血清反应因子在神经再生中的作用

童灵犀，黄飞，张传森

血清反应因子在神经再生中的作用

童灵犀，黄飞，张传森

血清反应因子（SRF）是一种高度保守且广泛存在于多种生物体内的转录因子。SRF最早被发现于c-fos原癌基因中，近年来SRF被发现在神经再生中有重要作用，SRF能够调节细胞骨架，调整线粒体的动力学，改善神经再生的环境，与胶质细胞产生的抑制性因子结合介导c-fos立即早期基因反应。本研究主要探讨SRF在神经修复中的不同的作用与机制，并对其进行综述。

血清反应因子；细胞骨架动力学；轴突再生；线粒体动力学；立即早期基因

血清反应因子（serum response factor，SRF）是一种高度保守且广泛存在于多种生物体内的转录因子，目前已有170种靶基因被发现[1]。SRF能结合基因启动子的SRE区，调控许多立即早期基因（immediate-early genes，IEGs）反应，调节细胞生长和结构性细胞骨架蛋白等基因。SRF也是许多信号通路的下游信号分子，主要参与细胞的凋亡、增殖与分化、周期调控。最近研究发现SRF对神经再生有重要作用，本研究对其可能的作用与机制进行综述。

1 SRF的生物学特性及功能

1984年，哈佛大学的Greenberg发现了血清可以快速激活c-fos的转录[2]。研究者认为在血清中某些DNA元件可以识别c-fos基因的启动子[3,4]，而后Treisman发现一个简短的序列可以识别c-fos的启动子，将其命名为血清反应元件（serum response element，SRE）。SRE是一种二聚体，也被称为CArG box。Treisman随后发现其他转录因子、蛋白质可连接到SRE上，调控基因的表达，于是将这种三聚体命名为SRF。

人类SRF位于染色体6p21.1区，约10 607 bp，包含7个外显子，exon1(1～871)，exon2(872～1 138)，exon3(1 139～1 400)，exon4(1 401～1 520)，exon5(1 521～1 712)，exon6(1 713～1 789)，exon7 (1 790～4 201)，mRNA总长为4 021 bp。其中编码区域为359到1 885。SRF蛋白由508个氨基酸组成，大小约为67 kDa，包括3个结构，一个包含DNA结合与二聚化域的中央轴、一个C-端转录激活域及一个可以被酪蛋白激酶II和核糖体S6激酶磷酸化的N-端域。SRF蛋白可以被anti-SRF抗体和反义SRF RNA抑制，又可以被血清、溶血磷脂酸（lysophosphatidic acid，LPA）、脂多糖（lipopolysaccharides，LPS）、细胞分裂素、茴香霉素、TNF-α等激活。

SRF对于调控细胞生长、分化有重要的功能。SRF可应用于神经营养因子治疗细胞[5]，参与神经递质的调节与释放，提高细胞内Ca2+含量[6,7]，与应激反应和病毒激活[8,9]有关。在神经元中，SRF主要有3个作用：①可通过调节肌动蛋白的基因转录和丝切蛋白的活性来调整细胞骨架动力学，发挥促进轴突再生、神经保护的作用；②对线粒体的形态与分布至关重要，主要参与调节线粒体运输；③再生抑制性因素激活SRF介导IEGs反应，改变神经损伤后的环境，改变再生抑制因子与再生促进因子作用的时间，可能促进轴突再生。

2 SRF调节细胞蛋白骨架促进神经再生

早在20年前，Hill等[10]就提出SRF作为转录因子可通过Rho信号通路调节细胞骨架中肌动蛋白形成分支，如今研究者们已普遍接受。在中枢神经或周围神经系统的神经元中，一旦SRF缺失，轴突的生长，分支的形成、导向，生长锥的形成就会受到影响[11-14]，生长锥会缺少丝状伪足[6]，中枢神经元轴突的横断面也会呈回缩状态[15]。这说明SRF对于轴突再生、生长锥的形成有重要作用。

