组蛋白去乙酰化酶在结缔组织病中的作用

郭　娟，周　炜

(北京大学第一医院风湿免疫科，北京 100034)

早在半世纪前，人们就已发现细胞核组蛋白共价修饰影响基因的转录活性，但相关分子调节机制直到近期才为人所知[1]。组蛋白赖氨酸残基的乙酰化修饰与基因转录密切相关，研究发现组蛋白H3/H4的乙酰化大量出现在基因活化部位，如常染色质区；而低度乙酰化多见于基因表达抑制部位，如异染色质区、着丝粒和端粒。一般情况下，组蛋白的乙酰化有利于DNA与组蛋白八聚体解离，核小体结构松弛，从而使各种转录因子和协同转录因子与DNA结合位点特异性结合，激活基因的转录；而组蛋白的去乙酰化则通过相反作用抑制基因转录。

正常生理状态下，组蛋白乙酰化与组蛋白去乙酰化过程处于动态平衡，由组蛋白乙酰化转移酶(histone acetyltransferases，HATs)和组蛋白去乙酰化酶(histone deacetylases，HDACs)共同调控。细胞异常状态下，HDACs活性明显增强，打破原有的基因表达平衡状态，导致一些影响细胞增殖和调控细胞周期的分子表达失衡，导致疾病发生。组蛋白可逆性的乙酰化和去乙酰化在免疫反应调节中具有重要作用[2]。本文从HDACs分类及功能出发，综述其在结缔组织病中的作用。

HDACs分类及功能

HDACs分类

现已在人体中发现18种HDACs，分为两类：一类为锌依赖型HDACs(Ⅰ、Ⅱ、Ⅳ型)，另一类为烟酰胺腺嘌呤二核苷酸依赖型HDACs(Ⅲ型)。根据与酵母菌同源性、在细胞中的位置及酶活性，进一步将其分为4型：Ⅰ型HDACs(HDAC1、2、3、8)相对分子质量为42～45 000，与酵母RPD3有相似的催化位点，主要位于细胞核，调控组蛋白的乙酰化修饰；Ⅱ型HDACs(HDAC 4、5、6、7、9、10)相对分子质量为120～130 000，类似酵母菌HDA1，主要位于细胞质，可以在细胞质与细胞核间穿梭，调控组蛋白及非组蛋白的乙酰化修饰；Ⅲ型HDACs(Sirt1～7)与酵母菌Sir2家族蛋白具有同源性，需要NAD+参与调节基因表达，与细胞衰老和能量代谢调节相关，其中Sirt1具有强去乙酰化酶活性，同其余3型HDACs一样，既可以修饰组蛋白，也可以修饰非组蛋；Ⅳ型HDACs(HDAC11)包含Ⅰ和Ⅱ型HDACs 的两种催化位点。HDACs在不同组织细胞中表达水平不同，特别是Ⅰ和Ⅱ型的表达具有组织特异性。HDACs在肿瘤发生中的作用得到了广泛研究，HDACs在多种肿瘤中异常表达，与肿瘤预后相关，且HDACI在包括淋巴瘤与多发性骨髓瘤在内的多种恶性疾病中显示了疗效，有希望用于未来的肿瘤治疗[3]。HDACs不但可以通过修饰组蛋白调节基因表达，也可通过修饰多种非组蛋白对细胞功能产生影响，从而调节免疫细胞功能，但是HDACs免疫调节作用的研究才刚开始。

