PLA2R1研究进展

苏才丽，杨志惠

(泸州医学院，四川 泸州 646000)

磷脂酶A2(phospholipase A2，PLA2)是一类能够催化脂蛋白和细胞膜上的甘油磷脂二位酰基酯键，水解形成包括花生四烯酸在内的游离脂肪酸和溶血磷脂的酶族[1]。到目前为止，至少已报道了19种不同的PLA2[2]。根据其催化活性对钙离子的需要程度，来源于哺乳动物组织的PLA2可以分为3种：对钙离子依赖的胞质型(cPLA2)和分泌型(sPLA2)及非钙离子依赖型(iPLA2)[3]。磷脂酶A2受体1(PLA2R1)除能作为受体与相应的几个分泌型磷脂酶A2( sPLA2)相结合引起多种生物效应外，已有研究表明PLA2R1还参与正常细胞凋亡，诱导癌细胞凋亡及与心血管疾病、肾病等疾病发展相关。现就PLA2R1的基因结构、生物学功能及与疾病的相关性做一综述。

1 PLA2R1基因及结构

PLA2R1基因位于2q23-q24，首次发现在骨骼肌中，在膀胱、口腔、眼、女生殖器官、肝、耳、脾、肺、消化道、胸腺和肾脏也有表达[4]。其产物即M 型sPLA2受体，是分子量为180 000的Ⅰ型跨膜糖蛋白，其N-末端半胱氨酸富集区域与其它已知的蛋白序列没有显著的同源性[5]。M 型sPLA2受体是与兔和牛细胞膜锚定的sPLA2受体具有显著同源组织的巨噬细胞受体。巨噬细胞受体含有四个甘露糖受体家族成员，共有一个保守结构域的结构[6]。

2 PLA2R1与细胞衰老

到目前为止，仅有少数受体可能参与衰老调控。有学者报道，趋化因子-2受体和白细胞介素-6受体在人体细胞能调控衰老[7]。趋化因子-2受体是一个G-偶联受体，而PLA2R1的信号蛋白质目前还不明确。趋化因子-2受体可能依赖于活性氧的产生而诱导衰老。Augert 等[8]发现PLA2R1调节细胞衰老也依赖于活性氧的产生，所以，PLA2R1有望同趋化因子-2受体及白细胞介素-6一样，调控人体细胞衰老。研究结果还表明[9]，PLA2R1可诱导花生四烯酸释放，而花生四烯酸可促进活性氧产生[10]。研究还显示，活性氧可以诱发各种细胞应力，致DNA断裂，进而诱导DNA损伤和细胞衰老[11-12]。所以，PLA2R1也有可能通过调节活性氧的产生从而调控细胞衰老。之前有人发现，人乳头状瘤病毒16型E6抑制p53[13]，人乳头状瘤病毒16型E7抑制Rb[14]。在此基础上，有学者[8]将E6、E7同时抑制后，发现PLA2R1诱导产生的活性氧主要是通过激活p53的通路引起DNA损伤，进而调节人体细胞衰老，由此推测PLA2R1可能成为调节细胞周期的一个关键因素。Augert等[8]使用RNA逆转录病毒(shRNA)进行实验，随后评估感染不同的shRNA的细胞的衰老速度，发现对照组细胞衰老速度比感染shPLA2R1的细胞衰老速度慢得多；而SA-B-半乳糖苷酶的活性实验也印证了细胞缺乏shPLA2R1基因则能避免应激诱导的衰老这一观点。

Vindrieux等[15]在小鼠体外体内研究发现，PLA2R1基因下调有利于上皮细胞免于衰老，但PLA2R1能否调节人正常上皮细胞衰老还未见报道。一些sPLA2已被证实在正常的人成纤维细胞中诱导细胞早衰[16]。也有报道称[8]正常人成纤维细胞PLA2R1基因敲除后其倍增能力增加，从而延缓细胞衰老。那么是否有另一方式调控正常人成纤维细胞衰老，即PLA2R1与sPLA2结合后诱导细胞衰老？在小鼠体内IB组和IIA组 sPLA2的高亲和力受体是小鼠PLA2R1，但人类IB组和IIA组 sPLA2与人类PLA2R1的亲和力却低得多[17]。所以，PLA2R1诱导的正常人成纤维细胞早衰是否与sPLA2有关仍然不清楚。

