植物组蛋白乙酰基转移酶的研究进展

夏德安刘春娟吕世博张彦妮刘奕佳马旭俊

（1. 东北林业大学林学院 林木遗传育种国家重点实验室，哈尔滨 150040；2. 东北林业大学园林学院，哈尔滨 150040）

植物组蛋白乙酰基转移酶的研究进展

夏德安1刘春娟1吕世博1张彦妮2刘奕佳2马旭俊1

（1. 东北林业大学林学院 林木遗传育种国家重点实验室，哈尔滨 150040；2. 东北林业大学园林学院，哈尔滨 150040）

组蛋白乙酰化是一个动态的、可逆的过程，包括组蛋白乙酰化和去乙酰化两个过程。组蛋白乙酰基转移酶催化组蛋白乙酰化，与组蛋白去乙酰化酶共同作用来调节组蛋白乙酰化状态。组蛋白乙酰化状态影响染色质的结构，进而影响基因的转录，在植物的生长、发育和胁迫反应过程中具有十分重要的调节作用。对组蛋白乙酰基转移酶的细胞内分布、分类、底物特异性以及在发育和胁迫反应中的功能进行了综述。

组蛋白乙酰化；组蛋白乙酰基转移酶；发育；胁迫

在真核细胞中，染色体的基本组成单位是核小体。核小体主要是由核心组蛋白八聚体（核心组蛋白H2A、H2B、H3和H4组成）与其上缠绕的146 bp的DNA组成。核心组蛋白的N端尾部可发生多种翻译后修饰，如甲基化、乙酰化、磷酸化、泛素化和糖基化等。乙酰化是目前研究得较早和较清楚的一种组蛋白修饰。组蛋白乙酰化是一个动态的和可逆的过程，由组蛋白乙酰基转移酶（Histone acetyltransferase，HAT）和组蛋白去乙酰化酶（Histone deacetyltransferase，HDAC）共同调节。HAT能够将乙酰辅酶A的乙酰基（CH3COO-）转移到核心组蛋白（主要是H3和H4）N末端特定的赖氨酸残基的ε-氨基基团上。组蛋白乙酰化能够中和赖氨酸残基上的正电荷，减弱组蛋白与DNA的结合作用，使染色质结构松散，有利于转录因子或转录调节蛋白与DNA的结合，从而促进基因的转录。而HDAC则去除组蛋白赖氨酸残基上的乙酰基，使染色体结构紧缩［1-4］，一般被认为与基因转录的抑制/基因沉默有关。组蛋白乙酰化状态能够影响染色质的结构、基因的转录，进而调节多种生命活动，如植物的生长、发育和胁迫反应等。本文主要就组蛋白乙酰基转移酶的细胞内分布、分类、底物特异性、以及在发育和胁迫反应中的功能进行了详细阐述。

1 植物组蛋白乙酰基转移酶在细胞内分布

早在1964年，Allfrey等［5］发现组蛋白乙酰化状态与基因活性具有一定的相关性，但是对于组蛋白乙酰基转移酶和组蛋白去乙酰化酶没有更进一步的发现。1995年，Brownell和Allis［6］以四膜虫的核提取物为研究对象，检测到一个具有催化活性的细胞核乙酰基转移酶（HATA）的亚单位（P55），从而首次证明细胞核中乙酰基转移酶的存在。目前，研究发现组蛋白乙酰基转移酶在植物、动物和真菌中广泛存在，在细胞核和细胞质均有分布。

根据在细胞内的分布及功能的不同，真核生物组蛋白乙酰基转移酶可分为两大类，即A型HAT和B型HAT。目前，植物B型HAT研究得较少，A型HAT研究得相对较多。A型HAT仅存在于细胞核内，能够与染色质上的组蛋白结合，催化组蛋白发生乙酰化，也可使非组蛋白乙酰化，与基因转录有密切关系。B型HAT存在于细胞质中，主要的作用是使细胞质中组蛋白乙酰化，有利于其转运到细胞核中，参与染色质的复制，而与基因的转录无关。1999年，Lusser等［7］在玉米中发现一个与酵母Hat1同源的B型组蛋白乙酰基转移酶（HAT-B）。HAT-B催化新合成的、游离的组蛋白H4上第5位和第12位赖氨酸发生乙酰化，这种乙酰化有利于新合成的组蛋白H4转位到细胞核中，参与核小体的组装。有些植物HAT不仅分布在细胞质中，在细胞核中也有分布。例如，玉米HAT-B主要分布在细胞质中，也有少部分HAT-B存在于细胞核中［7］。原生质体瞬间表达分析显示水稻3个组蛋白乙酰基转移酶OsHAC701、OsHAG702和OsHAG704在细胞核和细胞质均有分布［8］。