HDACs免疫调节功能

HDACs在固有免疫应答和适应性免疫应答的表观遗传学调控中均发挥了重要的作用。了解HDACs在免疫系统中的表达情况，可以为免疫调节治疗提供新的治疗思路。

NF-kB是可诱导二聚体转录因子家族中的一员，参与免疫炎性反应。哺乳动物的Rel由5个成员组成，分别是Rel (c-Rel)、RelA(p65)、RelB、NFlB(p65)l)家族中的一和NF-B2(p52/p100)。细胞浆中存在另一种蛋白质家族，称为I细胞，主要作用是与Rel在胞浆中形成三聚体，使其保持静息状态，以无活性状态存在于细胞浆中，不能与DNA结合。HDAC1和HDAC2可以与p65结合，下调NF-kB下调介导的基因表达；而在静息细胞中，HDAC1与p50相互作用可下调下游基因的表达[4-5]。HDACs抑制剂(HDAC inhibitors，HDACIs)通过阻断T细胞NF-kB通路，下调炎性因子如白介素(interleukin，IL)-6，肿瘤坏死因子(tumor necrosis factor，TNF)-α和干扰素(interferon，IFN)-γ的表达。HDACs广谱抑制剂TSA可抑制外周血单个核细胞(peripheral blood mononuclear cell，PBMC)增殖，诱导T辅助细胞(T helper cell，Th)1细胞凋亡，发挥抗炎作用。HDACIs 这一机制在免疫抑制治疗中具有重要作用[6]。

HDACs可以通过调节IFN-调启动子附近组蛋白的乙酰化状态，调控naïve CD4+T细胞向Th1和Th2分化[7]。HDACIs 可以选择性阻断趋化Th1细胞聚集的趋化因子CXCL9、CXCL10、CXCL11的产生[8]。条件性敲除小鼠T细胞中HDAC1，可导致Th2相关细胞因子表达上调和气道炎性反应增强[9]。小鼠实验证实，Ets-1与HDAC1协同作用可以抑制Th1细胞中IL-10的表达[10]，HDAC11可以抑制抗原提呈细胞中IL-10表达，诱导免疫耐受发生[11]。另外，TSA作用于调节性T细胞(regulatory T cell，Treg)时可使Foxp3+、CTLA4、GITR、IL-10的mRNA表达水平上调，促进Foxp3+Treg增殖，增强其免疫调节功能[12]。HDACs在辅助T细胞亚群分化中也可能发挥重要作用，通过调控其功能有可能调控Th细胞亚群介导的免疫反应或疾病。

HDACs与结缔组织病

HDACs具有广泛的免疫调节作用，在结缔组织病发病中的作用正得到越来越多的研究，其有可能成为某些结缔组织病的治疗靶点，而HDACIs 也可能成为这些疾病的治疗药物。

HDACs与类风湿关节炎

类风湿关节炎(rheumatoid arthritis，RA)是一种慢性炎性自身免疫性疾病，其典型的病理特征是滑膜细胞增生，血管翳形成，大量炎性细胞聚集于关节腔内，侵蚀关节软骨和骨质，进而造成不可逆的关节破坏[13]。近年来的研究揭示，滑膜细胞增生、炎性细胞聚集、炎性因子大量表达、凋亡受阻导致异常细胞持续存活在RA发病中起了至关重要的作用。

Kawabata等[14]发现，RA患者滑膜组织总HDACs活性升高，RA成纤维样滑膜组织(fibroblast-like synoviocytes，FLSs)中HDAC1表达较骨关节炎(osteoarthritis，OA)显著增加，说明HDAC1可能有促炎作用；HDACs活性与HDAC1表达与局部TNF-因量呈正相关，进一步用TNF-关刺激FLSs，发现细胞内HDACs活性和HDAC1表达显著增加，提示HDACs为TNF下游分子，应用TNF拮抗剂可能通过抑制HDACs活性，减轻滑膜炎性反应。

与上述研究结果不同的是，Horiuchi等[15]的研究发现，较OA和健康对照而言，RA患者滑膜组织中Ⅰ型HDAC(HDAC1和HDAC2)表达减少。两项研究之所以不同，很可能是因为Horiuchi等[15]的研究中RA患者接受TNF拮抗剂的治疗而影响了HDACs表达。另外，Chabane等[16]通过实验证实，RA患者滑膜成纤维细胞中HDAC4表达升高，并通过上调Egr-1转录活性，增加IL-1诱导的微粒体前列腺素E合成酶1的表达，促进前列腺素E2合成。

