]的相关研究表明,加以抗CD4单克隆抗体处理后,可达到诱导异基因胰岛细胞移植的特异性的抗原耐受;而行异种胰岛移植后,以NKT细胞及CD4封闭抗体干预,可促进异种胰岛移植物的植入和维持耐受状态;在BN-LEW的大鼠原位肝移植中,供者来源的NKT细胞可能通过分泌IL-10和肿瘤坏死因子β(TGF-β),诱导Th2型免疫反应,从而介导移植肝耐受。心脏移植术后的小鼠体内,NKT细胞可产生高水平的IL-10,以过继输注实验亦证明该方法可维持耐受状态。抗IL-10单抗可缩短野生型B6小鼠受体移植物的存活时间,表明免疫耐受的形成与NKT细胞及其产生的IL-10促进Th2细胞分化,抑制Th1细胞增殖及应答相关。NKT、DC和CD4+T细胞之间免疫调节的相互作用具有IL-10依赖性,甚至在缺乏人工合成糖脂等外界人为刺激时,对于维持耐受状态都是不可或缺。NKT细胞在移植免疫中通过分泌Th2型细胞因子以及对DC细胞的细胞毒作用,抑制移植物抗宿主反应的发生,以及降低免疫排斥反应[23]。然而,NKT细胞的免疫抑制功能目前尚未明确。以小鼠心脏移植模型研究Vα14 NKT细胞在异基因免疫排斥中的作用,发现Vα14 NKT细胞在诱导心脏移植耐受中起重要作用,即阻断淋巴细胞功能相关抗原-1(LFA-1/ICAM-1)或CD28/B7等一些T细胞共刺激通路间的相互作用[24]。该研究可解释Vα14 NKT细胞诱导免疫耐受的特定机制。Shinichiro等[25]通过重复使用α-GalCer刺激后的外周血单核细胞治疗非小细胞肺癌患者,取得了一定的临床效果。
5小结
综上所述,NKT细胞作为一类新发现的免疫细胞,在机体免疫反应中起重要作用。临床研究发现NKT细胞参与了对部分疾病的调节作用,尤其是参与器官移植的抗排斥反应调节,通过CD1d介导的NKT细胞诱导抗原特异性免疫耐,若明确其机制之后予以特异靶向性药物治疗,将可延长移植器官存活时间。这为基础研究及临床治疗提供了广阔的前景。
参考文献
[1]Berzins SP,Smyth MJ,Baxter AG.Presumed guilty:natural killer T cell defects and human disease[J].Nat Rev Immunol,2011,11(1):131-142.
[2]Ken-ichiro Seino,Katashi Fukao.Requirement for natural killer T (NKT) cells in the induction of allograft tolerance[J].Proc Natl Acad Sci USA,2001,27(5):2577-2581.
[3]Singh S,Nehete PN.Enhancement of Mucosal Immunogenicity of viral vectored vaccines by the NKT cell agonist alpha-galactosylceramide as adjuvant[J].Vaccines(Basel),2014,2(4):686-706.
[4]Wu L,van Kaer L.Natural killer T cells in health and disease[J].Front Biosci (Schol Ed),2011,1(3):236-251.
[5]Oh K,Kim S,Park SH,et al.Direct regulatory role of NKT cells in allogeneic graft survival is dependent on the quantitative strength of antigenicity[J].J Immunol,2005,15(4):2030-2036.
[6]Di Pietro C,Falcone M.The role of invariant NKT cells in organ-specific autoimmunity[J].Front Biosci (Landmark Ed),2014,19:1240-1250.
[7]Anna N,Paola P,Lucie B,et al.Functional education of invariant NKT cells by dendritic cell tuning of SHP-1[J].J Immunol,2013,190(7):3299-3308.
[8]Gutowska-Owsiak D,Birchall MA.Proliferatory defect of invariant population and accumulation of non-invariant CD1d-restricted natural killer T cells in the joints of RA patients[J].Mod Rheumatol,2014,24(3):434-442.
[9]Kathrin S,Romero JF,Lucia B,et al.Sustained activation and tumor targeting of NKT cells using a CD1d-anti-HER2-scFv fusion protein induce antitumor effects in mice[J].J Clin Invest,2008,118(3):994-1005.
[10]Lehuen A,Diana J.Immune cell crosstalk in type 1 diabetes[J].Nat Rev Immunol,2010,10(7):501-513.
[11]Tetsuzo T,Licun W,Masaki A,et al.Antitumor impact of interferon-γ producing CD1d-restricted NKT cells in murine malignant mesothelioma[J].J Immunother,2013,36(8):391-399.
[12]Hongo D,Tang X,Baker J,et al.Requirement for interactions of natural killer T cells and myeloid-derived suppressor cells for transplantation tolerance[J].Am J Transplant,2014,14(11):2467-2477.
[13]Venkataswamy MM,Porcelli SA.Lipid and glycolipid antigens of CD1d-restricted natural killer T cells[J].Semin Immunol,2010,22(2):68-78.
[14]Kumar SA,Poonam G,Das SN,et al.Natural killer T cell anergy,co-stimulatory molecules and immunotherapeutic interventions[J].Hum Immunol,2014,75(3):250-260.
[15]Tashiro T,Sekine-Kondo E.Induction of Th1-biased cytokine production by alpha-carba-GalCer,a neoglycolipid ligand for NKT cells[J].Int Immunol,2010,22(4):319-328.
[16]Mattarollo SR,Rahimpour A.Invariant NKT cells in hyperplastic skin induce a local immune suppressive environment by IFN-gamma production[J].J Immunol,2010,184(3):1242-1250.
[17]Vivier E,Ugolini S.Targeting natural killer cells and natural killer T cells in cancer[J].Nat Rev Immunol,2012,12(4):239-252.
[18]Koh-Hei S,Masaru T,Joan SS,et al.Long-term survival of corneal allografts is dependent on intact CD1d-reactive NKT cells[J].J Immunol,2002,168(4):2028-2034.
[19]Stein-Streilein J.A privileged view of NKT cells and peripheral tolerance through the eye[J].Ocul Immunol Inflamm,2005,13(2):111-117.
[20]Niederkorn JY.Role of NKT cells in anterior chamber-associated immune deviation[J].Expert Rev Clin Immunol,2009,5(2):137-144.
[21]Oh K,Kim S,Park S-H,et al.Direct regulatory role of NKT cells in allogeneic graft survival is dependent on the quantitative strength of antigenicity[J].J Immunol,2005,17(4):2030-2036.
[22]Werner JM,Lang C.Distribution of intrahepatic T,NK and CD3(+)CD56(+)NKT cells alters after liver transplantation:Shift from innate to adaptive immunity[J].Transpl Immunol,2011,25(1):27-33.
[23]Zhou MH,Wang CM,Gong CP,et al.Detection of NK and NKT cells in peripheral blood of patients with cGVHD and its significance[J].J Exper Hem,2012,20(5):1167-1170.
[24]Godfrey DI,Mc-Conville MJ.Chewing the fat on natural killer T cell development[J].J Exp Med,2006,203(10):2229-2232.
[25]Shinichiro M,Kaoru N,Naoki K,et al.A phase I-II study of alphagalactosylceramide-pulsed IL-2/GM-CSF-cultured peripheral blood mononuclear cells in patients with advanced and recurrent non-small cell lung cancer[J].J Immunol,2009,182(4):2492-2501.
(收稿日期:2015-11-26)
DOI:10.3969/j.issn.1673-4130.2016.06.022
文献标识码:A
文章编号:1673-4130(2016)06-0771-03
作者简介:师煜博,女,医师,主要从事临床医学研究。