2 植物组蛋白乙酰基转移酶的分类

组蛋白乙酰基转移酶是一个超基因家族，目前已被鉴定的组蛋白乙酰基转移酶有20多种。根据结构上的特点，植物组蛋白乙酰基转移酶可分为4个家族，包括GNAT（Gcn5-related N-acetyltransferase）、MYST、p300/CBP和 TAFII-250（TATA-binding protein-associated factor）家族［9-11］。目前，在拟南芥、水稻和大麦等植物中均发现多个HAT家族成员。早在1994年，Loidl等［12］在玉米中发现2个A型的组蛋白乙酰基转移酶，HATA1和HATA2。同源序列分析表明，拟南芥具有12个HAT蛋白，其中GNAT家族有3个成员，分别为HAG1/GCN5、HAG2和HAG3；MYST家族有2个成员，分别为HAG4和HAG5；p300/CBP家族有5个成员，分别为HAC1、HAC2、HAC4、HAC5和HAC12；TAFII-250家族有2个成员，分别为HAF1和HAF2［13］。Papaefthimiou等［14］从大麦中克隆了3个HAT同源基因，分别编码2个GNAT家族成员（HvELP3和 HvGCN5）和一个MYST家族成员（HvMYST）。目前，在水稻中发现8个HAT蛋白，包括3个GNAT家族成员（OsHAG702、OsHAG703和 OsHAG704），1个MYST家族成员（OsHAM701），3个CBP家族成员（OsHAC701、OsHAC703和 OsHAC704），1个TAFII250 家族成员（OsHAF701）［8］。这些来自不同家族的HAT蛋白都具有发挥乙酰基转移酶活性的HAT结构域。

2.1 GNAT家族

GNAT家族是迄今为止了解得比较全面的一类组蛋白乙酰基转移酶。真核生物GNAT 家族可分为4个亚家族：GCN5、ELP3、HAT1和HPA2，其中HPA主要在真菌中存在。通过对140个GNAT家族成员的序列分析发现，真核生物GNAT家族成员在结构上具有显著的特点，即在N端存在长度超过100个氨基酸的保守序列（HAT结构域）［15］，C端存在一个bromodomain结构域［11］。HAT结构域由4个基序（C、D、A和B）组成，A基序是高度保守的区域，能够与乙酰基辅酶A结合［3］。在动物中，Bromodomain结构域能够与组蛋白末端乙酰化的赖氨酸残基相结合，这种结合对于染色质结构的改变和基因表达的调节具有重要作用［16］。植物GNAT家族蛋白在结构上也具有这些特点。Pandey等［13］研究发现拟南芥存在3种GNAT家族蛋白 HAG1、HAG3和 HAG2，分别与GCN5、ELP3 和 HAT1高度同源。拟南芥HAG1/GCN5具有bromodomain结构域，在体外能够使组蛋白H3乙酰化，gcn5基因发生突变会导致组蛋白H3乙酰化水平的降低［17］。在大麦中发现2个 GNAT家族成员，均具有该家族某些保守的结构域，如HvELP3存在GNAT结构域，而HvGCN5蛋白存在GNAT和Bromodomain结构域［14］。

2.2 MYST家族

MYST家族蛋白在真核生物（包括人类、果蝇和酵母）中广泛存在，在植物中也存在此类蛋白。MYST家族成员众多，结构多样，主要包括人的单核细胞白血病锌指蛋白（Monocytic leukemia zinc finger protein，MOZ）、酵母的Ybf2 /Sas3 和Sas2（Something about silencing）及哺乳动物的Tip60（Tatinteractive protein，60 kD）蛋白。虽然MYST家族蛋白在结构上呈现多样性，但这组蛋白均具有高度同源的、长度约为370个氨基酸的MYST结构域，它们的一致性约为36%-77%，相似性约为54%-84%［18］。MYST结构域与GNAT家族HAT结构域中的A 基序高度同源。几乎所有的MYST结构域内部都含有一个较小的C2HC锌指结构，这个锌指结构对于HAT酶活性的发挥具有十分重要的作用［18］。此外，有的MYST家族成员还存在chromodomain结构域［11］。拟南芥MYST家族的2个成员HAG4和HAG5具有MYST结构域和C2HC锌指结构［18］，能够催化组蛋白H4第5位赖氨酸残基的乙酰化。大麦的MYST家族蛋白HvMYST存在C2H2锌指结构、chromodomain结构域以及MOZ-SAS结构域［14］。MYST家族蛋白与GNAT家族蛋白均参与多个生命过程，如基因转录激活、DNA修复。