RA患者滑膜可检测到大量受损DNA，在疾病晚期p53蛋白常明显升高[17]。肿瘤抑制蛋白p53可延长细胞停滞于细胞周期G1/S期，修复受损DNA；如果DNA广泛受损，p53可诱导细胞凋亡。RA过量表达p53蛋白，可能是由活性氧诱导的体细胞p53突变造成[18]。某些突变会造成大量无活性的p53在细胞中表达并聚集，使得炎性关节中基质细胞凋亡受阻[19]。p53蛋白的激活和半衰期与多种可逆性修饰密切相关，如磷酸化、甲基化、泛素化、乙酰化等，这些修饰作用也可能会影响RA滑膜中p53的表达和功能[20]。体外实验表明，p53基因乙酰化可阻断Mdm-2介导的p53泛素化和蛋白酶体的消化，增加p53蛋白稳定性；Sirt1可以使p53去乙酰化，抑制p53转录，促进p53降解，修复DNA功能受损[21]。

细胞因子通过激活细胞内JAK/STAT信号转导通路，调节基因表达，参与细胞活化、分化、存活。与对照组相比，RA患者滑膜中STAT1表达显著升高[22]。HDAC1、HDAC2或HDAC3过度表达会增强STAT1依赖的信号转导通路激活，激活炎性反应[23]。通过对这些患者标本的研究提示，HDACs可能成参与了RA滑膜炎的调节。

p21(WAF1/Cip1)、p16INK4a为细胞周期素依赖性激酶(cyclin-dependent kinases，CDKs)抑制蛋白，可以抑制细胞增殖。Chung 等[24]首次发现，在佐剂性关节炎大鼠RA模型关节局部应用HDACIs(phenylbutyrate和trichostatin A)不但可以诱导滑膜细胞p21(Cip1)和p16(INK4)表达，还能抑制受累组织中TNF-受的表达，减轻关节肿胀，减少内膜下单个核细胞浸润，抑制滑膜增生和血管翳形成；而软骨及骨组织未见损害提示HDACIs 可以抑制RA进程。随后，Nishida等[25]通过静脉注射HDACIs缩酚酸肽(FK228)证实，HDACIs在抗体介导DBA/1小鼠关节炎模型除了发挥上述相同作用外，还可以抑制滑膜组织中IL-1还的表达；体外培养发现，FK228可能通过诱导p16INK4并上调p21(WAF1/Cip1)表达，抑制RA患者RASFs增殖。

法国的1项研究应用HDACIs(SAHA和MS-275)治疗胶原诱导关节炎(collagen-induced arthritis，CIA)小鼠和大鼠模型，发现SAHA虽然不能阻止关节炎的进展，但是可以减轻大鼠和小鼠的关节肿胀，减少骨侵蚀，轻度抑制大鼠因RA导致的骨吸收，可以发挥中度治疗作用；抗原免疫同时应用大剂量MS-275，可以显著阻止关节炎发生，动物模型中未出现RA，组织学观察未发现滑膜增生、血管翳形成、软骨破坏和骨侵蚀；低剂量MS-275可以明显减轻关节肿胀、减少骨侵蚀及RA导致的骨量减少；治疗量的MS-275可以减少CIA小鼠血清中炎性因子IL-1中和IL-6含量。作者认为，MS-275具有更明显的延缓病情作用，归因于其为特异性的I型HDACs抑制剂，特别是针对HDAC1[26]。