3 PLA2R1与炎症反应

哺乳动物PLA2R1与sPLA2结合引起各种生物反应。研究显示，小鼠体内sPLA2，IB组 (sPLA2-IB)可作为PLA2R1内源性配体，PLA2R1与sPLA2形成的复合物能促进炎性细胞因子释放，进而引起内毒素休克。Hanasaki等[18]分析提示PLA2R1基因缺陷的小鼠血液中TNF-α和IL-1β的含量降低，使脂多糖诱导的杀伤力减弱，猜想PLA2R1具有促炎性功能。Yokota等[19]采用免疫组织化学方法，用重组可溶性形式PLA2R1产生的特异性抗体，检测PLA2R1在肺脏和脾脏的表达水平，结果显示，PLA2R1在Ⅱ型肺泡上皮细胞和小鼠脾淋巴细胞中表达，并在遭内毒素作用1 h后表达水平显著增强，同时也观察到当发生内毒素血症时TNF-α的表达水平显著升高，与野生型小鼠相比，PLA2R1基因缺陷型小鼠血浆中无可溶形式的PLA2R1，当出现内毒素血症后，血浆中PLA2R1水平显著升高至最高水平。这些研究结果表明当小鼠内毒素血症发生时，可能是产生的促炎症介质在疾病发展过程中促进组织表达PLA2R1而致循环水平升高。有研究称[20]，在sPLA2的作用下，感染M 型sPLA2R1的巨噬细胞iNOS蛋白表达增加，这说明sPLA2与M型sPLA2R1相结合，激活PI3K/Akt通路而促进iNOS表达。而NO在炎症前细胞因子的释放、各种炎性疾病及缺血性疾病中起着重要的作用。由此可以推断，sPLA2与各种炎性疾病密切相关。

4 PLA2R1作为抑癌基因与恶性肿瘤

Bernard等[21]研究了PLA2R1在乳腺癌患者预后中的作用。2组病例中，一组乳腺癌患者20名已转移，并在3年内死亡；另一组乳腺癌患者20例，无转移，3年内无死亡。采用RT-qPCR检测2组PLA2R1 mRNA表达情况。有转移组PLA2R1 mRNA表达水平较高，无转移组PLA2R1 mRNA表达水平较低。采用Kaplan-Meier曲线分析2组生存期和无事件生存率，结果显示，低表达PLA2R1 mRNA乳腺癌患者发生转移和死亡的风险增加。Kao等[22]使用cDNA微阵列分析了7 500个基因在非典型畸胎样/横纹肌样瘤(AT/RT)细胞株、DAOY髓母细胞瘤细胞株和星形胶质细胞SVG12细胞株中的的表达模式。结果表明，PLA2R1在AT/RT细胞中的表达比星形胶质细胞SVG12高5倍。Vindrieux等[15]已证实其机理是PLA2R1激活其下游JAK2信号途径，使JAK2磷酸化进而抑制癌细胞。此外，Vindrieux等还发现PLA2R1基因缺陷小鼠其正常细胞发生癌变的风险增加，而PLA2R1异位表达则抑制细胞癌变；这是因为PLA2R1异位表达增加了RAS诱导的肿瘤抑制的敏感性。以上研究进一步支持PLA2R1的抑癌作用。Bernard等[22]用编码全长的PLA2R1基因构建逆转录病毒载体，转染MDA-MB-453和CAMA-1乳腺癌细胞，研究PLA2R1对癌细胞的作用。转染后3 d，这些细胞显著表达PLA2R1，使用印迹分析得知，PLA2R1组成型表达引起了细胞增长显著停滞，其原因是caspase -3主动裂解所致细胞凋亡。为了确定PLA2R1对癌细胞的毒性作用是仅针对乳腺癌细胞还是更普遍的癌细胞,Bernard等[21]调查了PLA2R1在肾癌、胰腺癌、大肠癌、黑色素瘤细胞中的异位表达的效果。包括5例肾癌、2例胰腺癌、1例大肠癌和2例黑色素瘤，PLA2R1均诱导了癌细胞死亡。由此得知，在几乎所有测试的肿瘤细胞，PLA2R1组成型都能诱导细胞死亡，所以PLA2R1有望作为抗肿瘤的分子标志物。

5 PLA2R1与白血病甲基化

Menschikowski 等[22]研究了PLA2R1在白血病细胞系U937细胞、骨髓增生异常综合征(MDS)及急性白血病患者的甲基化水平。研究表明PLA2R1的甲基化位点为亚硫酸氢盐修饰的DNA片段。他们使用甲基化特异性高分辨率熔解(MS-HRM)分析方法，然后检测PLA2R1甲基化5`-CpG岛位点，分析对照健康者和白血病患者之间的亚硫酸氢盐修饰的基因组DNA的序列差异后发现，U937细胞中PLA2R1的表达显著下调，伴随着PLA2R1启动子区域和下游区域的完全甲基化，甲基化率平均为28.9%±17.8%，与对照组受试者相比偏低，平均低于9%。PLA2R1甲基化程度可用于骨髓增生异常综合征(MDS)患者危险分层。之前也有实验[23]证明PLA2R1甲基化与MDS疾病风险性相关，这表明将抑制肿瘤甲基化作为靶标用于治疗血液性疾病具有可行性。此外，还可通过PLA2R1甲基化水平检测为血液病复发治疗提供参考，以避免高风险MDS患者和急性髓细胞性白血病。