但并不是充足的SRF就可以促进神经的再生。Stern等[16]发现SRF基因缺失会减少小鼠面神经再生，而在野生型的小鼠中，损伤的神经元的细胞质和细胞核中会堆积大量的SRF。Stern将堆积的SRF分为细胞质SRF和细胞核SRF。他认为细胞核中的SRF只是增加神经元的运动性，不足以作为刺激再生的一个单独且充分的因素，但是缺乏细胞核SRF会对神经的再生产生抑制[17]。真正发挥作用的是细胞核SRF向细胞质中转移，细胞质中SRF的增多是促进生长锥的生长、神经再生的真正原因。

SRF是MRTF家族的辅因子，MRTF可以感受到细胞骨架中actin的聚合。单体的G-actin聚合成为纤维状的F-actin时，MRTF就会释放到细胞质中，从而激活SRF。在神经损伤的情况下，细胞骨架崩溃，F-actin不断解聚，导致MRTF减少，从而使SRF的磷酸化减少。

细胞核SRF向细胞质中转移，细胞质SRF的增多促进生长锥生长、神经再生的可能机制有2种。机制一认为细胞质SRF与丝切蛋白的磷酸化水平的下调有关。丝切蛋白对于神经元的肌动蛋白动力学有重要作用，患有丝切蛋白缺陷的新生鼠中神经元的运动和形态都有缺陷[18]。这与SRF缺失类似，因此细胞质SRF可能参与丝切蛋白的去磷酸化作用，丝切蛋白去磷酸化后参与生长锥中已聚合的F-actin的解聚，加速损伤后微管的重塑，尤其是丝状伪足的重塑，促进其延伸和分支，从而可能加强轴突的再生。机制二是细胞质中的SRF通过调整丝切蛋白的亚细胞定位来发挥作用。在神经退行性病变中，丝切蛋白处于一个从细胞质到细胞核定位的应激反应中[18-20]。过表达的细胞质SRF会使细胞核中磷酸化的丝切蛋白的数量减少，从而抵消这一应激反应。除了去磷酸化的丝切蛋白，总的丝切蛋白丰度也被测定，因为总的丝切蛋白丰度是不被磷酸化的，所以推测在轴突再生的过程中，总的丝切蛋白也存在着一种活化的形式。这些活化的丝切蛋白能加强肌动蛋白动力学，通过调整F-actin促进神经或神经元的再生。总之，当SRF进入细胞质时，它能发挥保护轴突和促进再生的作用，并且无论在中枢神经抑或在周围神经中，SRF可以发挥同样的作用。

3 SRF调整神经元细胞骨架中线粒体动力学促进神经再生

SRF在调整细胞骨架动力学的同时，也影响线粒体的形态与分布[10]。研究者培养小鼠海马、纹状体、皮质中的神经元，使用Cre重组酶删除SRF基因。在3周时，这些神经元就全部死亡，并出现严重的脱髓鞘；在未删除SRF基因的神经元中，3周内不会出现严重的脱髓鞘[21]。之前有研究者认为线粒体的功能障碍和脱髓鞘有关联[22]，推测SRF与线粒体可能相互影响。对SRF缺失神经元的超微结构的分析证明，SRF的缺失损害线粒体的形态，线粒体棘被大量破坏，并且有球泡状夹杂物。SRF缺失也会减少线粒体转运效率，引起神经退行性病变[22-26]。而使用慢病毒过表达SRF后具有持续活性的SRF-VP16能够稳定线粒体的形态、增加线粒体的转运速度和转运率、加强线粒体网络的形成。与此同时，施万细胞作为周围神经系统中的胶质细胞，在神经元再生中主要起促进作用，SRF能够减少神经元的脱髓鞘也很有可能通过其他机制与施万细胞联系，这也是研究SRF在神经再生中作用的一个重要方向。

SRF影响线粒体的机制与其调控细胞骨架密切相关。微管是线粒体在神经元中运输的主要轨道。研究发现，当G-actin聚合成纤维状F-actin时，F-actin增多，G-actin减少，线粒体会大量出现在生长锥中。与此研究一致的是，脑源性神经营养因子（brain derived neurotrophic factor，BDNF）能促进F-actin的聚合，能加强线粒体向生长锥中转移[27]，使F-actin解聚为ephrin-A5，减少生长锥中线粒体的数量。而G-actin的减少可使SRF激活，说明SRF的增多与线粒体向生长锥中转移具有一致性，SRF的减少会使线粒体向生长锥中的转运减少。

