三江源区不同退化演替阶段高寒草甸土壤酶活性和微生物群落结构的变化

胡雷，王长庭*，王根绪，马力，刘伟，向泽宇

（1.西南民族大学生命科学与技术学院，四川 成都610041；2.中国科学院水利部成都山地灾害与环境研究所，四川 成都610041；3.中国科学院西北高原生物研究所，青海 西宁810001；4.中国科学院水生植物与流域生态重点实验室中国科学院武汉植物园，湖北 武汉430074）

三江源区（又称江河源区）地处青藏高原腹地，是青藏高原重要组成部分，也是我国长江、黄河和澜沧江的发源地，被誉为“中华水塔”［1］。该地区生态系统类型主要包括森林生态系统、草原生态系统、荒漠生态系统、草甸生态系统、湿地生态系统和农田生态系统，这些生态系统孕育了种类繁多、特有的动植物种类，发挥着多种重要的生态服务功能，如水源涵养、养分循环、气候调节、生物多样性维持和牧业生产等［2］。三江源区草地以高寒草原化草甸为主要草地类型，其分布面积占三江源区总草地面积的53.78%［3］，高寒草甸多分布在海拔3000 m以上，长期受高寒气候环境条件影响，植被类型主要为寒冷湿中生的多年生草本植物群落，包括以矮嵩草（Kobresia humilis）草甸、金露梅灌丛（Potentilla fruticosa shrub）草甸、小嵩草（Kobresia pygmaea）草甸以及藏嵩草（Kobresia tibetica）沼泽草甸为主要建群种［4］。近年来由于受到全球气候变化和人类活动的干扰，青藏高原草地退化严重，特别是三江源地区高寒草甸发生大面积退化，如青海“黑土滩”面积在1988年已达到619.1万hm2［5］，在1999年时达到703.19万hm2［6］。研究表明，长期过度放牧使草地的植被覆盖度和初级生产力降低，植被碳储量和土壤有机碳含量下降，生物多样性减少，土壤养分和含水量下降，土壤侵蚀和水土流失严重，对气候的敏感性增强等［1，7-11］，直接威胁到该地区人类和家畜的生存和发展，也威胁到长江、黄河中下游地区的生态平衡［6］。然而，有关高寒草甸生态系统退化原因、过程和修复机理的研究多以地上部分植被生物量的变化、土壤理化性质和土壤微生物活性为主要对象［12-13］，而土壤微生物群落结构和多样性变化的研究相对较少［14］，严重制约着受损高寒草甸生态系统的修复理论的拓展。

土壤微生物作为土壤的重要组成部分，受土壤环境和地上生物多样性的影响，可以用来较早地预测土壤环境的变化，是土壤质量和土壤恢复性能评价的一项重要指标［15］；土壤酶是由微生物、动植物活体分泌及由动植物残体、遗骸分解释放于土壤中的一类具有催化能力的生物活性物质［16］，作为土壤生态系统的组分之一，在土壤物质循环和能量转化过程中起着重要作用。土壤酶活性作为土壤生物功能多样性和微生物活性潜力的指标，可以及时反映土壤生物的改变［17］。近年来，以Biolog平板法、磷脂脂肪酸（phospholipids fatty acid，PLFA）法、变性梯度凝胶电泳（denaturing gradient gel electrophoresis，DGGE）、温度梯度凝胶电泳（temperature gradient gel electrophoresis，TGGE）法等用于评价土壤微生物群落结构、功能多样性等方法的利用，促进了土壤微生物生态学研究的蓬勃发展，如Rasmussen和Sørensen［18］用DGGE技术研究了模拟Hg污染土壤中微生物遗传多样性的改变；胡元森等［19］采用该技术直接以土壤微生物总基因组DNA为研究对象，分析了不同种植茬次黄瓜根区土壤微生物群落的动态变化。

