动物体型大小调控分子机制研究进展

摘要：体型大小的差异是不同动物之间最明显的表型差异，了解动物体型大小的调控机制对于揭示生命的奥秘和保障人类的生命健康安全都具有重要的意义。随着分子生物学、发育生物学和功能基因组学等技术的发展，科学家们以果蝇、线虫等模式生物为研究材料，对调控细胞、器官和个体尺寸大小的机理进行了大量研究，结果发现，除了环境、营养等外在因素对体型大小的影响外，内在的微观因素（包括细胞大小与数量、DNA含量、激素水平、生长相关信号通路、特定基因等）起到了决定性作用，这些因素通过调控细胞数量与大小进而影响器官乃至个体的大小。对影响动物体型大小的基因及其信号通路进行了综述，目的是为动物体型大小调控机制研究提供理论参考。

关键词：体型大小;调控机制;信号通路;microRNA

中图分类号：Q951+.4;Q344+.5        文献标识码：A        文章编号：0439-8114（2014）20-4783-04

DOI：10.14088/j.cnki.issn0439-8114.2014.20.003

Advances in Regulation Mechanisms of Animal Body Size

REN Hong-yan

（Key Laboratory of Aniaml Embryo &Molecular Breeding， Hubei Province/Institute of Veterinary and Animal Science，

Hubei Academy of Agriculture Science， Wuhan 430064， China）

Abstract： The most obvious difference among animal species is the difference of body size. Understanding the mechanisms of controlling body size is very important for revealing the mysteries of life and protecting the safety of human life and health. With the development of molecular biology， developmental biology and functional genomics， the regulation mechanisms for cell， organ and body size were studied using model organisms as research material. It was found that except external factors including environmental and nutritional factors， the internal factors including cell size and number， DNA content， hormone level， growth related signals and special genes played a decisive role in controlling body size. These factors regulated the organ and body size through controlling the cell number and size. The genes and pathways regulating animal body size were reviewed to provide theoretical basis for studying the regulating mechanism of animal body size.

Key words：body size; regulating mechanism; signaling pathway; microRNA

在五彩缤纷的生物世界中，各种生物的体型差异是生物在形态学上最明显、最重要的特征[1]。体型特征具有丰富的生物学内涵，它几乎对所有的生物学特征都具有重要的影响。然而动物体型大小控制是一个极其复杂的过程，目前对其了解非常有限。那么到底是什么机制控制着个体的大小呢，有研究表明，个体大小的控制不仅仅是对细胞数量或细胞大小的控制，而是由一系列复杂的信号通路构成的，这些信号通路将细胞大小和细胞数量协调起来，共同作用实现器官大小的稳定。随着分子生物学、发育生物学和功能基因组学等技术的发展，研究者以果蝇、线虫、小鼠等模式动物为研究对象，对动物体型大小调控的机制有了初步认识，为人们研究大动物体型大小的控制开辟了思路。通过对果蝇等模式生物的研究发现，除了营养、激素等外在因素对体型大小有影响外，内在的一些机制也对调控发育过程中器官的大小起着重要作用。目前已发现多个调控体型大小的信号通路，例如胰岛素信号通路、Wnt信号通路和Hippo信号通路等，这些通路都是通过调控细胞生长、分化和细胞凋亡过程来影响细胞大小或细胞数量。基于此，本文对动物体型尺寸大小调控通路的研究进展进行综述分析，旨在为揭示不同动物体型大小的控制机制提供理论参考。

1  胰岛素信号通路

胰岛素信号通路（亦称为生长信号通路），是调控动物体型大小的重要机制。胰岛素信号通路调控个体发育始于胰岛素与胰岛素受体的结合，并由此引发细胞内一系列信号转导，最终到达各效应器官发挥作用[2]。当胰岛素与其受体结合后，胰岛素受体被激活，胰岛素受体进一步激活胰岛素受体底物（IRSs）的多级酪氨酸残基磷酸化。IRSs蛋白中的酪氨酸磷酸化后，与富含SH2结构域的蛋白质磷脂酰肌醇-3激酶（PI3K）结合，使之激活。激活后能够促进磷脂酰肌醇-4，5-二磷酸（PIP2）向磷脂酰肌醇-3，4，5-三磷酸（PIP3）的转化，使细胞内PIP3水平升高。PIP3浓度升高后能够募集更多的磷酸肌醇依赖型蛋白激酶1（PDK1）和Akt到达细胞膜上，PDK1能够磷酸化并激活Akt。被激活的Akt能够增加葡萄糖摄入从而提高细胞内能量供给，同时使糖原合成激酶发生磷酸化，促进糖原生成，提高葡萄糖储存[3]。参与该信号通路调控的正调控因子InR、IRS、PI3K、PDK、Akt、TOR和S6K等，这些因子的失活会抑制胰岛素信号通路功能的发挥，从而减少细胞、器官乃至个体的大小;相反，负调控因子（如PTEN、TSC1或TSC2）发生突变则会显著增加细胞或器官的大小[4]。