其他观点认为，actin和丝切蛋白在运输线粒体也有重要的作用[27-29]。Actin在神经突中组装时，将线粒体填充其中，丝切蛋白也将线粒体运输到神经突中。而SRF是丝切蛋白的一个启动子，因此SRF对于丝切蛋白转运线粒体有重要作用。也有不同的观点认为在退行性病变中，丝切蛋白的聚集会减少线粒体的运输[12,29,30]。目前没有明确的证据能说明SRF的转录直接调控整个线粒体基因组，但SRF对线粒体的功能确实有维持作用。

4 SRF调节IEGS反应影响神经修复环境促进神经再生

4.1 神经胶质细胞对神经再生的影响

在周围神经中，施万细胞在神经再生中主要起导向和营养作用。而中枢神经系统中本身存在抑制性因素，导致轴突再生受限。这些抑制性因素包括：少突胶质细胞源类的勿动蛋白（Nogo）、髓磷脂相关糖蛋白和少突胶质细胞糖蛋白；星形胶质细胞来源的硫酸软骨素蛋白多糖（chondroitin sulfate proteoglycans，CSPGs）[31]。

Nogo、CSPGs是抑制神经纤维生长的主要外在抑制因素。髓鞘相关的抑制因素例如Nogo信号是通过Nogo受体复合物（NgR）或者配对免疫球蛋白受体B （paired immunoglobulin-like receptor B，PIR-B)表达在中枢神经系统中。星形胶质细胞相关的抑制因素CSPGs是通过激活横跨膜的蛋白质酪氨酸磷酸酶受体、RPTPσ、NgRs来防止中枢神经系统再生[32]。Rho-GTPase、Rho激酶（Rho kinase， ROCK）和PKC信号通路被认为可以激活NgRs[33]，下游的LIM kinase-cofilin信号通路是将NgRs与肌动蛋白骨架联系起来导致轴突功能停转[34]。

4.2 再生抑制因素激活SRF调控c-fos介导的IEGs反应

快速且短暂的IEGs反应是损伤的神经中最先发生的反应[35]。c-fos介导的IEGs反应是一个著名的分子开关，能调控细胞的生存或死亡。抑制因素刺激中枢神经元中c-fos介导的IEGs反应。通常c-fos蛋白在没受损伤刺激的神经元中缺失，而一旦损伤，在1～2 h内髓鞘总蛋白能强烈的诱导c-fos，随着时间推移，c-fos蛋白无法被检测到，说明刺激因素只能在短期内激活IEGs反应。C-fos是SRF的一个目标基因。研究发现在SRF缺失的神经元中，c-fos的诱导IEGs反应是减少的，说明c-fos介导的IEGs反应是依赖SRF调控的。而SRF调控c-fos介导的IEGs反应，需要抑制性因子的参与。Nogo、CSPGs、髓磷脂都能与SRF结合，从而激活SRF调控的c-fos介导的IEGs反应。值得注意的是，SRF虽能与中枢神经系统胶质细胞源性的抑制因素结合调控c-fos介导的IEGs反应，但SRF是否对胶质细胞本身产生影响仍不得而知，目前没有证据能证明SRF直接影响中枢神经系统中不同的胶质细胞。笔者认为SRF很可能影响胶质细胞的细胞骨架，从而对胶质细胞产生影响，然而胶质细胞对神经再生本身有利有弊，因此SRF对胶质细胞的作用不可同一而论。

4.3 SRF调控c-fos介导的IEGs反应对神经再生的影响

在存在不同条件的抑制因素的培养神经元中，SRF-VP16（通过慢病毒过表达SRF）可明显增加神经元的长度。但是其机制目前不清楚，可能是SRF可延长神经元损伤刺激后IEGs反应的时间，从而使神经元适应。而一些生长促进因子如BDNF也刺激SRF，与抑制因素不同的是，他们在不同的时间阶段发挥作用。抑制因素只能在短期内（8 h内）刺激SRF，而生长促进因子在不同的时间阶段都可以刺激SRF。长时程的BDNF刺激可增加神经元存活的几率。无论是生长促进因子还是抑制因子，他们都是通过 Rho-GTPases作为一个效应器来发挥作用[36-37]。Rho-GTPases能激活F-actin使其聚合，也能加强SRF的激活[36]，因此这些因素在不同的时间发挥作用，可能对神经元再生环境有一定的影响。