PLFA是活体微生物细胞膜恒定组分，具有种、属特异性，对环境因素敏感，在生物体外迅速降解，因此特定菌群PLFA的数量变化可反映出原位土壤真菌、细菌活体生物量与菌群结构［20］，同时PLFA可以作为微生物生物量和群落结构变化的特征微生物标记物，且适合于微生物群落的动态监测［21］。因此，研究土壤酶活性、土壤微生物群落结构以及二者之间的关系，有助于了解高寒草甸退化对土壤生态系统结构、功能与过程的影响，揭示高寒草甸生态系统现状和发展趋势，为研究三江源区受损高寒草甸生态系统生物地球化学循环，特别是微生物群落对地下生态系统过程的影响、适应和修复提供生态学基础资料。

1 材料与方法

1.1 研究区概况及试验设计

本研究于2010年8月下旬在三江源区腹地青海省果洛藏族自治州玛沁县进行。地理位置为34°30′～33°34′N，100°29′～99°54′E，平均海拔4150 m，典型高原大陆性气候，冷季漫长、干旱而寒冷，持续时间达7～8个月；暖季短暂、湿润而凉爽，为4～5个月。温度年差小而日差较为悬殊，太阳辐射强烈，日照充足。年平均气温为－1.7℃，1月平均气温为－14.8℃，7月平均气温为9.8℃，年平均降水量600 mm，主要降水量集中在5－9月，约占年降水量的80%，蒸发量1160.3 mm。土壤为高山草甸土和高山灌丛草甸土，而高山嵩草草原化草甸为该地区主要的草地类型，其建群种为小嵩草，主要的伴生种有羊茅 （Festuca ovina）、针茅 （Stipa capillata）等禾草，杂类草有高山紫菀 （Aster alpine）、湿生萹蕾 （Gentianopsis paludosa）、高山唐松草 （Thalictrum alpinum）、异叶米口袋 （Gueldenstaedtis diversifolia）等植物［9］。

试验样地利用空间分布代替时间演替的方法［22］，根据草地退化程度，采用草地退化五级梯度标准［23］来研究不同演替阶段高寒草甸土壤微生物群落结构的变化。以距离牧民定居点远近划分并选择不同演替阶段的高寒嵩草草甸样地，共4处，依次为原生植被（normal steppe，NS）、轻度退化（light degradation，LD）、中度退化（moderate degradation，MD）和重度退化（heavy degradation，HD）草地，以各样地地上生物量、植被盖度、优良牧草比例和土壤紧实度作为划分高寒草甸退化演替阶段的主要参考标准［7，24］（表1）。在不同退化演替阶段试验样地（面积为50 m×50 m），对角线法设置10个50 cm×50 cm的观测样方，用收获法测定地上生物量后，用内径5 cm土钻分层（0～10 cm、10～20 cm）采集土壤样品，每个样方按“V”字型钻取5钻，每个样地的每个土层共50钻土样混合，用保鲜盒立即带回实验室，土样过2 mm筛，取出一部分新鲜土样（4℃保存），用于土壤酶活性的测定；剩余土样－20℃冷冻，用于磷脂脂肪酸（PLFA）的测定。

1.2 土壤酶活性测定

用比色法测定鲜土的土壤蛋白酶、碱性磷酸酶、脲酶、多酚氧化酶和蔗糖酶的活性［25-26］。

1.3 PLFA测定

土壤微生物群落结构的测定采用磷脂脂肪酸法［27］。土壤微生物磷脂脂肪酸提取参照修正的Bligh-Dyer方法［28］，根据现有的研究结果，本研究采用磷脂脂肪酸生物标记法分析（表2）。

1.4 数据分析

采用Excel 2003进行数据的基本统计和分析，SPSS 19.0用于土壤微生物PLFA含量的主成分分析（PCA）、显著性分析Duncan（P＝0.05）、相关性分析Pearson（P＝0.05）。

表1 研究地点地理位置和地上植被特征［7，9］Table 1 Geographical and plant characteristics of the study sites in K.pygmaea meadow