2.3 CBP家族

p300/CBP家族包括 p300（也称为 EP300 or E1A binding protein p300）和CBP（CREB-binding protein）两种分子量约为300 kD的相近蛋白。p300/CBP作为转录共活化因子能够与多种转录因子发生相互作用而促进靶基因的表达，参与多种细胞过程（如细胞周期、分化和凋亡）的调节［19］。动物含有1-2个p300/CBP类型的组蛋白乙酰基转移酶，而真菌缺少p300/CBP蛋白。与真菌和动物相比，植物存在较多数目的p300/CBP家族成员。例如，在拟南芥中存在5种p300/CBP家族蛋白，包括HAC1、HAC2、HAC4、HAC5和HAC12。系统进化树分析显示，早期HAC2家系出现分化，最终导致拟南芥中出现了其他4个同源分支HAC1、HAC4、HAC5和 HAC12［13］。植物与动物的CBP蛋白在结构上具有共同特点，即都具有富集半胱氨酸的CBP-类型的HAT 结构域、Znf_ZZ 结构域和Znf_TAZ 结构域，以及部分保守的PHD_ZnF 结构域［8，14］。TAZ_和 ZZ_类型的锌指结构介导组蛋白乙酰基转移酶与转录因子间的相互作用。PHD类型的锌指结构在蛋白质识别和互作中发挥重要的作用。植物CBP蛋白缺少动物CBP蛋白所具有的bromodomain结构域、KIX结构域，以及C端谷氨酸富集区。 KIX结构域能够与核因子CREB结合，谷氨酸富集区能够与哺乳动物特异的SRC-1和ACTR蛋白结合［13］。植物中不存在SRC-1和ACTR蛋白，因此其CBP蛋白也就不存在C端谷氨酸富集区。

2.4 TAFII250家族

TAFII250家族成员在真核生物中广泛存在。系统进化树分析显示，在真核生物中共发现18个TAFII250家族成员。在真菌中发现2个（ScHAF201和SpHAF601）；在动物中发现4个（HsHAF501、HsHAF502、DmHAF401和CeHAF301）；在苔藓和蕨类植物中发现4个（PpHAF1501、PpHAF1502、SmHAF1601和SmHAF1602）；在单子叶植物中发现 4个（ZmHAF101、SbHAF2601、OsHAF701和OsHAF2201）；在双子叶植物中发现4个（AtHAF1、AtHAF2、PtHAF901和PtHAF902）［8］。TAFII250家族基因主要功能是编码TATA结合蛋白相关因子1［TATA-binding protein（TBP）-associated factor 1］。玉米、水稻、拟南芥的TAFII250蛋白主要存在4个结构域，TAFII250型-HAT结构域、泛素结构域、C2HC锌指结构和 bromodomain结构域［8］。其中，泛素结构域是植物特有的，真菌和动物的TAFII250蛋白没有此结构域［14］。拟南芥TAFII250型-HAT结构域长度约为260个氨基酸，与动物和果蝇的TAFII250型-HAT结构域长度相近［13］。植物不同类型的组蛋白乙酰基转移酶（Histone acetylase，HAT）与来自其他真核生物（如真菌和动物）的HAT在结构上具有相似性，但又不完全相同，在结构域的数目和种类上都有差异。这种结构上的差异暗示植物HAT与真菌和动物HAT在功能上可能不完全相同，植物通过自身的HAT实现对基因表达的调控，来调节其生长、发育和环境应答反应。

3 植物组蛋白乙酰基转移酶底物特异性

目前，真核生物存在多种多样的HAT，在基因转录、DNA复制和修复等过程发挥重要的作用。其功能的多样性也代表了其底物的多样性。HAT除了能催化组蛋白发生乙酰化外，还能够使非组蛋白发生乙酰化。

3.1 组蛋白底物

HAT能够催化组蛋白H2A、H2B、H3和H4位于N端的赖氨酸残基发生乙酰化［20-23］。HAT主要是催化组蛋白H3、H4上赖氨酸残基的乙酰化，不同的HAT对4种核心组蛋白具有不同的特异性和倾向性。目前在酵母、果蝇和人体中的研究表明，GNAT家族蛋白主要作用的底物是组蛋白H3和H4，酵母的Gcn5（包括SAGA和Ada）还能促使H2B蛋白发生乙酰化［23］。MYST家族成员主要是使组蛋白H4、H3发生乙酰化，其中酵母的Sas3和Esa1、果蝇的MOE，以及人的Tip60和MOZ蛋白还能使组蛋白H2A发生乙酰化［23］。酵母和人的TAFII250家族蛋白能使H3和H4发生乙酰化。P300/CBP家族蛋白的底物范围最为广泛，能够使所有的核心组蛋白（H3、H4、H2A和H2B）发生乙酰化。

