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棕色脂肪检测技术的研究进展

2015-03-20胡明玥沈山梅

国际内分泌代谢杂志 2015年1期
关键词:测定法产热去甲

胡明玥 沈山梅

·综述·

棕色脂肪检测技术的研究进展

胡明玥 沈山梅

目前关于体内棕色脂肪的检测主要分为半定量检测和功能检测两大类。半定量检测方法主要包括正电子发射断层扫描(PET)/CT、MRI等影像学检查,功能检测方法主要包括间接热量测定法、交感神经张力测定法、测温法等。此外,还可以通过称重法、检测棕色脂肪经典标志物表达来评估。对棕色脂肪组织的检测有助于进一步探讨肥胖的发生机制,从而为其治疗提供新的靶点。

棕色脂肪;白色脂肪;肥胖

动物体内的脂肪组织可以分为棕色脂肪组织(BAT)和白色脂肪组织(WAT)两大类。其中,WAT的主要功能是存储能量,同时它还是一个内分泌器官,可以分泌瘦素、血管紧张素、肿瘤坏死因子-α等脂肪因子[1-2]。与WAT不同,BAT主要是通过其线粒体内富含的解耦联蛋白1(UCP1),发挥非颤栗性产热作用[3]。除上述两种脂肪组织外,人们发现在WAT中还存在一种能够产热的脂肪细胞,其线粒体内同样表达UCP1,但与BAT相比水平偏低,这种特殊的脂肪细胞就是“米色脂肪”(beige cell)[4]。因BAT具有消耗过多的脂肪和葡萄糖来产热的功能,越来越多的研究关注其改善代谢、抵抗肥胖方面的作用,为人类治疗肥胖、代谢综合征等找到了新的治疗靶点。

目前对于BAT的检测尚无统一的标准,但是仍有部分方法可间接或直接的检测BAT的含量及功能。

1 半定量检测方法

1.1 正电子发射断层扫描(PET)/CT18F-脱氧葡萄糖(18F-FDG )PET/CT是最早被报道在人体有BAT显影的一种成像检测技术[5-6]。PET主要是利用能够释放正电子的放射性核素(如18F等)进行成像的,目前在临床上主要应用于肿瘤的定位、诊断及相关治疗的指导。其中18F-FDG是一种葡萄糖类似物,可以被葡萄糖利用率高的细胞所摄取,如被激活的棕色脂肪细胞、肿瘤细胞及肌细胞等。一般而言,PET/CT显示人体BAT摄取18F-FDG较常见的部位有颈部、锁骨上区、脊椎旁及纵膈附近等部位,且呈对称性,由于BAT受交感神经支配,因此部分单侧交感神经病变的患者可能出现不对称摄取[7]。在啮齿类动物体内,BAT主要分布在肩胛区、颈背部、主动脉旁及肋间等部位,其中以肩胛区的BAT含量最多,因此该区域常用来进行BAT的相关研究[8]。在进行PET/CT检测时,BAT摄取会受多种因素影响,如外界环境温度、年龄、性别、体重指数、β肾上腺素能受体阻滞药物等[9]。因此必要时可以针对特定人群在温度较为恒定的检查室进行检查,同时在此之前需与患者沟通提前停止服用影响检查的药物,通过上述方法来尽量减少检测误差。

1.2 MRI MRI主要是利用质子群产生不同的化学位移来成像的。不同组织中质子所处的分子环境不同,在磁场中产生的共振频率不一样,因此形成化学位移也会有差异,MRI即是利用这种差异来收集数据形成不同信号的图像,其中最典型的是脂肪组织与水。目前在检测BAT方面使用较多的是水-脂分离MRI,基于BAT和WAT的饱和脂肪酸、不饱和脂肪酸及水的含量不同,且BAT富含线粒体及血流供应,使用对水-脂肪含量敏感的MRI进行扫描可以区分BAT和WAT、定位棕色脂肪及估算棕色脂肪含量[10-12]。Chen等[13]对大鼠进行MRI检测时,提出可根据以下4种方法区分BAT并进行含量估算:(1)快速回旋波(fast-spin echo,FSE)序列:FSE序列是一种对组织中水-脂含量敏感的序列,该图像中显示BAT和WAT区域信号较周围组织高,但是BAT信号较WAT低,且在肩胛区三角形WAT深部定位可见形似“翅膀”的BAT。 (2)脂肪饱和效率:是指有、无脂肪饱和时FSE信号水平的比值,由于BAT的水-脂比值较高,会引起脂肪饱和效率降低,因此可以通过脂肪饱和效率来分段估算BAT体积。(3)T2值:因BAT内有丰富的线粒体和血管分布,故其中铁含量较高,引起BAT弛豫时间较WAT短,T2值较WAT短[实验中BAT的T2值为(57.76±3.92)ms,WAT的T2值为(83.07±2.20)ms]。(4)血流灌注:由于BAT存在丰富的血流灌注,使用单晶氧化铁纳米胶体作为血管造影剂,比较使用造影剂前、后信号强度变化,筛选出存在高血流灌注的脂肪组织(使用造影剂后信号强度>6%为标准),从而间接估测其体积,但是此方法较之前所述几种MRI检测方法准确性不够。