表2 不同退化演替阶段土层PLFA组成Table 2 PLFA composition in K.pygmaea meadow

2 结果与分析

2.1 不同退化演替阶段土壤微生物类群的变化

高寒草甸不同退化演替阶段，在0～10 cm和10～20 cm土层中，其微生物总量呈现以下变化规律，即MD＞LD＞HD＞NS和MD＞HD＞LD＞NS（图1a）；在NS中，标记细菌的PLFA与总PLFA的比值（细菌PLFA含量／总PLFA含量，B／T）高于高寒草甸其他演替阶段（图1b），与G－在该样地中所占比例下降有较大的关系，NS阶段G－含量在高寒草甸所有演替阶段最低（图1d），与G＋的变化无直接相关性，NS阶段G＋含量在0～10 cm土层中随着演替的进行没有发生变化（图1c）。各微生物菌群变化在不同的土层差异较大：在0～10 cm土层中，革兰氏阳性菌（G＋）随着草甸退化程度的增加其所占比例降低，革兰氏阴性菌则相反，即随着高寒草甸演替的进行，G＋／G－逐渐下降（图1e）；在NS中，由饱和脂肪酸（saturated，Sat）标记的土壤微生物比例高于退化样地，而不饱和脂肪酸（unsaturated，Unsat）所标记的土壤微生物在演替阶段，其百分含量均高于NS样地（图1f）。在10～20 cm土层中，NS土壤中G＋／G－、Sat／Unsat值和 HD植被无差异，且G＋和Sat两种类群土壤微生物百分比均高于LD和 MD样地；LD和 MD样地在较深层土壤中4类微生物类群则不存在差异（图1e，f）。

图1 不同退化演替阶段各菌群含量的变化Fig.1 Changes of each microbial group content at the different degraded successional stages

2.2 不同退化演替阶段PLFA种类的变化

实验测定土壤中含量大于0.05 nmol／g的PLFA总计22种（C14～C19）（图2）。其中，NS土壤中共计14种、LD 17种、MD 20种、HD 17种，各PLFA在不同退化演替阶段不同土层（0～10 cm和10～20 cm）的变化如图2所示。在0～10 cm土层中：不同退化演替阶段（NS，LD，MD和HD）土壤微生物的种类分别为11，15，18和14种，微生物a15：0、16：0、i16：0、16：1ω7t、a17：0、19：0 均出现在4个高寒草甸土壤中，其中a15：0、16：0、16：1ω7t和i16：0在MD阶段含量最高，a17：0在LD演替阶段含量最大，而NS土壤中19：0的含量最高，6种PLFA的含量之和分别占不同退化演替阶段（NS、LD、MD和 HD）总PLFA含量的83.2%，70.2%，64.0%和68.6%；在10～20 cm土层中：不同退化演替阶段土壤微生物的种类分别为7，13，13和9种。其中，在NS土壤中，含量比例大于10% 的PLFA为16：0和18：0，是其主要土壤微生物种类，二者占总PLFA含量的81.4%；在LD 土壤中，15：0、16：0和16：1ω7t是该演替阶段土壤的主要 PLFA，占总 PLFA的59.1%；在 MD土壤中，16：0和16：1ω7t含量分别占总 PLFA 含量的29.1%和17.3%，共计46.5%；HD土壤中的15：0（37.8%）、br15：0（10.9%）、16：1ω9t（15.3%）和i18：0（11.4%）含量之和占总 PLFA 总含量的75.4%，为该演替阶段土壤中的主要PLFA。在10～20 cm土层中，LD和MD样地中均存在而NS和HD土壤中却不存在的PLFA种类有3种，分别为i14：0、a17：0和18：1ω9c。