组蛋白可以有两种存在状态，一种是以核小体的形式存在；一种是组装成核小体前的游离状态。HAT也可以有两种存在状态，一种是作为独立分子；另一种是作为蛋白复合物的一个成员。不同状态下的HAT对两种不同状态下的核心组蛋白具有不同的催化能力。例如，MYST家族中来自酵母的Esa1和来自人类的Tip60在一般情况下是催化游离状态的组蛋白H4、H2A和H3发生乙酰化，当与其他蛋白形成复合物后这两种组蛋白乙酰基转移酶均能够使核小体结构上的组蛋白H4和H2A发生乙酰化［24］。

HAT主要催化核心组蛋白N-端赖氨酸残基发生乙酰化。从酵母到人类，HAT作用的赖氨酸残基位点具有共通性。组蛋白H3第9、14、18和23位的赖氨酸残基常发生乙酰化，组蛋白H4的第5、8、12和16位的赖氨酸残基常发生乙酰化，H2A第5和9位以及H2B的第5、12、15和20位的赖氨酸残基能够发生乙酰化［22-24］。最近，Tian等［25］研究了拟南芥组蛋白去乙酰化酶基因AtHD1（即AtHDA19）突变体中组蛋白乙酰化状态的变化发现，AtHD1突变体（athd1-t1）的组蛋白H3第9位，H4第12位，以及H4四个位点（K5、K8、K12和K16）的乙酰化程度发生变化，暗示拟南芥与其他真核生物具有相同的组蛋白乙酰化位点。此外，Nallamilli等［26］研究发现水稻组蛋白的14个赖氨酸残基位点能够发生乙酰化，乙酰化位点包括组蛋白H4的第13和17位，H2B的第43和46位，H2A的第7和13位的赖氨酸残基位点，表明植物组蛋白多个位点能够发生乙酰化。

3.2 非组蛋白底物

组蛋白乙酰基转移酶的作用底物除了组蛋白外，还包括一些非组蛋白。在动物中，这些非组蛋白包括p53、MyoD、c-Myb等转录调节因子［22，23］。目前，Nallamilli等［26］采用免疫亲和与质谱法（Immunoaffinity purification coupled with LC-MS/MS）鉴定水稻悬浮细胞中乙酰化蛋白发现，44种蛋白发生了乙酰化，乙酰化的核蛋白仅占乙酰化总蛋白的17.2%，绝大部分发生乙酰化的是非组蛋白。这些乙酰化的蛋白参与多种细胞过程，如调节基因组的稳定性、基因转录、基因组反转录。此外，一些蛋白质翻译相关因子（如转录起始因子IF-3-like），以及代谢相关蛋白（如GAPDH、烯醇酶、细胞色素P450 72A1、二氢乳清酸脱氢酶）也会发生乙酰化。Finkemeier等［27］分析拟南芥叶片中乙酰化蛋白发现，74种蛋白上的91个位点能够发生乙酰化。这些乙酰化蛋白中，除了组蛋白H3、H4 及一些核蛋白外，大部分都是非组蛋白。这些非组蛋白参与多种生命过程，如光合作用、植物发育、细胞信号传导、胁迫反应、蛋白质合成和定位等。这些乙酰化蛋白中，9个乙酰化蛋白是和叶绿体光合作用有关，其中包括4个参与卡尔文循环的酶（如Rubisco大亚基），暗示乙酰化是叶绿体内蛋白质的一种十分重要的翻译后修饰。此外，这些乙酰化蛋白很多是酶，乙酰化修饰很可能是酶功能的一种重要的调节方式。Melo-Braga等［28］研究了葡萄（Vitis vinifera）受小卷叶蛾（Lobesia botrana）侵染后蛋白质表达和翻译后修饰的变化。结果发现病害侵染后，20个位点乙酰化水平发生变化。其中，胁迫反应相关的第二信使分子钙结合蛋白CML（CaMCML）第95位赖氨酸残基的乙酰化水平升高。这些在水稻、拟南芥和葡萄等植物中的蛋白质组学研究表明，许多细胞核和细胞器中的非组蛋白均能发生乙酰化修饰，乙酰化可能是蛋白质功能、稳定性的一种重要的调节方式。

4 组蛋白乙酰基转移酶的功能

HAT家族的成员常以复合体的形式存在，参与多个细胞过程，如转录激活、基因沉默、细胞周期调控、DNA复制、修复及染色体组装，并在这些过程中发挥十分重要的调节作用［9，10］。HAT与植物的生长、发育、胁迫反应和细胞周期进程有密切关系［11］。