6 PLA2R1与膜性肾病

有学者[24-25]将正常人与特发性膜性肾病患者的蛋白尿或血清样本蛋白质提取物分析得知，特发性膜性肾病患者大多数有依赖于构象表位PLA2R1的抗体，抗体与PLA2R1结合形成免疫复合物导致足细胞损伤。 目前PLA2R1及其形成的免疫复合物见于特发性膜性肾病患者的正常足细胞，表明PLA2R1是本病的主要抗原。虽然抗PLA2R1抗体主要是IgG4同种型，但其它3种同种型免疫复合物在特发性膜性肾病的血清中也少量存在[26]。使用中性肽链内切酶抗IgG1和IgG4抗体后发现，仅IgG4与对应的免疫性膜肾病中患者的蛋白尿发展相关，但并不能否定PLA2R1 IgG1抗体的存在与否与疾病的严重程度或病程无关。膜性肾病的发病机理中，PLA2R1的作用目前还不清楚，可能仅仅是抗原抗体结合补体介导肾小球足细胞损伤。

7 PLA2R1与动脉粥样硬化

PLA2R1与LDL-C和HDL-C的代谢密切相关。PLA2R1基因rs2203053位点C突变为T明显增高了LDL-C水平, rs665135位点C突变为T在HDL-C代谢的分子遗传学机理中发挥重要作用。有研究[27]发现M 型sPLA2受体的mRNA也存在于人平滑肌细胞，并且推测sPLA2-ⅡA在血管平滑肌的功能可能由位于细胞质膜的sPLA2受体所介导。有学者[28]报道，人单核细胞和THP-1单核细胞表达sPLA2 M 型受体，而动脉粥样硬化的发生是sPLA2与位于单核细胞上sPLA2 M 型受体结合形成复合物所致。肝素、阿司匹林、吲哚美辛以及阿米洛芬这些非甾体药物表现出抑制sPLA2-ⅡA活性，Boilard等[28]认为sPLA2抑制剂的抗炎效应不仅仅是因为抑制了sPLA2的活性，并且还调节了sPLA2与M 型受体或其他未知蛋白的结合。因此PLA2R1可能与动脉粥样硬化有关。

8 总结与展望

目前PLA2R1的功能研究还甚少。已有的研究结果让我们大胆猜想它在调节正常细胞及肿瘤细胞周期中发挥重要作用，肿瘤危险程度分级及分级治疗相关，探索其在检测肿瘤治疗效果、疾病复发治疗、肿瘤抑制剂的研发方面的新途径，为临床实践提供新的依据。

参考文献：

[1]Six DA, Dennis EA. The expanding superfamily of phospholipase A2 enzymes:classification and characterization[J]. Biochim Biophys Acta, 2000, 1488(1-2): 1-19.

[2]Akiba S, Sato T. Cellular function of calcium-independent phospholipase A2[J]. Biol Pharm Bull, 2004, 27(8): 1174-1178.

[3]Kovanen PT, Pentikäinen MO. Secretory group Ⅱ phospholipase a2 a newly recognized Acute-Phase reactant with a role in atherogenesis[J]. Circ Res, 2000, 86(6): 610-612.

[4]Hanasaki K, Arita H. Biological and pathological functions of phospholipase A2 receptor[J]. Arch Biochem Biophys, 1999, 372(2): 215-223.

[5]Ancian P, Lambeau G, Mattéi MG, et al. The human 180-kDa receptor for secretory phospholipases A2.Molecular cloning,identification of a secreted soluble form,expression,and chromosomal localization[J]. J Biol Chem, 1995, 270(15): 8963-8970.

[6]Zvaritch E, Lambeau G, Lazdunski M. Endocytic properties of the m-type 180-kDa receptor for secretory phospholipases a[J]. J Biol Chem, 1996, 271(1): 250-257.

[7]Acosta JC, O’loghlen A, Banito A, et al. Chemokine signaling via the CXCR2 receptor reinforces senescence[J]. Cell, 2008, 133(6): 1006-1018.

[8]Augert A, Payré C, De Launoit Y, et al. The M-type receptor PLA2R regulates senescence through the p53 pathway[J]. EMBO Rep, 2009, 10(3): 271-277.