2  TOR信号通路

雷帕酶素靶蛋白（Target of rapamycin， TOR）属于非典型丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶，该蛋白在调节细胞生长、增殖和存活方面具有重要作用。TOR细胞通路在物种间高度保守，它能感知外界的营养、激素和压力变化来调控细胞的生长与代谢，亦称为营养敏感性信号通路。TOR蛋白的发现起源于对雷帕霉素的研究。20世纪70年代，科学家用雷帕霉素处理酵母细胞和哺乳动物淋巴细胞后会发现细胞增殖被阻滞于G1期，证明雷帕霉素在控制细胞生长方面有一定作用。1991年，Inoki等[5]首次在酿酒酵母中鉴定出了雷帕霉素靶标，称为TOR-1和TOR-2，随后在哺乳动物中也发现了酵母TOR的同源物，统称为mTOR（Mammalian target of rapamycin，mTOR）。mTOR以两种形式的复合物参与细胞生长和增殖调控，分别为mTORC1（mTOR  Complex 1）和mTORC2（mTOR  Complex 2）。mTORC1由mTOR、Raptor、PRAS40、mLST8和DEPTOR组成，对雷帕霉素敏感，能够与底物核糖体S6蛋白激酶（p70S6K）和4E-结合蛋白（4E-BP1）结合后参与细胞内蛋白合成过程[6-8]。其中，Raptor是TORC1功能发挥的必需亚基，它参与mTORC1复合物的形成及其与底物结合过程[9，10];PRAS40是mTORC1的负调控因子，当它与TORC1结合后能够抑制mTOR激活[11，12]。mTORC2由mTOR、DEPTOR、mLST8、Rictor、Sin1和Protor组成，对雷帕霉素耐受[13]，具有调控细胞形态、细胞黏附和细胞迁移的作用。

mTOR在调控细胞生长方面功能的发挥主要依赖于mTORC1。mTORC1能够感受各种细胞内外因素的变化，例如氮源、可用氨基酸、生长激素、细胞能量、氧气水平和毒性压力[14]，通过调控上、下游因子的表达来刺激核糖体合成和蛋白质翻译从而调控细胞生长。PI3K-Akt通路是mTORC1的上游调节因子，其调控作用的发挥依赖于TSC复合体。TSC复合体是异源二聚体，由TSC1和TSC2组成，是AKT蛋白的靶标，同时也是TORC1激酶的抑制因子。当上游的PI3K激活AKT蛋白后，TSC2被AKT磷酸化，TORC1活性被激发[15]。在果蝇中的研究发现，TSC1或TSC2敲除会导致器官和个体过度生长[16]。此外，AKT还可通过磷酸化PRAS40从而激活TORC1活性。在下游，mTORC1通过与靶标基因的互作调控下游一系列mRNA转录本的翻译。目前研究较为清楚的靶标有p70S6K和4EBP1[17，18]。p70S6K是核糖体合成蛋白激酶，mTORC1可以直接磷酸化p70S6K的Thr389，激活该蛋白促进细胞内蛋白质合成的作用，p70S6K基因的缺失会引起胚胎期小鼠体型变小;4E-BP1是真核生物转录起始结合蛋白，mTORC1能够使4E-BP1蛋白发生磷酸化从而促使细胞内蛋白的转录起始。当外界生长条件不适宜时，与mTORC1结合的4E-BP被释放出来，4E-BP抑制eIF4E功能的发挥从而导致蛋白质翻译被减少[19]。此外，mTORC1还能够促进核糖体合成和tRNA生成过程中关键转录调节因子的调控来促进核糖体合成和tRNA生成。

mTORC2调控细胞生长功能的发挥主要依赖于其关键成分Rictor的作用。Rictor是mTORC2的重要组成成分，能够磷酸化并激活Akt从而调控脂肪、肝脏和肌肉中葡萄糖和脂类代谢。脂肪组织中特异性敲除Rictor的纯合子小鼠表现出体型尺寸变大以及心脏、肾脏、脾脏及骨骼等器官尺寸增加，血液中IGF1升高，呈现高胰岛素血症但葡萄糖耐受良好[20]。这一研究结果表明，mTORC2参与调控个体生长和代谢过程。