滑膜中巨噬细胞在RA发病中发挥了重要作用，RA疾病活动度与滑膜中巨噬细胞的数目和巨噬细胞源性的细胞因子如TNF-度和IL-6呈正相关[27]。巨噬细胞的活化及存活与组蛋白、转录因子、结构蛋白的可逆性乙酰化和去乙酰化密切相关[28]。Grabiec等[29]直接用HDACIs体外刺激RA患者受累关节中的巨噬细胞，观察HDACIs可否影响巨噬细胞的活化；该研究研究发现，HDACIs(Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ)可以抑制健康人和RA患者PBMC中巨噬细胞源性TNF-α和IL-6产生；TSA、烟酰胺(NIC)能够特异性下调凋亡蛋白Bfl-1/A1表达，选择性诱导巨噬细胞凋亡；更重要的是，HDACIs可以抑制RA患者滑膜中炎性因子和血管因子的表达；该研究提示Ⅰ、Ⅱ和Ⅲ型HDACs在RA中发挥了促炎、促血管生成和维持细胞活性的作用。

最近的研究发现，TSA可抑制RA患者RASFs和巨噬细胞中IL-6表达，可能因为TSA促进了IL-6 mRNA的降解[30]。MI192为新型HDAC3特异性抑制剂，与健康对照相较，RA患者PBMC中HDACs活性明显升高，且经过12周依那西普治疗后，HDACs活性不发生变化；高浓度MI192能够抑制RA患者PBMC中TNF产生，MI192亦能抑制IL-6，且具有剂量依赖性，但在正常人PBMC中未发现该现象[31]。

HDACIs可以减少效应T细胞和记忆T细胞激活，促进Treg功能[32]。体外实验发现，在健康人PBMC中，用植物凝集素(phytohemagglutinin，PHA)选择性诱导分化T细胞时加入TSA，可以明显增加Th2细胞因子，减少Th1细胞因子的产生[33]。

Treg为一类具有免疫抑制功能的效应T细胞，RA患者存在Treg功能缺陷，Foxp3表达降低，不能抑制CD4+CD25-T细胞产生致炎性因子和T细胞增殖[34]。Saouaf等[35]用HDACIs丙戊酸治疗CIA模型，发现小鼠关节炎发生率和严重程度均显著下降，与此同时，体外实验证实，加丙戊酸后Treg细胞的免疫抑制功能和数量均明显升高。

综上可见，HDACs在不同细胞中均参与了RA发病，HDACs可能为RA治疗的新靶点。

HDACs与系统性红斑狼疮

系统性红斑狼疮(systemic lupus erythematosus，SLE)是一种病因未明、累及全身的自身免疫病，同时会产生多种针对自身核抗原(核小体、dsDNA、组蛋白)的自身抗体。自身抗体可形成免疫复合物沉积靶器官或与直接靶抗原结合，激活下游炎性机制进而损伤组织，主要累及皮肤黏膜、骨骼肌肉、肾脏及中枢神经系统，同时还可以累及肺、心脏、血液等多个组织器官。

MRL/lps小鼠狼疮动物模型中，CD4+T细胞在肾脏中产生大量炎性介质，辅助多克隆B细胞增殖、自身抗体产生、免疫复合物形成，在狼疮肾炎的发病中发挥了重要作用[36]。组蛋白乙酰化可以改变染色体结构，进而影响基因的转录表达，可能在CD4+T细胞分化发育中发挥重要作用[37]。

Reilly等[38]的研究说明，HDACIs(TSA和SAHA)可以缓解狼疮肾炎小鼠模型(MRL/lpr和NZB/NZW)肾脏损害；TSA和SAHA能够减少脾细胞生成炎性因子(IL-12、INF-2、IL-6和IL-10)，增加细胞中组蛋白H3/H4的乙酰化。体内外实验均证实，HDACIs可以减少肾脏血管系膜细胞炎性介质的产生，改善肾脏功能。疾病缓解可能部分归因于FOXP3+CD4+CD25+Treg细胞的上调表达；这与在SLE患者的研究中发现Treg数量与dsDNA、疾病活动度呈负相关相呼应[39-40]。