2.3 PLFA主成分分析 （PCA）

对不同退化演替阶段不同土层土壤微生物群落PLFA进行主成分分析发现，第一主成分和第二主成分的贡献率分别为33.7%和23.4%，累计贡献率为57.1%。PC 载荷值显示，16：1ω7t、a15：0、i14：0、18：2ω6，9、18：1ω7c、16：0、18：1ω5c、i17：0（载荷值＞0.60）这8种 PLFA与PC1正相关，其中18：2ω6，9为F，i14：0、a15：0、i17：0为G＋，16：1ω7t、18：1ω7c、18：1ω5c为G－，16：0为一般性细菌；22种 PLFA中，15：0和19：0载荷值分别为－0.502和－0.625，均小于－0.50，与PC1负相关。与PC2具有相关性的正PLFA（载荷值＞0.60）共有6种，其中br18：0、i16：0、br15：0为G＋，16：1ω9t为G－，15：0和19：0为一般性细菌；没有任何PLFA载荷值小于－0.45的，因此PLFA与PC2无负相关关系（图3）。

图2 不同退化演替阶段PLFA含量的变化Fig.2 Changes of each PLFA content in the degraded successional stages

由图4看出，MD-10和MD-20位于PC1右侧，与PC1正相关，LD-10靠近PC1轴，与PC1无显著相关性，NS-10、NS-20、LD-20、HD-10和HD-20均位于PC1轴左侧，表明和PC1负相关，由图3可知，与PC1正相关的共有8种PLFA，具有F、G＋、G－和一般性细菌，而与PC1负相关的PLFA均为一般性细菌，因此MD土壤中微生物群落结构多样性更加复杂合理，HD土壤微生物群落结构较为单一，且以一般性细菌为主要群落，NS和LD土壤微生物群落结构多样性位于二者之间；HD-10、NS-10和NS-20在PC2轴下侧，与PC2负相关；MD-10和HD-20则相反，位于 PC2轴上侧，与PC2正相关，其代表性 PLFA 为br18：0、i16：0、br15：0、16：1ω9t、15：0和19：0，LD-10、LD-20和MD-20靠近PC2轴，与PC2无明显相关性。NS、LD、MD和HD 0～10 cm土层中PLFA均位于相对应的10～20 cm土层右侧，表明扰动致使不同退化程度高寒草甸0～10 cm土层微生物PLFA具有更高的PC1载荷值（图4），因此0～10 cm土层的微生物物种多样性更加丰富，其群落结构也能更好地应对外界环境的变化。不同退化演替阶段的不同土层的位置表现在距离差异（图4），在PC1方向上，NS的0～10 cm和10～20 cm土层的2个位置差距最小，其次为HD和LD，位置差距最大的为MD，值得注意的是，在HD样地中，HD-10和HD-20位置在PC2方向上具有较大的差异，其他3个样地在PC2上无明显差异，说明在NS中，虽然0～10 cm土层中土壤微生物含量、物种多样性和结构多样性高于10～20 cm，但差异较其他3个退化演替阶段要小。在3种退化演替阶段，MD两个土层之间的差异程度最高，外界干扰虽然直接影响到0～10 cm土层，但对10～20 cm土层影响较小，中度干扰对表层土壤微生物的影响决定了不同土层的位置差异，即MD-10与MD-20的距离更大；NS-10、LD-10和MD-10在PC2方向上均位于NS-20、LD-20和MD-20上侧，而HD则相反，说明重度退化样地0～10 cm土层已经遭受较为严重的破坏，10～20 cm土层也受到外界环境的影响但不及0～10 cm严重。

图3 不同退化演替阶段土壤微生物PLFA主成分分析Fig.3 PCA of soil microorganisms PLFA at the different degraded successional stages

图4 不同退化演替阶段土壤微生物PLFA因子得分Fig.4 PCA showing variations at the different degraded successional stages in soil microbe PLFA

图5 不同退化演替阶段土壤酶活性变化Fig.5 Change of enzyme activities in different successional stages不同小写字母代表相同退化演替阶段不同土层之间酶活性差异显著，不同大写字母代表相同土层不同退化演替阶段土壤酶活性差异显著（P＜0.05）。Different lowercase letters indicate significantly different between different soil depth；Different capital letters indicate significant difference between different successional stages（P＜0.05）.