3  Hippo信号通路

Hippo信号通路是近年来在果蝇中发现的负向调控个体生长的重要信号通路，通过调控细胞增殖、细胞凋亡、细胞分化过程来影响器官大小及个体大小。Hippo通路在物种间高度保守，通路上包含的Warts（Wts）、Salvador（Sav）、Hippo（Hpo）和Mats等成员形成了一个激酶级联反应链，这是Hippo通路的核心，其中的任何一个基因发生突变都会导致该通路失活并引起组织过度生长。

Hippo通路在物种间高度保守。研究表明，果蝇Hippo通路中的Hpo、Sav、Wts、Mats、Yki（Yorkie）和Sd（Scalloped）等在哺乳动物中都能找到其同源基因[21]，且哺乳动物Hippo通路与动物细胞的生长、增殖、凋亡以及器官大小和组织再生密切相关。2007年Dong等[21]通过对Yap（Yes-associated protein，果蝇Yki的同源基因）条件转基因小鼠的研究首次确定了哺乳动物Hippo信号通路的传递顺序，即在上游信号因子的作用下，MST1/2被活化后启动hSAV1、LATS1/2与MOB1的磷酸化，三者相互聚合形成聚合物后促进靶基因YAP/TAZ磷酸化，之后细胞进入促凋亡过程。如果这一系列磷酸化过程被阻断或失活，YAP/TAZ无法进入细胞核，细胞则启动促增殖和抗凋亡过程。

Hippo信号通路受多种上、下游蛋白的调控。上游调控因子主要是含有FERM-结构域的细胞骨架蛋白Merlin（Mer）和衔接蛋白Expanded（Ex），当这两种蛋白发生突变时，Hippo通路信号转导受到抑制[22]。Hippo通路下游的关键调节因子是Lats和YAP1，Lats基因（Large tumor suppressor gene），又称Wts基因，是Hippo通路中位于Mst基因下游的关键基因。YAP1（Yes-associated protein 1）是一种转录调节因子，又名YKI，它既可以作为共激活因子，也可以作为辅阻遏物。YAP1被Lats1/2磷酸化，抑制其易位进入细胞核，是调节细胞增殖、细胞死亡及细胞迁移的重要因子。YAP1的过度表达会造成组织器官增大，失活则会导致组织器官萎缩。Hippo通路中其他因子通过磷酸化负性调控YAP1水平。与YAP1过度表达类似，Hippo通路中其他因子的突变能增加YAP1的活性，导致下游转录因子CTGF等表达增加，促进细胞增殖、抑制细胞凋亡。

Hippo通路在器官尺寸决定和肿瘤抑制方面的功能已经在遗传修饰的小鼠模型上得到了验证。例如肝脏肥大的小鼠，在肝脏特异性过表达YAP后，肝脏尺寸恢复正常。削弱Hippo通路中Mer和Sav的表达或者双敲Mst1/2能导致小鼠肝脏肥大和肿瘤形成。在人类多种癌症中可观察到YAP的表达量下降，因此YAP的表达量变化已经作为某些癌症的前期诊断标志之一[23]。

4  Wnt信号通路

Wnt信号通路通过抑制脂肪生成调控动物器官大小。Wnt信号通路是一种在生物进化过程中高度保守的信号通路，该通路的开启或关闭控制着大量生长和代谢相关基因的表达，并与其他体型和器官大小调控通路例如PI3K、TGFbeta/BMP等互作，从而直接或间接地影响着生长、发育、代谢和干细胞维持等多个生物学过程。目前关于Wnt信号通路对器官大小调控影响机制报道最多的是Wnt信号维持脂肪前体细胞未分化状态、抑制脂肪细胞分化过程[24]，该抑制过程已经在细胞和动物体内试验中得到了证实。Longo等[25]将Wnt10b连入带有FABP4启动子的载体中，制备了脂肪组织中高表达Wnt10b的转基因小鼠，该转基因小鼠体重较正常小鼠大，但脂肪量只有正常小鼠的50%，造成其体重增大的原因是内脏中非脂肪性器官增重及皮肤增厚。这些结果表明，Wnt信号转导通路能够通过影响脂肪形成过程调控动物器官大小。