5 展望

SRF作为转录因子，对于调节神经元细胞骨架有重要的调控作用，通过调节细胞骨架，调整线粒体的动力学，对神经元修复的环境有一定的影响。在周围神经中，已经证明过表达的SRF能加强面神经神经元的修复，而在中枢神经系统中，SRF对修复也有一定作用。然而SRF的研究仍处于起步阶段，目前仅局限在神经元的轴突再生中，关于SRF对神经胶质细胞的影响，目前没有明确的认识。如何将SRF更好与临床结合应用于神经修复、甚至是脊髓损伤修复仍需深入研究。

[1]M iano JM.Deck of CArGs[J].Circ Res, 2008,103:13-15.

[2]Greenberg ME,Ziff EB.Stimulation of 3T3 cells induces transcription of the c-fos proto-onco-gene[J].Nature,1984,311:433-438.

[3]Greenberg ME,Siegfried Z,Ziff EB.Mutation of the c-fos gene dyad symmetry element inhibits serum inducibility of transcription in vivo and the nuclear regulatory factor binding in vitro[J].MolCell Biol,1987,7:1217-1225.

[4]Prywes R,Roeder RG.Inducible binding of a factor to the c-fos enhancer[J].Cell, 1986,47:777-784.

[5]Sheng M,Dougan ST,M cFadden G,et al. Calcium and growth factor pathways of c-fos transcriptional activation require distinct upstream regulatory sequences[J].Mol Cell Biol, 1988,8:2787-2796.

[6]M cDonough PM,Hanford DS,Sprenkle AB, et al.Collaborative rolesfor c-Jun N-terminal kinase,c-Jun,serum response factor,and Sp1 in calcium-regulated myocardial gene expression [J].JBiolChem,1997,272:24046-24053.

[7]M isra RP,BonniA,M irantiCK,etal.L-type voltage-sensitive calcium channel activation stimulates gene expression by a serum response factor-depend-ent pathway [J].J Biol Chem, 1994,269:25483-25493.

[8]Avantaggiati ML,Natoli G,Balsano C,et al.The hepatitis B virus(HBV)pX transactivates the c-fos promoter through multiple cis-acting elements[J].Oncogene,1993,8:1567-1574.

[9]FujiiM,Tsuchiya H,Chuhjo T,etal.Serum response factor has functional roles both in indirect binding to the CArG box and in the transcriptional activation function of human T-cell leukemia virus type ITax[J].JVirol,1994,68: 7275-7283.

[10]Hill CS,Wynne J,Treisman R.The Rho Family GTPases RhoA,Racl,and CDC42Hs regulate transcriptional activation by SRF[J]. Cell,1995,81:1159-1170.

[11]Alberti S,Krause SM,Kretz O,et al.Neuronal migration in the murine rostral migratory stream requires serum response factor.[J]Proc NatiAcad SciU SA,2005,102:6148-6153.

[12]Knöll B,Kretz O,Fiedler C,et al.Serum response factor controls neuronal circuit assembly in the hippocampus[J].Nat Neurosci,2006,9: 195-204.

[13]Wickramasinghe SR, Alvania RS, Ramanan N,et al. Serum response factor mediates NGF-dependent target innervation by embryonic DRG sensory neurons[J].Neuron,2008, 58:532-545.

[14]Stritt C,Knöll B.Serum response factor regulates hippocampal lamination and dendrite development and is connected with reel in signaling[J].MolCellBiol,2010,30:1828-1837.

[15]Ertürk A, Hellal F, Enes J, et al. Disorganized microtubules underlie the formation of retraction bulbs and the failure of axonal regeneration[ J].J Neurosci, 2007, 27: 9169-9180.

[16]Stern S,Haverkamp S,Sinske D,etal.The transcription factor serum response factor stimulates axon regeneration through cytoplasmic localization and cofilin interaction[J].JNeurosci, 2013,33:18836-18848.

[17]Beck H,Flynn K,Lindenberg KS,et al. Serum Response Factor(SRF)-cofilin-actin signaling axis modulates mitochondrial dynamics [J].Proc Nati Acad Sci U S A,2012,109: E2523-2532.