4.1 组蛋白乙酰基转移酶在发育中的作用

HAT表达发生改变常会引起植物发育上的异常。目前研究表明HAT在植物的发育过程（尤其是花发育中）具有十分重要的调节作用。例如，拟南芥GCN5发生突变会产生顶生花，其花瓣变为雄蕊、萼片变为丝状结构、心皮发生异位。这种花表型的变化可能与花分生组织中花发育关键基因WUS（WUSCHEL）和AG（AGAMOUS）的表达部位和表达水平的改变有关［29］。在另一个研究中，拟南芥GCN5突变会引起植株矮小、顶端优势丧失，花药发育异常，花结构异常［30］。拟南芥MYST家族成员HAM1和HAM2参与开花时间的调控，HAM1和HAM2基因表达抑制后会导致拟南芥开花提前，而HAM1基因过量表达则引起开花推迟［31］。在HAM1/2抑制表达植株（amiRNA-HAM1/2）中，FLC以及MAF3/4基因位点的染色质区组蛋白H4和H4K5的乙酰化水平降低，FLC以及MAF3/4基因的表达量低于非转基因对照植株；而在HAM1过量表达植株中，FLC以及MAF3/4基因位点的染色质区组蛋白H4和H4K5的乙酰化水平升高，FLC以及MAF3/4基因的表达量高于非转基因对照植株［31］。这些研究结果表明拟南芥HAM1和HAM2基因能够调节开花相关基因FLC（FLOWERING LOCUS C）及其同源基因MAF3/4（MADS-box Affecting Flowering gene 3/4）所在染色质区组蛋白的乙酰化程度，进而影响这些基因的表达，从而实现对植株开花时间的调控［31］。此外，HAM1和HAM1还与配子体发育有关，拟南芥HAM1和HAM1 双突变会导致配子体发育停滞在减数分裂期的早期，雌、雄配子体在发育上出现严重缺陷［32］。

拟南芥P300/CBP家族的HAC1基因突变后，会引起植株开花推迟、主根根长缩短、育性一定程度的降低［33］。研究发现Hac1突变体中开花抑制因子FLC的表达量升高，这可能是引起开花推迟的一个因素［19，33］。Li等［34］研究了拟南芥P300/CBP家族的HAC1、HAC4、HAC5以及HAC12的功能，观察了这些HAC基因的单基因、双基因或三基因突变体的表型。结果显示HAC1与其他HAC基因组合得到的双基因或三基因突变体开花推迟，叶片形态也发生变化，如出现小型、颜色深绿、褶皱及锯齿状的莲座叶片。总的结果显示HAC1具有主效作用，HAC1、HAC5与HAC12具有协同作用，HAC5与HAC1协同作用最佳，HAC4 能够减弱HAC1与HAC5的作用［34］。此外，大麦GNAT-MYST 家族的HvMYST、HvELP3 和 HvGCN5在种子发育的各个阶段均能表达，但在发育不同阶段表达量不同，HvMYST和HvELP3在花受精后的10-20 d表达量最高，而HvGCN5在种子发育的1-10 d表达量最高［14］，表明这些基因参与大麦种子的发育。

4.2 组蛋白乙酰基转移酶在胁迫反应中的作用

目前研究表明HAT的表达受植物激素、低温、干旱以及盐胁迫的调控。在大麦中发现了3个HAT蛋白，分别为HvMYST、HvELP3和HvGCN5。脱落酸（ABA）处理大麦幼苗24 h能够诱导HvMYST、HvELP3和HvGCN5这些基因的表达，其表达量增加了2-4倍［14］。CBF1是一个重要的转录调节蛋白，调节低温相关基因的表达。在酵母中，CBF1需要与GCN5以及转录共活化因子ADA2和ADA相互作用来活化基因的表达。在拟南芥中，存在GCN5蛋白及2个ADA2蛋白（ADA2a和ADA2b）。蛋白质互作实验表明拟南芥GCN5能够与ADA2蛋白相互作用，而CBF1能够与GCN5和ADA2发生相互作用［35］，暗示GCN5可能参与CBF1所调节的低温胁迫反应。最近研究表明，拟南芥GCN5突变或其互作蛋白ADA2b突变均会导致低温适应性相关基因COR（Cold regulated gene）表达的下降，但并不影响COR基因启动子区H3组蛋白的乙酰化程度，这些结果表明HAT参与低温胁迫反应，但HAT具体的作用机制仍有待深入了解［36］。