2.4 不同退化演替阶段土壤酶活性的变化

采用不同退化演替阶段（4个水平）和空间土壤层次（0～10 cm、10～20 cm共2个水平）进行双因素方差分析及Duncan检验发现，不同退化演替阶段、不同土层深度及其交互作用对碱性磷酸酶活性均达到极显著影响（P＜0.01），不同演替阶段对蛋白酶、多酚氧化酶和碱性磷酸酶活性具有极显著影响（P＜0.01），不同土层深度对脲酶、蛋白酶、蔗糖酶和碱性磷酸酶活性均有极显著影响（P＜0.01），而对多酚氧化酶活性无显著影响（F＝0.068，P＝0.797）（表2）。

对不同土层酶活性变化研究可以看出，蛋白酶和多酚氧化酶活性均表现为NS＜LD＜HD＜MD，碱性磷酸酶活性表现为MD＜HD＜LD＜NS，脲酶和蔗糖酶活性在4个退化演替阶段无显著差异。不同演替阶段，蛋白酶、碱性磷酸酶、脲酶和蔗糖酶活性均表现出随着土层深度的增加而降低（图5a，b，c，e），多酚氧化酶活性则不同，随土层的加深而无显著变化（P＞0.05）（图5d）。

2.5 微生物类群PLFA含量与土壤酶活性相关性分析

土壤酶活性与土壤微生物存在着显著的相关性，一切导致土壤微生物数量变化的因素都间接的影响土壤酶活性的变化。从表3可知，蛋白酶和多酚氧化酶活性与B、G＋、G－、F数量及总PLFA之间均呈极显著的正相关关系，碱性磷酸酶与不同土壤微生物类群的PLFA均表现出负相关关系，其中与G＋PLFA达到极显著水平，与G－PLFA和总PLFA呈显著水平，蔗糖酶活性仅与土壤中细菌PLFA含量有显著正相关性，脲酶活性与土壤各微生物类群无明显的相关性（表4）。

表3 不同退化演替阶段土壤剖面酶活性的ANOVA分析（0～20 cm）Table 3 ANOVA for soil enzyme activity in the 0-20 cm soil profile under different degraded successional stages

表4 土壤酶活性与不同微生物类群PLFA含量的相关性分析Table 4 Pearson correlation analysis between different microbial PLFA content and soil enzyme activity

3 讨论

群落演替是对其初始状态的异化过程，不但体现在种类组成和结构上，也体现在土壤环境的改变，而土壤微生物是土壤中具有生命力的主要组成部分，在土壤形成和演化过程中起着主导作用，同时由土壤微生物生命活动和植物根系分泌产生的土壤酶则是土壤生物化学反应的实际参与者和主要推动者，其活性大小既反映着土壤营养物质的储量，也体现在土壤中生物化学反应的方向和强度［39］，加之自身反应灵敏，专一性和综合性等特点，土壤酶也是作为土壤生态胁迫或土壤生态恢复的敏感性指标［15］。土壤微生物群落结构多样性是反映生态系统受到一定干扰后细小变化的重点监测因子，可以描述微生物群落变化、微生物群落生态学机理以及自然或人为干扰对群落的影响［40］。