进一步研究指出，HDAC9在调节FOXP3依赖的免疫抑制反应中发挥独特作用[41]。Treg细胞行使功能离不开FOXP3 叉头(forkhead)结构域赖氨酸残基的乙酰化，FOXP3乙酰化后可以增强自身与IL-2启动子结合，抑制内源性IL-2产生[42]。Treg细胞HDAC9过度表达，会减弱其免疫抑制的能力。HDAC9缺陷的MRL/lpr小鼠，表现为淋巴细胞增殖活性降低，炎性因子和自身抗体产生下降，存活率增加；过氧化物酶体激活受体γ过度表达导致炎性反应减弱[43]。

效应T细胞有很强的可塑性，SLE患者Treg/Th17比值较健康对照显著下降，Th17升高可诱发SLE[44]；体外培养人T细胞时加入SAHA和TSA，均能抑制诱导Th1和Th17细胞分化的细胞因子(主要为IL-12和IL-23)产生。

SLE众多自身抗体的出现提示B细胞参与其发病过程。T347细胞是一种可产生IgG2a抗ds-DNA的抗体的杂交瘤细胞，Lu等[45]在T347细胞系中加入TSA后抗ds-DNA分泌显著下降，进一步发现TSA可以明显抑制T347和MRL/lpr脾脏B细胞增殖与免疫球蛋白的型别转换；随后通过免疫共沉淀分析，发现免疫球蛋白重链(IgH)增强子区富集HDAC1，过量表达HDAC1可以增强IgH增强子活性，特别是3’-IgH增强子；这些发现表明HDACs通过激活3’-IgH增强子调节IgH基因转录。

2003年，Baechler等[46]报道重症SLE患者外周血中高表达INF-血诱导基因。类浆细胞树突细胞是体内INF-树主要来源，TSA可以通过抑制SLE患者血中的培养类浆细胞树突细胞，降低INF-的产生[47]。

2011年，北京协和医院报道，活动期SLE患者外周血CD4+T细胞Sirtl mRNA表达水平较稳定期和正常对照相比明显下调[48]；Res是迄今发现最强的Sirtl天然激活剂，体外细胞实验证实Res可能通过降低Th17细胞以及细胞因子IL-10、IL-17的水平，抑制PBMC和CD4+T细胞活化增殖，是很有前景的免疫抑制剂。

HDACs与系统性硬化症

系统性硬化症(Systemic Sclerosis，SSc)是一种以局限性或弥漫性皮肤增厚和纤维化为特征的全身性自身免疫病。病变特点为皮肤纤维增生及血管洋葱皮样改变，最终导致皮肤硬化、组织缺血[49]。

SSc患者病变皮肤活检后进行细胞培养，其中成纤维细胞在传4～8代时进行相关实验，反转录酶-聚合酶链锁反应(reverse transcription-polymerase chain reaction，RT-PCR)证实转化生长因子(transforming growth factor，TGF)-G与TSA共同刺激组较单纯TGF-单作用组相比，前者1型胶原蛋白和纤连蛋白的分泌显著减少；随后的体内试验中，皮下反复注射博来霉素诱导小鼠发生皮肤纤维化，经TSA治疗后可减少胶原聚集，阻止疾病进展，证实TSA有抗皮肤纤维化的作用[50]。

小　　结

细胞分化或多或少存在一定可塑性甚至可逆性，改变细胞基因组结构是稳定分化状态最可靠的方法，如B细胞经过体细胞突变和类型转换的过程，同时代价也很高。采用表观遗传学机制调控和维持基因表达特性有可能是大多数体细胞稳定分化特性的手段。稳定的细胞需要表观遗传学改变的激发因素、启动因素和维持因素3部分来实现[51]；激发因素(如病毒、细菌感染、自身抗原等)诱导胞内信号激活或抑制启动因素(转录因子、非编码RNAs等)；一旦诱发之后，维持因素(HATs和HDACs等)调节整个细胞反应，影响细胞分化。因此，HDACs通过调节组蛋白和多种其他胞内蛋白的乙酰化水平有效地改变细胞表型，其众多亚型也为精细调控免疫细胞分化以及免疫反应提供了条件。现有的药物在控制自身免疫病方面存在不同程度的缺陷，通过HDACIs等手段调节不同亚型HDACs活性而调控参与特定免疫反应的组蛋白及其他信号分子的功能，有望为治疗自身免疫病提供新选择。