在水稻中存在8个HAT基因［8］，Fang等［37］分析了来自于不同家族的水稻HAT基因OsHAC703、OsHAG703、OsHAM701和OsHAF701在干旱条件下的表达，结果表明这4个基因的表达均受干旱胁迫的显著诱导。当干旱处理29 h后，OsHAC703、OsHAG703、OsHAM701和OsHAF701基因的表达水平分别是对照的2.7、2.2、5.3和7.7倍。其中，OsHAC703、OsHAG703和OsHAM701这3个基因的表达还受植物激素ABA的诱导［37］。这些研究结果表明水稻HAT基因参与干旱胁迫的应答反应。此外，HAT还与盐胁迫反应有密切关系。盐胁迫下，玉米根的生长受到抑制，根细胞增大，根变粗。Li等［38］的研究发现这种盐胁迫的适应性表型很可能受表观遗传的调控。在此研究中，200 mmol/L NaCl处理不同时间（2-96 h）后，玉米B-型HAT基因HATB和A-型HAT基因GCN5的表达水平上调。 NaCl处理96 h时，ZmHATB基因转录水平达到最高，是对照的2.8倍；而NaCl处理4 h，GCN5基因的转录水平达到最高，是对照的3.3倍。HATB和GCN5基因表达水平上调的同时，伴随着组蛋白H3K9和H4K5乙酰化水平的提高，二者分别提高了40%和60%。此外，与细胞壁扩张和伸展相关的基因EXPB2（β-expansin）和XET1（Xyloglucan endotransglucosylase）的转录水平上调，它们启动子区H3K9乙酰化水平也提高［38］。这些研究表明，HAT可通过影响基因的表达引起盐胁迫下玉米根表型发生变化。

此外，HAT还参与光反应过程。Bertrand等［39］的研究表明拟南芥TAFII250家族的HAF2基因作为转录共活化因子参与光信号反应，活化光诱导基因的转录。如果HAF2基因突变，会导致叶片颜色发黄、叶片的叶绿素含量减少，以及光诱导基因RBCS-1A和 CAB2的表达量显著降低［39］。该研究组随后发现拟南芥GCN5也参与光反应过程，AtGCN5突变引起胚轴延长以及光诱导基因RBCS-1A和CAB2表达水平降低，GCN5和HAF2基因的双重突变会导致这些光诱导基因表达水平进一步下降。Benhamed等［40］的研究表明组蛋白乙酰基转移酶基因GCN5和HAF2需要共同存在，才能实现光诱导基因启动子区组蛋白H3K9、H3K27和H4K12 的乙酰化。

5 结语

组蛋白乙酰化是一种十分重要的表观遗传修饰。组蛋白乙酰基转移酶催化组蛋白乙酰化，还能够催化细胞核和细胞器内非组蛋白的乙酰化，调节这些蛋白的功能。组蛋白乙酰化与DNA甲基化互相关联，互相作用，共同调节基因的表达。因此，组蛋白乙酰基转移酶参与的基因表达调控是一个复杂的过程，既涉及与组蛋白去乙酰化酶的共同作用，也涉及与DNA甲基化的相互作用。通过对拟南芥等植物的研究，人们对植物组蛋白乙酰基转移酶有了一定的了解，目前的研究表明HAT参与植物的生长、发育和胁迫反应，而HAT在这些生命过程中的具体功能及其作用机理（包括其上游调节基因）仍有待深入研究。

目前，大部分组蛋白乙酰基转移酶的研究主要是以拟南芥、玉米、水稻和大麦等草本植物或农作物作为研究对象，而其他物种（如木本植物）的组蛋白乙酰基转移酶鲜有报道。因此，组蛋白乙酰基转移酶仍有待广泛和深入的研究。表观遗传修饰（包括组蛋白乙酰化）具有快速、可逆及可遗传的特点，是植物适应胁迫的一个快速和有效的方式。研究HAT所参与的胁迫反应的表观遗传调控机理，鉴定胁迫相关的HAT基因功能，对于培养优良的抗逆新品种具有重要的意义。

［1］Eberharter A， Becker PB. Histone acetylation：a switch between repressive and permissive chromatin. second in review series on chromatin dynamics［J］. EMBO Rep， 2002， 3（3）：224-229.

［2］Kuo MH， Allis CD. Roles of histone acetyltransferases and deacetylases in gene regulation［J］. Bioessays， 1998， 20（8）：615-626.

［3］Sterner DE， Berger SL. Acetylation of histones and transcriptionrelated factors［J］. Microbiol Mol Biol Rev， 2000， 64（2）：435-459.

［4］Struhl K. Histone acetylation and transcriptional regulatorymechanisms［J］. Genes Dev， 1998， 12（5）：599-606.

［5］Allfrey VG， Mirsky AE. Structural modifications of histones and their possible role in the regulation of RNA synthesis［J］. Science，1964， 144（3618）：559.