2 功能检测

2.1 间接热量测定法 由于BAT具有特异性的产热功能,热量测定法可能是衡量体内BAT功能最有效的一类方法,而间接气体交换测定法又是热量测定法中最常用的一种技术。间接气体交换测定法主要是通过统计CO2的释放量和O2的消耗量来估算能量消耗水平的。利用Weir方程可以估算出机体的能量消耗:EE(J)=15.818VO2+5.176VCO2。

众所周知,机体内BAT通过其线粒体内丰富的UCP1氧化磷酸化解耦联作用来产热,且主要是以非颤栗性产热的形式。BAT的解耦联呼吸功能缺失,主要依靠肌肉震颤来产热并维持机体体温。但是有研究显示UCP1基因敲除小鼠代谢率与野生型小鼠代谢率相近[14]。表明BAT功能受损时,每日总的能量消耗并不降低。因此在使用热量测定法评价BAT产热功能时,使用最大产热能力比每日能量消耗更为准确[15]。最大产热能力是指动物能够产生热量的最大限度(包括接受一定剂量的促产热药物后),而并非在自由状态下的一般产热量。但是实验中小鼠接受促产热药物之后(一般是去甲肾上腺素或β3受体激动剂CL316243),其他非BAT也会被激活产热。因此,为了分辨是否是BAT特异性产热,可以在两种不同温度下分别评估最大产热能力。理想状态下,两次最大产热能力的差值即可反映小鼠依赖BAT产生的热量。而实际操作中,由于交感神经活性也会影响BAT功能,因此在检测产热能力时需要在动物已经适应环境温度的情况下进行,以降低交感神经张力引起的误差。此外,时间的滞后及实验中动物有、无意识都会引起实验结果的误差。

2.2 交感神经张力测定法 交感神经系统对BAT的功能有重要影响[16]。因此,测定交感神经张力对评估BAT非常有意义。

2.2.1 直接神经活动记录 是指通过外科手术将电极直接置放于神经相对应的BAT上,以记录神经放电活动[17-18]。一般而言,使用药物外周注射或颅内注射引起的交感神经系统张力变化都可以被检测出来。与其他方法相比,直接记录神经活动的优势在于具有较高的时间分辨率,同时还能提供神经电活动详细的信息,如频率、振幅等。并且由于不同组织内交感神经系统激活的特征不一样,还有利于研究单一的交感神经活动、功能。当然,直接神经活动记录也有其局限性,由于该项操作只能在麻醉的动物体内进行,限制了神经生理活动的范围;其次,电子记录器材较为昂贵;最后,需要经验丰富、相关专业知识充足的操作人员。

2.2.2 去甲肾上腺素示踪法 首先需要对实验小鼠注射已被放射性标记的去甲肾上腺素,随着体内去甲肾上腺素的代谢,交感神经末梢会摄取被标记的去甲肾上腺素,使外源性具有放射性的去甲肾上腺素在组织内累积,并且达到平衡状态。之后,当机体接受外界刺激后,交感神经兴奋产生电活动,组织内去甲肾上腺素水平会逐渐降低,丢失的去甲肾上腺素会被新合成的未标记的去甲肾上腺素代替。这样不同组织内不同时间标记的去甲肾上腺素的丢失率就可估算出来。假设该实验中去甲肾上腺素的消耗率与交感神经活动的速率成正比,且去甲肾上腺素的再摄取速率在实验中是恒定的,因此去甲肾上腺素的消耗率可间接反映交感神经系统的活性。目前,检测去甲肾上腺素水平较为常用的方法是儿茶酚胺测定法,使用酸化后的氧化铝来分离儿茶酚胺,质谱法可确定其浓度[19]。本方法与直接记录法相比持续时间较长,但是实验中需要的动物量大、且药物具有放射性,最关键的是在实验中需要确保体内去甲肾上腺素水平稳定,因此需要反复检测其水平。