本研究表明，尽管4个不同演替阶段的样地在土壤微生物群落结构和土壤酶活性上有差异，但中度退化演替阶段和原生植被之间的差异尤为明显，轻度退化和重度退化阶段差异处于二者之间。中度退化演替阶段土壤微生物种类与生物量均显著高于原生植被、轻度退化和重度退化演替阶段，0～10 cm和10～20 cm土层中土壤微生物群落结构合理、种群多样性丰富；中度退化演替阶段土壤蛋白酶和多酚氧化酶活性最高，说明随着演替的进行，土壤中的化学和生物学指标并不呈现出持续下降的趋势，而是在受到一定程度干扰时达到最大值，然后开始降低。蔡晓布等［12］对不同退化程度高寒草原土壤微生物活性进行研究时也发现：土壤微生物活性和含量在受到一定干扰后才达到最大值，并非在未退化阶段。研究发现，中度退化演替阶段群落资源丰富度和复杂程度增加，维持了草地群落的稳定性，有利于群落生产力的提高，致使植物凋落物归还给土壤的量增加，土壤肥力提高［9］。土壤微生物种类、组成和功能多样性受到作为碳源基质的植物凋落物和土壤有机质的质量和数量的影响。表现在：1）限制植物生长的资源有效性影响着生物群落的组成；2）土壤微生物群落资源的可获取性受到枯死叶和根（凋落物）的化学组分限制，因为凋落物能够被用于产生能量；3）植物物种组成的改变可能引起植物多样性的改变进而导致凋落物有机组分的变化，因此会影响异养微生物群落的组成和功能［41-42］。地上植被较高的生物多样性可以引起作为地下生物资源的凋落物质量和类型的多样性，而资源的异质性可以引起分解者的多样性，在较大程度上改良土壤的理化性质，提高土壤生物的数量、活性和多样性［43］，同时土壤微生物的增多会产生反馈调控作用强化上行效应，土壤中的分解者及其共生真菌能促进矿物质营养释放，提高初级生产力，从而有利于植物生长及其多样性的维持。本研究还发现，0～10 cm土层中，原生植被土壤微生物中G＋／G－和Sat／Unsat值均高于不同退化演替阶段。从原生植被到不同退化演替阶段的转变过程中，微生物群落结构上表现为革兰氏阳性菌向革兰氏阴性菌的转变，饱和性脂肪酸向不饱和性脂肪酸的转变，这与图4所得结论相符。在图4中，NS-10位于其他3个退化演替阶段0～10 cm土层最右侧，与PC1轴负相关程度最大；而且与PC1轴呈负相关的PLFA均为饱和性PLFA，大多数标记革兰氏阳性菌的PLFA为饱和性PLFA，标记革兰氏阴性菌的PLFA一般为不饱和脂肪酸。

还有研究发现，不同退化演替阶段高寒草甸土壤细菌与真菌生物量的比值（B／F）表明：中度退化演替阶段B／F值显著高于重度退化、原生植被和轻度退化阶段［12］。本研究表明，细菌与总PLFAs的比值在原生植被中最高，轻度退化演替阶段最低（图1b），说明随着演替的进行，细菌生物量的增加速度高于真菌；革兰氏阳性菌与总PLFAs的比值（图1c）和革兰氏阴性菌与总PLFAs的比值（图1d）在不同退化演替阶段所呈现的规律不尽相同，代表革兰氏阳性菌和革兰氏阴性菌的PLFA并没有分别位于一个相对单独的区域（图3）。本研究还发现，含有异构甲基支链（iso）的PLFA（i14：0、i16：0、i17：0和i18：0）和前异构甲基支链（anteiso）的PLFA（a15：0和a17：0）分别位于PC2轴的上侧和下侧（图3），中度退化演替阶段（MD-10，MD-20）位于PC2轴上侧，其他3个演替阶段则位于PC2轴下侧（图4），iso和anteiso PLFA在4个退化演替过程中的转变可能与立地条件的营养胁迫，物理或化学干扰，或者土壤微生物组成的改变有关［44-46］。对相应的PLFA进行PCA分析证明了不同退化演替阶段，土壤微生物群落结构在中度退化演替阶段形成更为合理的群落结构来适应环境的压力。