［6］Brownell JE， Allis CD. An activity gel assay detects a single，catalytically active histone acetyltransferase subunit in Tetrahymena macronuclei［J］. Proc Natl Acad Sci USA， 1995， 92（14）：6364-6368.

［7］Lusser A， Eberharter A， Loidl A， et al. Analysis of the histone acetyltransferase B complex of maize embryos［J］. Nucleic Acids Res， 1999， 27（22）：4427-4435.

［8］ Liu X， Luo M， Zhang W， et al. Histone acetyltransferases in rice（Oryza sativa L. ）：phylogenetic analysis， subcellular localization and expression［J］. BMC Plant Biol， 2012， 12：145.

［9］ Mai A， Rotili D， Tarantino D， et al. Identification of 4-hydroxyquinolines inhibitors of p300/CBP histone acetyltransferases［J］. Bioorg Med Chem Lett， 2009， 19（4）：1132-1135.

［10］Kikuchi H， Nakayama T. GCN5 and BCR signalling collaborate to induce pre-mature B cell apoptosis through depletion of ICAD and IAP2 and activation of caspase activities［J］. Gene， 2008， 419（1-2）：48-55.

［11］Boycheva I， Vassileva V， Iantcheva A. Histone acetyltransferases in plant development and plasticity［J］. Curr Genomics， 2014， 15（1）：28-37.

［12］Loidl P. Histone acetylation：facts and questions［J］. Chromosoma， 1994， 103（7）：441-449.

［13］Pandey R， Muller A， Napoli CA， et al. Analysis of histone acetyltransferase and histone deacetylase families of Arabidopsis thaliana suggests functional diversification of chromatin modification among multicellular eukaryotes［J］. Nucleic Acids Res， 2002， 30（23）：5036-5055.

［14］Papaefthimiou D， Likotrafiti E， Kapazoglou A， et al. Epigenetic chromatin modifiers in barley：III. Isolation and characterization of the barley GNAT-MYST family of histone acetyltransferases and responses to exogenous ABA［J］. Plant Physiol Biochem， 2010，48（2-3）：98-107.

［15］ Neuwald AF， Landsman D. GCN5-related histone N-acetyltransferases belong to a diverse superfamily that includes the yeast SPT10 protein［J］. Trends Biochem Sci， 1997， 22（5）：154-155.

［16］ Marmorstein R， Berger SL. Structure and function of bromodomains in chromatin-regulating complexes［J］. Gene， 2001， 272（1-2）：1-9.

［17］ Kornet N， Scheres B. Members of the GCN5 histone acetyltransferase complex regulate PLETHORA-mediated root stem cell niche maintenance and transit amplifying cell proliferation in Arabidopsis［J］. Plant Cell， 2009， 21（4）：1070-1079.

［18］Yang XJ. The diverse superfamily of lysine acetyltransferases and their roles in leukemia and other diseases［J］. Nucleic Acids Res， 2004， 32（3）：959-976.

［19］Han SK， Song JD， Noh YS， et al. Role of plant CBP/p300-like genes in the regulation of flowering time［J］. Plant J， 2007， 49（1）：103-114.

［20］Brownell JE， Allis CD. Special HATs for special occasions：linking histone acetylation to chromatin assembly and gene activation［J］. Curr Opin Genet Dev， 1996， 6（2）：176-184.

［21］ Hassig CA， Schreiber SL. Nuclear histone acetylases and deacetylases and transcriptional regulation：HATs off to HDACs［J］. Curr Opin Chem Biol， 1997， 1（3）：300-308.

［22］Fukuda H， Sano N， Muto S， et al. Simple histone acetylation plays a complex role in the regulation of gene expression［J］. Brief Funct Genomic Proteomic， 2006， 5（3）：190-208.

［23］Marmorstein R. Structure of histone acetyltransferases［J］. J Mol Biol， 2001， 311（3）：433-444.

［24］Carrozza MJ， Utley RT， Workman JL， et al. The diverse functions of histone acetyltransferase complexes［J］. Trends Genet， 2003， 19（6）：321-329.

［25］Tian L， Fong MP， Wang JJ， et al. Reversible histone acetylation and deacetylation mediate genome-wide， promoter-dependent and locus-specific changes in gene expression during plant development［J］. Genetics， 2005， 169（1）：337-345.

［26］Nallamilli BR， Edelmann MJ， Zhong X， et al. Global analysis of lysine acetylation suggests the involvement of protein acetylation in diverse biological processes in rice（Oryza sativa）［J］. PLoS One， 2014， 9（2）：e89283.

［27］Finkemeier I， Laxa M， Miguet L， et al. Proteins of diverse function and subcellular location are lysine acetylated in Arabidopsis［J］. Plant Physiol， 2011， 155（4）：1779-1790.