2.3 测温法 由于BAT具有产热特征,因此直接测量BAT温度可用于评估其功能。已有实验发现通过将探针置于BAT上或者通过红外像仪检测肩胛区BAT附近皮肤可以获得BAT的温度,并且在使用瞬态受体电位锚蛋白1型激动剂异硫氰酸烯丙酯(AITC)、前列腺素E2、骨形态发生蛋白8b干预后均可使BAT温度上升[20-22]。但是同时也有实验提示,在使用AITC对动物进行灌胃干预后可以引起短时间内碳水化合物的氧化,然而随后的检测发现AITC并没有引起总的能量消耗改变,表明BAT温度增加可能仅是因为增加保温隔热、减少散热的效果,而并非BAT功能增强[23]。因此,单独检测BAT温度升高并不一定表示其功能有所增强,需要进一步测量机体核心体温是否有所增加,因为激活的BAT产热升温,其自身温度的增加会先于机体核心体温的增加。

3 其他方法

3.1 BAT称重 体内BAT的重量受多种因素影响,如其细胞的体积、数量以及机体营养状况等。研究显示,在给予受试者为期4周的寒冷刺激后,PET/CT显示其体内BAT体积不仅增加,且活性、功能也增强[24]。因此确定BAT重量时,必须要借助组织形态学、基因学等技术的支持。尽管如此,称重法的准确性仍显不足。

3.2 检测UCP1水平 BAT产热功能主要是通过其特异性表达的蛋白——UCP1来实现的,所有能够增加BAT功能、WAT棕色化的因子都可以促进UCP1表达, 因此检测BAT、WAT中UCP1水平可反映其功能、棕色化的水平[25]。

综上所述,近年来,由于BAT特殊的产热功能引起了人们高度的关注,因此,为进一步阐明其具体的作用及机制,急切需要能够检测体内BAT含量及功能的方法。上述的部分方法局限于特定的实验室中进行,目前较为常见的方法主要是影像学检测和BAT特异性标志物检测。随着对BAT研究的逐渐深入,能够从分子生物学、组织形态学等领域寻找更多可供使用的方法。

[1] Gao Y,Hamers N,Rakhshandehroo M,et al.Allele compensation in tip60+/- mice rescues white adipose tissue functioninvivo[J].PLoS One,2014, 9(5):e98343.

[2] Oller do Nascimento CM, Ribeiro EB, Oyama LM. Metabolism and secretory function of white adipose tissue: effect of dietary fat[J].An Acad Bras Cienc,2009, 81(3):453-466.

[3] Townsend K, Tseng YH. Brown adipose tissue: Recent insights into development, metabolic function and therapeutic potential[J].Adipocyte,2012, 1(1):13-24.

[4] Wu J,Bostr m P,Sparks LM,et al.Beige adipocytes are a distinct type of thermogenic fat cell in mouse and human[J].Cell,2012, 150(2):366-376.

[5] 李剑明,刘颖,辛军,等.棕色脂肪摄取18F-FDG的影像学表现(附6例报告) [J].中国临床医学影像杂志,2008,19(2):103-105.

[6] Hany TF, Gharehpapagh E, Kamel EM, et al. Brown adipose tissue: a factor to consider in symmetrical tracer uptake in the neck and upper chest region[J].Eur J Nucl Med Mol Imaging,2002, 29(10):1393-1398.

[7] Cypess AM, Lehman S, Williams G, et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans[J].N Engl J Med,2009, 360(15):1509-1517.

[8] Mirbolooki MR, Constantinescu CC, Pan ML, et al. Quantitative assessment of brown adipose tissue metabolic activity and volume using18F-FDG PET/CT and β3-adrenergic receptor activation[J].EJNMMI Res,2011, 1(1):30.

[9] Perkins AC, Mshelia DS, Symonds ME, et al. Prevalence and pattern of brown adipose tissue distribution of18F-FDG in patients undergoing PET-CT in a subtropical climatic zone[J].Nucl Med Commun,2013, 34(2):168-174.

[10] Strobel K, van den Hoff J, Pietzsch J. Localized proton magnetic resonance spectroscopy of lipids in adipose tissue at high spatial resolution in mice in vivo[J].J Lipid Res,2008, 49(2):473-480.