[18]Flynn KC,Hellal F,Neukirchen D,et al. ADF/cofilin-mediated actin retrograde flow directsneurite formation in the developing brain[J]. Neuron,2012,76:1091-1107.

[19]Bamburget JR,Bernstein BW,Davis RC,et al.ADF/Cofilin-Actin rods in neurodegenerative Diseases [J]. Curr Alzheimer Res, 2010, 7: 241-250.

[20]Munsie L, Caron N, Atwal RS, et al. Mutant huntingtin causes defective actin remodeling during stress: defining a new role for transglutaminase 2 in neurodegenerative disease[J]. Hum Mol Genet, 2011, 20: 1937-1951.

[21]Stritt C,Stem S,Harting K, et al. Paracrine control of oligodendrocyte differentiation by SRF-directed neuronal gene expression [J]. Nat Neurosci, 2009, 12: 418-427.

[22]Mahad D,Lassmann H,TurnbullD.Review: Mitochondria and disease progression inmultiple sclerosis[J].Neuropathol Appl Neurobiol,2008, 34:577-589.

[23]Martin LJ,Liu Z,Chen K,et al.Motor neuron degeneration in amyotrophic lateral sclerosis mutant superoxide dismutase-1 transgenic mice: mechanisms of mitochondriopathy and cell death [J].JComp Neurol,2007,500:20-46.

[24]Orr AL, Li S, Wang CE,et al. N-terminal mutant huntingtin associates with mitochondria and impairs mitochondrial trafficking. [J]. J Neurosci,2008,28:2783-2792.

[25]Reddy PH, Mao P, Manczak M. Mitochondrial structural and functional dynamics in Huntington's disease[J].Brain Res Rev,2009,61:33-48.

[26]Song W, Chen J, Petrilli A, et al. Mutant huntingtin binds the mitochondrial fission GTPase dynamin-related protein-1 and increases its enzymatic activity [J]. Nat Med, 2011, 17: 377-382.

[27] Meier C,Anastasiadou S,Knöll B. Ephrin-A5 suppresses neurotrophin evoked neuronal motility,ERK activation and gene expression[J].PloSone,2011,6:e26089.

[28]Chua BT,Volbracht C.Tan KO,et al.Mitochondrial translocation of cofilin is an early step in apoptosis induction[J].Nat Cell Biol,2003,5: 1083-1089.

[29]Rehklau K,Gurniak CB,Conrad M,et al. ADF/cofilin proteins translocate to mitochondria during apoptosis but are not generally required for cell death signaling[J].CellDeath Diff,2012, 19:958-967.

[30]Bernstein BW,Bamburg JR.ADF/cofilin:a functional node in cell biology[J].Trends Cell Biol,2010,20:187-195.

[31]Sandvig A,Berry M,Barrett LB,et al. Myelin-,reactiveglia-,and scar-derived CNSaxon growth inhibitors:expression,receptor signaling, and corelation with axon regeneration[J].Glia, 2004,46:225-251.

[32]Akbik F,Cafferty WB,Strittmatter SM. Myelin associated inhibitors:a link between injury-induced and experience-dependent plasticity [J].Exp Neurol,2012,235:43-52.

[33]Liu K,Tedeschi A,Park KK,et al.Neuronal intrinsic mechanisms of axon regeneration[J]. Annu Rev Neurosci,2011,34:131-152.

[34] Hsieh SH,Ferraro GB,Fournier AE. Myelin-associated inhibitors regulate cofilin phosphorylation and neuronal inhibition through LIM kinase and Slingshot phosphatase [J].J Neurosci,2006,26:1006-1015.

[35]Curran T,Morgan JI.Fos:an immediate-early transcription factor in neurons[J].J Neurobiol,1995,26:403-412.

[36]Filbin MT.Myelin-associated inhibitors of axonal regeneration in the adult mammalian CNS [J].NatRev Neurosci,2003,4:703-713.

[37]Cohen-Cory S,Kidane AH,Shirkey NJ,et al.Brain-derived neurotrophic factor and the development of structural neuronal connectivity[J]. Dev Neurobiol,2010,70:271-288.

（本文编辑：雷琪）

R741;R741.02

A DOI 10.3870/sjsscj.2015.06.020

滨州医学院基础医学院 山东滨州256600

2015-04-17

童灵犀 423569385@qq.com