［28］Melo-Braga MN， Verano-Braga T， Leon IR， et al. Modulation of protein phosphorylation， N-glycosylation and Lys-acetylation in grape（Vitis vinifera）mesocarp and exocarp owing to Lobesiabotrana infection［J］. Mol Cell Proteomics， 2012， 11（10）：945-956.

［29］Bertrand C， Bergounioux C， Domenichini S， et al. Arabidopsis histone acetyltransferase AtGCN5 regulates the floral meristem activity through the WUSCHEL/AGAMOUS pathway［J］. J Biol Chem， 2003， 278（30）：28246-28251.

［30］Cohen R， Schocken J， Kaldis A， et al. The histone acetyltransferase GCN5 affects the inflorescence meristem and stamen development in Arabidopsis［J］. Planta， 2009， 230（6）：1207-1221.

［31］ Xiao J， Zhang H， Xing L， et al. Requirement of histone acetyltransferases HAM1 and HAM2 for epigenetic modification of FLC in regulating flowering in Arabidopsis［J］. J Plant Physiol， 2013，170（4）：444-451.

［32］Latrasse D， Benhamed M， Henry Y， et al. The MYST histone acetyltransferases are essential for gametophyte development in Arabidopsis［J］. BMC Plant Biol， 2008， 8：121.

［33］Deng W， Liu C， Pei Y， et al. Involvement of the histone acetyltransferase AtHAC1 in the regulation of flowering time via repression of FLOWERING LOCUS C in Arabidopsis［J］. Plant Physiol， 2007， 143（4）：1660-1668.

［34］Li C， Xu J， Li J， et al. Involvement of Arabidopsis HAC family genes in pleiotropic developmental processes［J］. Plant Signal Behav， 2014， 9：e28173.

［35］Stockinger EJ， Mao Y， Regier MK， et al. Transcriptional adaptor and histone acetyltransferase proteins in Arabidopsis and their interactions with CBF1， a transcriptional activator involved in coldregulated gene expression［J］. Nucleic Acids Res， 2001， 29（7）：1524-1533.

［36］Pavangadkar K， Thomashow MF， Triezenberg SJ. Histone dynamics and roles of histone acetyltransferases during cold-induced gene regulation in Arabidopsis［J］. Plant Mol Biol， 2010， 74（1-2）：183-200.

［37］Fang H， Liu X， Thorn G， et al. Expression analysis of histone acetyltransferases in rice under drought stress［J］. Biochem Biophys Res Commun， 2014， 443（2）：400-405.

［38］Li H， Yan S， Zhao L， et al. Histone acetylation associated upregulation of the cell wall related genes is involved in salt stress induced maize root swelling［J］. BMC Plant Biol， 2014， 14：105.

［39］Bertrand C， Benhamed M， Li YF， et al. Arabidopsis HAF2 gene encoding TATA-binding protein（TBP）-associated factor TAF1，is required to integrate light signals to regulate gene expression and growth［J］. J Biol Chem， 2005， 280（2）：1465-1473.

［40］Benhamed M， Bertrand C， Servet C， et al. Arabidopsis GCN5， HD1，and TAF1/HAF2 interact to regulate histone acetylation required for light-responsive gene expression［J］. Plant Cell， 2006， 18（11）：2893-2903.

（责任编辑 狄艳红）

Research Progress of Plant Histone Acetyltransferases

Xia Dean1Liu Chunjuan1Lü Shibo1Zhang Yanni2Liu Yijia2Ma Xujun1
（1. State Key Laboratory of Tree Genetics and Breeding，School of Forestry，Northeast Forestry University，Harbin 150040；2. School of Landscape Architecture，Northeast Forestry University，Harbin 150040）

Histone acetylation is a dynamic and reversible process， including histone acetylation and de-acetylation. Histone acetyltransferases mediate histone acetylation and act in concert with histone deacetylases to regulate the status of histone acetylation， which modifies chromatin structure， affects gene transcription and thus plays a crucial regulatory role in plant growth， development and stress responses. In this review， we summarize the current research progress of histone acetyltransferases in respects of cellular distribution， classification，substrate specificity and functions.

histone acetylation；histone acetyltransferase；development；stress

10.13560/j.cnki.biotech.bull.1985.2015.07.003

2014-12-15

国家自然科学基金青年科学基金项目（31200497），黑龙江省博士后基金项目（LBH-Z13006）

夏德安，男，博士，副教授，研究方向：林木遗传育种；E-mail：xiadean@126.com

马旭俊，博士，讲师，研究方向：林木遗传育种；E-mail：mxj3000@sina.com