[1]Allfrey VG， Faulkner R， Mirsky AE. Acetylation and methylation of histones and their possible role in the regulation of Rna synthesis[J].Proc Natl Acad Sci， 1964， 51：786-794.

[2]Barnes PJ， Adcock IM， Ito K. Histone acetylation and deacetylation： importance in inflammatory lung diseases[J].Eur Respir J， 2005， 25：552-563.

[3]Glaser KB. HDAC inhibitors： clinical update and mechanism based potential[J].Bioch Pharmacol， 2007，74：659-671.

[4]Ashburner BP，Westerheide SD， Baldwin Jr. AS. The p65 (RelA) subunit of NF-κB interacts with the histone deacetylase (HDAC) corepressors HDAC1 and HDAC2 to negatively regulate gene expression[J].Molecular and Cellular Biology， 2001， 21：7065-7077.

[5]Chen LF， Fischle W， Verdin E， et al. Durationof nuclear NF-κB action regulated by reversible acetylation[J].Science， 2001， 293：1653-1657.

[6]Dangond F， Gullans SR. Differential expression of human histone deacetylase mRNAs in response to immune cell apoptosis induction by Trichostatin A and butyrate[J].Biochem Biophys Res Commun， 1998， 247：833-837.

[7]Placek K， Coffre M， Maiella S， et al. Genetic and epigenetic networks controlling T helper 1 cell differentiation[J].Immunology， 2009， 127：155-162.

[8]Lit LC， Wong CK， Li EK， et al. Elevated gene expression of Th1Th2 associated transcription factors is correlated with disease activity in patients with systemic lupus erythematosus[J].J Rheumatol， 2007， 34：89-96.

[9]Grausenburger R， Bilic I， Boucheron N， et al. Conditional deletion of histone deacetylase 1 in T cells leads to enhanced airway inflammation and increased Th2 cytokine production[J].J Immunol， 2010， 185：3489-3497.

[10] Lee CG， Kwon HK， Sahoo A， et al. Interaction of Ets-1 with HDAC1 represses IL-10 expression in Th1 cells[J].J Immunol， 2012， 188：2244-2253.

[11] Villagra A， Cheng F， Wang HW， et al. The histone deacetylase HDAC11 regulates the expression of interleukin 10 and immune tolerance[J].Nat Immunol， 2008， 10：92-100.

[12] Tao R， de Zoeten EF， Özkaynak E， et al. Deacetylase inhibition promotes the generation and function of regulatory T cells[J].Nat Med， 2007， 13：1299-1307.

[13] Gardner DL. Rheumatoid arthritis： cell and tissue pathology. In： Pathological basis of the connective tissue diseases[J].London： Edward Arnold， 1992， 444-526.

[14] Kawabata T， Nishida K， Takasugi K， et al. Increased activity and expression of histone deacetylase 1 in relation to tumor necrosis factor-alpha in synovial tissue of rheumatoid arthritis[J].Arthritis Res Ther， 2010， 12：133.

[15] Horiuchi M， Morinobu A， Chin T， et al. Expression and function of histone deacetylases in rheumatoid arthritis synovial fibroblasts[J].J Rheumatol， 2009， 36：1580-1589.

[16] Chabane N， Li X， Fahmi H. HDAC4 contributes to IL-1-induced mPGES-1 expression in human synovial fibroblasts through up-regulation of Egr-1 transcriptional activity[J].Cell Biochem， 2009，106：453-463.