5  miRNA对动物器官及个体大小的影响

关于编码基因在动物器官及体长大小的研究已有很多，而有关非编码miRNA与体长大小的研究较少。microRNA（miRNA）是广泛存在于动植物体内的一类长度约为19～25个核苷酸的单链非编码RNA，miRNA功能的发挥是通过抑制靶标翻译或降解靶标mRNA，miRNA功能丰富，它几乎参与了生物体生长、发育和代谢等每个过程。目前已报道的参与生物个体体长控制非编码miRNA有果蝇miR-8、miR-278、miR-14等。miR-8敲除果蝇体型变小，脂肪量减少，原因是miR-8与靶标FOG2互作影响了PI3K胰岛素信号通路最终抑制了果蝇生长[26];miR-200s是miR-8在哺乳动物中的同源基因，脂肪组织中敲除了miR-200s基因家族中3个成员（miR-200a、200b和429）的小鼠体重明显小于对照组，但体长、骨密度、骨矿物质含量及心、肝、脾、肾等非脂肪型组织重量都未发生明显变化，只有脂肪重量明显减少，因此说造成敲除鼠体重减轻的原因是脂肪量变少[27，28];miR-278突变的果蝇出现体重减少，原因是脂肪体变小，甘油三酯浓度降低，miR-278敲除小鼠体型较瘦，体脂减少，出现胰岛素抵抗和高血糖症[29]。

6  展望

动物体型大小调控是一个复杂的过程，营养、温度等外界环境因素通过各种基因和信号途径作用于细胞增殖和凋亡等多个过程，最终通过影响体内细胞数量和细胞大小控制着动物体型尺寸大小。多年来，科学家们以果蝇、线虫等模式生物为研究对象，从细胞、器官到个体水平对尺寸控制分子机制进行了大量研究，发现了多个相关的基因和信号通路，也对低等生物的体型大小控制机制有了初步了解，而对大动物的尺寸控制机制研究较少。大动物体型调控机制研究之所以难，是因为各种影响因素交织在一起共同作用的结果，人们无法在排除其他因素的情况下单独研究某个因素对于体型控制的效应，也缺乏一个综合各种因素的系统模型能够对各个因素的作用进行综合评价，因此，要解析大动物体型大小调控机制还有待进一步研究。

参考文献：

[1] HALDANE J B S. Possible Worlds and Other Essays[M]. London： Chatto & Windus， 1927.

[2] IKEYA T， GALIC M， BELAWAT P， et al. Nutrient-dependent expression of insulin-like peptides from neuroendocrine cells in the CNS contributes to growth regulation in Drosophila[J]. Curr Biol， 2002， 12（15）：1293-1300.

[3] EDGAR B A. How flies get their size： Genetics meets physiology[J]. Nat Rev Genet， 2006， 7（12）：907-916.

[4] RICHARDSON C J， SCHALM S S， BLENIS J. PI3-kinase and TOR： Piktoring cell growth[J]. Semin Cell Dev Biol， 2004， 15（2）：147-159.

[5] INOKI K， GUAN K L. Complexity of the TOR signaling network[J]. Trends Cell Biol， 2006， 16（4）：206-212.

[6] PETERSON T R， LAPLANTE M， THOREEN C C， et al. DEPTOR is an mTOR inhibitor frequently overexpressed in multiple myeloma cells and required for their survival[J]. Cell， 2009， 137（5）：873-886.

[7] SARBASSOV D D， ALI S M， KIM D H， et al. Rictor， a novel binding partner of mTOR， defines a rapamycin-insensitive and raptor-independent pathway that regulates the cytoskeleton[J]. Curr Biol， 2004， 14（14）：1296-1302.

[8] YANG Q， INOKI K， IKENOUE T， et al. Identification of Sin1 as an essential TORC2 component required for complex formation and kinase activity[J]. Genes Dev， 2006， 20（20）：2820-2832.

[9] HARA K， MARUKI Y， LONG X， et al. Raptor， a binding partner of target of rapamycin（TOR）， mediates TOR action[J]. Cell， 2002， 110（2）：177-189.