[11] Hu HH, Smith DL Jr, Nayak KS, et al. Identification of brown adipose tissue in mice with fat-water IDEAL-MRI[J].J Magn Reson Imaging,2010, 31(5):1195-1202.

[12] Hamilton G, Smith DL Jr, Bydder M, et al. MR properties of brown and white adipose tissues[J].J Magn Reson Imaging,2011, 34(2):468-473.

[13] Chen YI, Cypess AM, Sass CA, et al. Anatomical and functional assessment of brown adipose tissue by magnetic resonance imaging[J].Obesity (Silver Spring),2012, 20(7):1519-1526.

[14] Meyer CW, Willershäuser M, Jastroch M, et al. Adaptive thermogenesis and thermal conductance in wild-type and UCP1-KO mice[J].Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol,2010, 299(5):R1396-R1406.

[15] Luna F, Roca P, Oliver J, et al. Maximal thermogenic capacity and non-shivering thermogenesis in the South American subterranean rodent Ctenomys talarum[J].J Comp Physiol B,2012, 182(7):971-983.

[16] Gnad T, Scheibler S, von Kügelgen I, et al. Adenosine activates brown adipose tissue and recruits beige adipocytes via A2A receptors[J].Nature,2014, 516(7531):395-399.

[17] Morrison SF. RVLM and raphe differentially regulate sympathetic outflows to splanchnic and brown adipose tissue[J].Am J Physiol,1999, 276 (4 Pt 2):R962-R973.

[18] Rahmouni K, Morgan DA, Morgan GM, et al. Role of selective leptin resistance in diet-induced obesity hypertension[J].Diabetes,2005, 54(7):2012-2018.

[19] Peaston RT, Weinkove C. Measurement of catecholamines and their metabolites[J].Ann Clin Biochem,2004,41(Pt 1):17-38.

[20] Masamoto Y, Kawabata F, Fushiki T. Intragastric administration of TRPV1, TRPV3, TRPM8, and TRPA1 agonists modulates autonomic thermoregulation in different manners in mice[J].Biosci Biotechnol Biochem,2009, 73(5):1021-1027.

[21] Osborn O, Sanchez-Alavez M, Dubins JS, et al. Ccl22/MDC, is a prostaglandin dependent pyrogen, acting in the anterior hypothalamus to induce hyperthermia via activation of brown adipose tissue[J].Cytokine,2011, 53(3):311-319.

[22] Whittle AJ, Carobbio S, Martins L, et al. BMP8B increases brown adipose tissue thermogenesis through both central and peripheral actions[J].Cell,2012, 149(4):871-885.

[23] Mori N, Kawabata F, Matsumura S, et al. Intragastric administration of allyl isothiocyanate increases carbohydrate oxidation via TRPV1 but not TRPA1 in mice[J].Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol,2011, 300(6):R1494-R1505.

[24] Blondin DP, Labbé SM, Tingelstad HC, et al. Increased brown adipose tissue oxidative capacity in cold-acclimated humans[J].J Clin Endocrinol Metab,2014, 99(3):E438-E446.

[25] Tseng YH, Cypess AM, Kahn CR. Cellular bioenergetics as a target for obesity therapy[J].Nat Rev Drug Discov,2010, 9(6):465-482.

Assessmentsofbrownadiposetissue

HuMingyue*,ShenShanmei.

*MedicalCollegeofSoutheastUniversity,Nanjing210009,ChinaCorrespondingauthor:ShenShanmei,Email:shanmeishen@hotmail.com

Recently, the methods to analyze brown adipose tissueinvivomainly include the semi-quantitative assessments and the functional assessments. The semi-quantitative assessments mainly focus on imaging evaluations,such as positron emission tomography(PET)/CT, and MRI. The functional assessments of brown adipose tissue include indirect calorimetry,measurement of sympathetic tone and measurement of core body temperature. Except for these methods,weighing the brown adipose tissue and testing the expression of typical markers also work.The assessment of brown adipose tissue is helpful in clarifying the pathogenesis of obesity,as well as in finding a new target for treatmet of obesity.

Brown adipose tissue;White adipose tissue;Obesity

(IntJEndocrinolMetab,2015,35:41-44)

10.3760/cma.j.issn.1673-4157.2015.01.010

江苏省医学重点学科资助项目(XK201105);南京市医学科技发展资金资助(YKK13075)

210009 南京,东南大学医学院(胡明玥,沈山梅);210008 南京大学医学院附属鼓楼医院内分泌科(沈山梅)

沈山梅,Email:shanmeishen@hotmail.com

2014-10-08)

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