[17] Tak PP， Smeets TJ， Boyle DL， et al. p53 overexpression in synovial tissue from patients with early and longstanding rheumatoid arthritis compared with patients with reactive arthritis and osteoarthritis[J].Arthritis Rheum， 1999， 42：48-953.

[18] Yamanishi Y， Boyle DL， Rosengren S， et al. Regional analysis of p53 mutations in rheumatoid arthritis synovium[J].Proc Natl Acad Sci U S A， 2002， 99：10025-10030.

[19] Tak PP， Zvaifler NJ， Green DR， et al. Rheumatoid arthritis and p53： how oxidative stress might alter the course of inflammatory diseases[J].Immunol Today， 2000， 21：78-82.

[20] Lavin MF， Gueven N. The complexity of p53 stabilization and activation[J].Cell Death Differ， 2006， 13：941-950.

[21] Luo J， Nikolaev AY， Imai S， et al. Negative control of p53 by Sir2alpha promotes cell survival under stress[J].Cell， 2001， 107：137-148.

[22] Kasperkovitz PV， Verbeet NL， Smeets TJ， et al. Activation of the STAT1 pathway in rheumatoid arthritis[J].Ann Rheum Dis， 2004， 63：233-239.

[23] Klampfer L， Huang J， Swaby LA， et al. Requirement of histone deacetylase activity for signaling by STAT1[J].J Biol Chem， 2004， 279：30358-30368.

[24] Chung YL， Lee MY， Wang AJ， et al. A therapeutic strategy uses histone deacetylase inhibitors to modulate the expression of genes involved in the pathogenesis of rheumatoid arthritis[J].Mol Ther， 2003， 8：707-717.

[25] Nishida K， Komiyama T， Miyazawa S， et al. Histone deacetylase inhibitor suppression of autoantibody-mediated arthritis in mice via regulation of p16INK4a and p21WAF1Cip1 expression[J].Arthritis Rheum， 2004， 50：3365-3376.

[26] Lin HS， Hu CY， Chan HY， et al. Anti-rheumatic activities of histone deacetylase (HDAC) inhibitors in vivo in collagen-induced arthritis in rodents[J].Br J Pharmacol， 2007， 150：862-872.

[27] Mulherin D， Fitzgerald O， Bresnihan B. Synovial tissue macrophage populations and articular damage in rheumatoid arthritis[J].Arthritis Rheum， 1996， 39：115-124.

[28] Urnov FD， Wolffe AP. Chromatin remodeling and transcriptional activation： the cast (in order of appearance)[J].Oncogene， 2001， 20：2991-3006.

[29] Grabiec AM， Krausz S， de Jager W， et al. Histone deacetylase inhibitors suppress inflammatory activation of rheumatoid arthritis patient synovial macrophages and tissue[J].J Immunol， 2010， 184：2718-2728.

[30] Grabiec AM， Korchynskyi O， Tak PP， et al. Histone deacetylase inhibitors suppress rheumatoid arthritis fibroblast like synoviocyte and macrophage IL-6 production by accelerating mRNA decay[J].Ann Rheum Dis， 2012， 71：424-431.

[31] Gillespie J， Savic S， Wong C， et al. Histone deacetylases are dysregulated in rheumatoid arthritis and a novel histone deacetylase 3-selective inhibitor reduces interleukin-6 production by peripheral blood mononuclear cells from rheumatoid arthritis patients[J].Arthritis Rheum， 2012， 64：418-422.

[32] Wang L， Tao R， Hancock WW. Using histone deacetylase inhibitors to enhance FOXP3+ regulatory T cell function and induce allograft tolerance[J].Immunol Cell Biol， 2009， 87：195-202.

[33] Su RC， Becker AB， Kozyrskyj AL， et al. Epigenetic regulation of established human type 1 versus type 2 cytokine responses[J].J Allergy Clin Immunol， 2008， 121：57-63.