草地生态系统中地上植物、地下微生物和土壤微环境之间的相互响应机制与群落演替存在着明显的关联性。第一，在高寒草甸不同退化阶段，群落的多样性、均匀度和物种丰富度在中度退化演替阶段最高［47］；土壤容重、土壤有机质输入以及土壤微生物熵在中度退化演替阶段均高于其他演替阶段［9］。地上部分高的生物多样性可能会引起作为地下生物资源的凋落物质量和类型的多样性，而资源的差异性也可能会引起分解者的多样性，这能在很大程度上改良土壤的理化性质、提高土壤生物的数量、多样性和活性。因此，植物－土壤间的相互作用也许是高寒草甸退化演替过程中最重要的反馈之一。第二，本研究中碱性磷酸酶活性随着高寒草甸退化演替的进行而显著降低。碱性磷酸酶是促进有机磷化合物分解的酶类，能增加土壤中磷元素和易溶性营养物质，与土壤碳氮含量正相关，与有机磷含量及土壤p H也有关［25］，随着高寒草甸退化演替的进行，土壤各种营养物质（土壤有机碳、全氮和全磷）含量均显著下降，土壤p H随之降低［11，44］；多酚氧化酶和蛋白酶在中度退化演替阶段其活性显著高于其他3个处理样地。在不同退化演替阶段，土壤全氮含量和速效氮含量均在中度退化阶段最低［48］，原生植被由于群落生物量较高，土壤中凋落物和植物根系的归还量增加，较多土壤养分在一定程度上提高了碱性磷酸酶活性，但降低了多酚氧化酶和蛋白酶的活性。有研究表明，施氮能够降低土壤多酚氧化酶的活性，尤其是高氮处理，抑制作用更为明显；脲酶与蔗糖酶活性在不同演替阶段无显著差异，土壤脲酶是一种分解含氮有机物的水解酶，是植物氮素营养的直接来源，与地上植被的多样性有关，土壤全氮和速效氮是导致植物多样性变化的显著性影响因子［49］，蔗糖酶活性则同样受到多种土壤因子的影响，如土壤有机质和土壤呼吸强度［25］，而土壤呼吸速率与土壤温度、土壤含水量、根系生物量、地上植被生物量凋落物有显著正相关，与人为干扰强度呈显著负相关性［50］，同时蔗糖酶活性与土壤微生物生物量碳、氮也存在着相关性［51］，因此，复杂的影响因子是导致土壤脲酶和蔗糖酶活性在不同退化演替阶段无显著差异的重要原因。第三，土壤酶与土壤微生物在高寒草甸不同退化演替阶段呈现出的显著相关性。杨志新和刘树庆［52］发现，当土壤微生物的生长和繁殖受到抑制时，其体内酶的合成和分泌便会减少，从而降低了土壤酶活性，当植物根际的生物活性物质和动物残体腐解使土壤微生物活动旺盛时，土壤酶活性便会提高；单贵莲等［53］在研究典型草原恢复演替过程中也发现，土壤微生物和土壤酶活性呈密切的正相关关系，土壤酶活性、真菌数量、微生物总量间的相关关系较显著，相关系数均达到显著水平。在本研究中，碱性磷酸酶活性只与总PLFAs、革兰氏阴性菌和革兰氏阳性菌含量呈显著或极显著负相关，与真菌（r＝－0.380）和细菌（r＝－0.080）含量无显著相关性，这表明碱性磷酸酶活性会受到土壤中总微生物生物量和革兰氏细菌的抑制，尤其是革兰氏阳性菌的抑制作用更加强烈；多酚氧化酶和蛋白酶活性与革兰氏阳性菌（r＝0.877）、总PLFAs（r＝0.872）；真菌（r＝0.890）、总PLFAs（r＝0.912）间呈显著正相关。土壤微生物群落结构（种类、数量、生物量和不同微生物类群PLFA比值）、土壤微生物活性通过影响有机物分解、营养物质传递，从而促进植物生长。土壤微生物受到强烈的自上而下的调控，它们反过来又通过影响营养物质的释放对地上植物群落结构产生重要的反馈调控作用。

总之，土壤是一个复杂的生态系统，评价土壤质量和土壤肥力、指示高寒草甸演替阶段和退化程度有许多指标，如土壤理化性质、酶活性和微生物状况等。土壤微生物是土壤生态系统中养分来源的原动力，在动植物残体的降解和转化，养分的释放和循环及改善土壤理化性质中起着重要作用；土壤酶能够促进土壤中物质转化与能量交换，土壤酶类和微生物一起推动着土壤的代谢过程。因此，本研究建议将土壤酶活性和土壤微生物群落结构（种类、数量）结合起来，评价三江源区高寒草甸群落的演替阶段、退化程度。