[9]Fonteh AN, Atsumi G, Laporte T, et al. Secretory phospholipase A2 receptor-mediated activation of cytosolic phospholipase A2 in murine bone marrow-derived mast cells[J]. J Immunol, 2000, 165(5): 2773-2782.

[10]Muralikrishna AR, Hatcher JF. Phospholipase a2,reactive Oxygen species,and lipid peroxidation in cerebral ischemia[J]. Free Radic Biol Med, 2006, 40(3): 376-387.

[11]Lee AC, Fenster BE, Ito H, et al. Ras proteins induce senescence by altering the intracellular levels of reactive Oxygen species[J]. J Biol Chem, 1999, 274(12): 7936-7940.

[12]Macip S, Igarashi M, Berggren P, et al. Influence of induced reactive Oxygen species in p53-mediated cell fate decisions[J]. Mol Cell Biol, 2003, 23: 8576-8585.

[13]Scheffner M, Werness B, Huibregtse J, et al. The E6 oncoprotein encoded by human papillomavirus types 16 and 18 promotes the degradation of p53[J]. Cell, 1990, 63(6): 1129-1136.

[14]Dyson N, Howley P, Munger K, et al. The human papilloma virus-16 E7 oncoprotein is able to bind to the retinoblastoma gene product[J]. Science, 1989, 243(4893): 934-937.

[15]Vindrieux D, Augert A, Girard CA, et al. PLA2R1 mediates tumor suppression by activating JAK2[J]. Cancer Res, 2013, 73(20): 6334-6345.

[16]Kim HJ, Kim KS, Kim SH, et al. Induction of cellular senescence by secretory phospholipase A2 in human dermal fibroblasts through an ROS-mediated p53 pathway[J]. J Gerontol A Biol Sci Med Sci, 2009, 64(3): 351-362.

[17]Cupillard L, Mulherkar R, Gomez N, et al. Both group IB and group IIA secreted phospholipases A2 are natural ligands of the mouse 180-kDa M-type receptor[J]. J Biol Chem, 1999, 274(11): 7043-7051.

[18]Hanasaki K, Yokota Y, Ishizaki J, et al. Resistance to endotoxic shock in phospholipase A2 receptor-deficient mice[J]. J Biol Chem, 1997, 272(52): 32792-32797.

[19]Yokota Y, Ikeda M, Higashino K, et al. Enhanced tissue expression and elevated circulating level of phospholipase a2 receptor during murine endotoxic shock[J]. Arch Biochem Biophys, 2000, 379(1): 7-17.

[20]Park DW, Kim JR, Kim SY, et al. Akt as a mediator of secretory phospholipase A2 receptor-involved inducible nitric oxide synthase expression[J]. J Immunol, 2003, 170(4): 2093-2099.

[21]Kao CL, Chiou SH, Chen YJ, et al. Increased expression of osteopontin gene in atypical teratoid/rhabdoid tumor of the central nervous system[J]. Modern Pathology, 2005, 18(6): 769-778.

[22]Menschikowski M, Platzbecker U, Hagelgans A, et al. Aberrant methylation of the M-type phospholipase A2 receptor gene in leukemic cells[J]. BMC Cancer, 2012, 12(1): 576.

[23]Jiang Y, Dunbar A, Gondek LP, et al. Aberrant DNA methylation is a dominant mechanism in MDS progression to AML[J]. Blood, 2009, 113(6): 1315-1325.

[24]Doi T, Mayumi M, Kanatsu K, et al. Distribution of IgG subclasses in membranous nephropathy[J]. Clin Exp Immunol, 1984, 58(1): 57-62.

[25]Haas M. IgG subclass deposits in glomeruli of lupus and nonlupus membranous nephropathies[J]. Am J Kidney Dis, 1994, 23(3): 358-364.

[26]Debiec H, Nauta J, Coulet F, et al. Role of truncating mutations in MME gene in fetomaternal alloimmunisation and antenatal glomerulopathies[J]. Lancet, 2004, 364(9441): 1252-1259.

[27]Jaulmes A, Janvier B, Andreani M, et al. Autocrine and paracrine transcriptional regulation of type IIA secretory phospholipase A2 gene in vascular smooth muscle cells[J]. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2005, 25(6): 1161-1167.

[28]Hernández M, Fuentes L, Avilés F, et al. Secretory phospholipase a2 elicits proinflammatory changes and upregulates the surface expression of Fas ligand in monocytic cells potential relevance for atherogenesis[J]. Circ Res, 2002, 90(1): 38-45.

[29]Boilard E, Rouault M, Surrel F, et al. Secreted phospholipase A2 inhibitors are also potent blockers of binding to the M-type receptor[J]. Biochemistry, 2006, 45(No.81101679): 13203-13218.