[34] Valencia X， Stephens G， Goldbach-Mansky R， et al. TNF downmodulates the function of human CD4+CD25hi T-regulatory cells[J].Blood， 2006，108：253-261.

[35] Saouaf SJ， Li B， Zhang G， et al. Deacetylase inhibition increases regulatory T cell function and decreases incidence and severity of collagen-induced arthritis[J].Exp Mol Pathol， 2009， 87：99-104.

[36] Fairhurst AM， Xie C， Fu Y， et al. Type I interferons produced by resident renal cells may promote endorgan disease in autoantibody-mediated glomerulonephritis[J].J Immunol， 2009， 183：6831-6838.

[37] Garcia BA， Busby SA， Shabanowitz J， et al. Resetting the epigenetic histone code in the MRL-lprlpr mouse model of lupus by histone deacetylase inhibition[J].J Proteome Res， 2005， 4：2032-2042.

[38] Reilly CM， Mishra N， Miller JM， et al. Modulation of renal disease in MRLlpr mice by suberoylanilide hydroxamic acid[J].J Immunol， 2004， 173：4171-4178.

[39] Horwitz DA. Regulatory T cells in systemic lupus erythematosus： past， present and future[J].Arthritis Res Ther， 2008， 10：227.

[40] Bonelli M， von Dalwigk K， Savitskaya A， et al. FOXP3 expression in CD4+ T cells of patients with systemic lupus erythematosus (SLE)： a comparative phenotypic analysis[J].Ann Rheum Dis， 2008， 67：664-671.

[41] Tao R， de Zoeten EF， Ozkaynak E， et al. Deacetylase inhibition promotes the generation and function of regulatory T cells[J].Nat Med， 2007， 13：1299-1307.

[42] de Zoeten EF， Wang L， Sai H， et al. Inhibition of HDAC9 increases T regulatory cell function and prevents colitis in mice[J].Gastroenterology， 2010， 138：583-94.

[43] Yan K， Cao Q， Reilly CM， et al. Histone deacetylase 9 deficiency protects against effector T cell-mediated systemic autoimmunity[J].J Biol Chem， 2011， 286：28833-28843.

[44] Ma J， Yu J， Cai L， et al. The imbalance between regulatory and IL-17-secreting CD4+ T cells in lupus patients[J].Clin Rheumatol， 2010， 29：1251-1258.

[45] Lu ZP， Ju ZL， Shi GY， et al. Histone deacetylase inhibitor Trichostatin A reduces anti-DNA autoantibody production and represses IgH gene transcription[J].Biochem Biophys Res Commun， 2005， 330：204-209

[46] Baechler EC， Batliwalla FM， Karpis G， et al. Interferon-inducible gene expression signature in peripheral blood cells of patients with severe lupus[J].Proc Natl Acad Sci USA， 2003，100：2610-2615.

[47] Salvi V， Bosisio D， Mitola S， et al. Trichostatin A blocks type I interferon production by activated plasmacytoid dendritic cells[J].Immunobiology， 2010， 215：756-761.

[48] 张国华. 系统性红斑狼疮外周血CD4+T细胞Sirt1的表达及Resveratrol对CD4+T细胞亚群及功能影响的初探[D].北京：北京协和医学院， 2011.

[49] Abraham DJ， Varga J. Scleroderma： from cell and molecular mechanisms to disease models[J].Trends Immunol， 2005， 26：587-595.

[50] Huber LC， Distler JH， Moritz F， et al. Trichostatin A prevents the accumulation of extracellular matrix in a mouse model of bleomycin-induced skin fibrosis[J].Arthritis Rheum， 2007， 56：2755-2764.

[51] Berger SL， Kouzarides T， Shiekhattar R， et al. An operational definition of epigenetics[J].Genes Dev， 2009， 23：781-783.