[10] KIM D H， SARBASSOV D D， ALI S M， et al. mTOR interacts with raptor to form a nutrient-sensitive complex that signals to the cell growth machinery[J]. Cell， 2002， 110（2）：163-175.

[11] VANDER HAAR E， LEE S I， BANDHAKAVI S， et al. Insulin signalling to mTOR mediated by the Akt/PKB substrate PRAS40[J]. Nat Cell Biol， 2007， 9（3）：316-323.

[12] SANCAK Y， THOREEN C C， PETERSON T R， et al. PRAS40 is an insulin-regulated inhibitor of the mTORC1 protein kinase[J]. Mol Cell， 2007， 25（6）：903-915.

[13] LOEWITH R， JACINTO E， WULLSCHLEGER S， et al. Two TOR complexes， only one of which is rapamycin sensitive， have distinct roles in cell growth control[J]. Mol Cell， 2002， 10（3）：457-468.

[14] MATSUO T， OTSUBO Y， URANO J， et al. Loss of the TOR kinase Tor2 mimics nitrogen starvation and activates the sexual development pathway in fission yeast[J]. Mol Cell Biol， 2007， 27（8）：3154-3164.

[15] OLDHAM S， MONTAGNE J， RADIMERSKI T， et al. Genetic and biochemical characterization of dTOR， the Drosophila homolog of the target of rapamycin[J]. Genes Dev， 2000， 14（21）：2689-2694.

[16] TAPON N， ITO N， DICKSON B J， et al. The Drosophila tuberous sclerosis complex gene homologs restrict cell growth and cell proliferation[J]. Cell， 2001， 105（3）：345-355.

[17] SCHALM S S， FINGAR D C， SABATINI D M， et al. TOS motif-mediated raptor binding regulates 4E-BP1 multisite phosphorylation and function[J]. Curr Biol， 2003， 13（10）：797-806.

[18] NOJIMA H， TOKUNAGA C， EGUCHI S， et al. The mammalian target of rapamycin （mTOR） partner， raptor， binds the mTOR substrates p70 S6 kinase and 4E-BP1 through their TOR signaling （TOS） motif[J]. J Biol Chem， 2003， 278（18）：15461-15464.

[19] MA X M， BLENIS J. Molecular mechanisms of mTOR-mediated translational control[J]. Nat Rev Mol Cell Biol， 2009， 10（5）：307-318.

[20] CYBULSKI N， POLAK P， AUWERX J， et al. mTOR complex 2 in adipose tissue negatively controls whole-body growth[J]. Proc Natl Acad Sci USA， 2009， 106（24）：9902-9907.

[21] DONG J， FELDMANN G， HUANG J， et al. Elucidation of a universal size-control mechanism in Drosophila and mammals[J]. Cell， 2007， 130（6）：1120-1133.

[22] HAMARATOGLU F， WILLECKE M， KANGO-SINGH M， et al. The tumour-suppressor genes NF2/Merlin and Expanded act through Hippo signalling to regulate cell proliferation and apoptosis[J]. Nat Cell Biol， 2006， 8（1）：27-36.

[23] ZHAO B， LI L， LU Q， et al. Angiomotin is a novel Hippo pathway component that inhibits YAP oncoprotein[J]. Genes Dev， 2011， 25（1）：51-63.

[24] 罗  肖，李惠侠，杨公社. Wnt信号通路与前体脂肪细胞[J].中国生物化学与分子生物学报，2007， 23（10）：971-976.

[25] LONGO K A， WRIGHT W S， KANG S， et al. Wnt10b inhibits development of white and brown adipose tissues[J]. J Biol Chem， 2004， 279（34）：35503-35509.

[26] HYUN S， LEE J H， JIN H， et al. Conserved microRNA miR-8/miR-200 and its target USH/FOG2 control growth by regulating PI3K[J]. Cell， 2009， 139（6）：1096-1108.

[27] 任红艳. 小鼠miR-200家族在体型控制和脂肪形成中的功能研究[D]. 北京： 中国农业科学院， 2012.

[28] 任红艳， 刘  楠， 陶  聪， 等. 小鼠体型控制相关microRNA-200b（miR-200b）的表达谱研究及靶标分析[J]. 农业生物技术学报， 2013， 21（1）：47-54.

[29] TELEMAN A A， MAITRA S， COHEN S M. Drosophila lacking microRNA miR-278 are defective in energy homeostasis[J]. Genes Dev， 2006， 20（4）：417-422.