NO的合成和NO的血管效应

于 翔 李 珍 王海亮 周及彤 张 维 魏 健 徐永强 刘 军

(吉林大学第二临床医院神经外科，吉林 长春 130041)

一氧化氮(NO)是通过激活内皮型NO合酶(eNOS)进行调节的，是对内皮细胞中胞浆钙离子浓度增加反应的产物;钙离子与钙调节蛋白结合以后激活eNOS。实验已经证明钙离子中载体A23187可以导致内皮细胞钙离子浓度的增加，随后血管平滑肌细胞钙离子浓度减少〔1〕。有趣的是，这些效应在高血压鼠的肾动脉比正常血压鼠肾动脉要低。在几种心血管疾病中，如高血压发现内皮功能失调可以导致NO缺失。NO已经作为血管舒张药物用于促进血管舒张治疗。这是因为通过激活可溶型鸟氨酸活化酶(sGC)，NO可以保持血管张力，从而调节血流与血管压力〔2〕。NO的持续产生和释放在血管的自我平衡中起着重要的作用。近十年来一直认为NO信号是短暂的，是血红素快速反应的结果，这对于理解在循环中贮藏NO是如何作用的存在一定难度。然而NO的生物作用在血中是持续的，NO能够与其他复合物结合，因此能够保持它的生物活性。这有助于解释NO是如何作用于远处而发生全身效应的。

1 NO的合成

NO的合成是通过NOS的激活而产生的。第一个亚型是血管eNOS，在内皮细胞中大量存在，并且是参与血管舒张的最重要的亚型。内皮细胞在合成和释放收缩和舒张因子方面起着重要的作用。主要的血管舒张因子包括NO，前列腺素I2(PGI2)和内皮源性超极化因子(EDHF)。在内皮细胞产生的调节因子中，NO被认为是参与血管舒张及自我平衡最重要的生理分子。eNOS和神经型NOS(nNOS)是在生理调节下产生的，而诱导性NOS(iNOS or NOS3)是在病理生理条件下产生的。

1980年，Furchgott等〔3〕报道用乙酰胆碱只能刺激内皮完整的兔主动脉舒张;相反，乙酰胆碱对剥除内皮的兔主动脉没有舒张作用，认为是EDRF导致的。第一次证明了乙酰胆碱对兔主动脉舒张和其他血管的作用是需要内皮细胞的存在。乙酰胆碱激活内皮细胞毒蕈碱M3受体，随后释放EDRF，从而导致血管平滑肌细胞的舒张。事实上，这些发现代表了血管生物学和血管舒张进展的一种新领域。此后的研究证实EDRF的本质实际上是NO的化学结合形式。

2 NO的作用机制

NO的各种作用都依赖于NO和NO衍生物之间的协同作用。其作用机制为NO与sGC金属中心亚铁血红素结合，从而激活了sGC的活性。即，NO与sGC β1辅基部位的铁结合，因此诱导了构象的改变，激活了sGC，从而提高了cGMP的产物和cGMP-依赖的血管行。NO-sGC-cGMP信号转导通路调节各血管功能之间的舒张。

1977年，Mittal等〔4〕报道了亚硝酸根离子、硝化甘油、硝普钠或NO在各组织的sGC活性。脒基环化酶促进了GTP生成cGMP。这些结果也说明了部分纯化的鼠肝脏sGC过氧化物离子的形成，指出过氧化物离子和H2O2提供了羟基，能够激活脒基酶。这种激活机制能够解释氧化组织的脒基酶活性转变和cGMP产物的生成。这个机制也允许改变氧化还原作用或者自由基结构时引起cGMP产物的生理调节，从而导致激素和其他生理性物质的反应。

3 NO与高血压和内皮功能失调

阻力血管是在大动脉和毛细血管之间发生血压下降的血管聚集。虽然很难定位它们的准确解剖结构〔5〕，但是一般认为是围绕小动脉和微动脉的血管，直径在15～300 μm。虽然所有的血管在某些程度上必然构成血管床阻力，但是一般认为小动脉阻力血管表现为最大的阻力，最大程度的参与调节血流和血管压力。在许多病理情况下，尤其是高血压，阻力血管在疾病的起源上起着重要的作用，很多作者已经证明了阻力血管的异常情况可能是这些过程的初始原因。

高血压通常与内皮依赖性的血管舒张受损有关。乙酰胆碱诱导的血管舒张在遗传和实验性高血压啮齿目动物模型血管的作用是迟钝的，包括自发性高血压(SHR)，去氧皮质酮醋酸盐诱导的高血压(DOCA)，肾血管性的高血压，灌注血管紧张素导致的高血压(ANG)小鼠。因此，乙酰胆碱诱导在各种高血压小鼠小肠系膜动脉血管舒张中没有发生变化和受损，像DOCA salt，SHR，和ANG小鼠模型。但是，在阻力血管和容量血管中NO生物利用度可能有所不同〔6〕。有研究报道乙酰胆碱诱导的血管舒张在血压正常和高血压动物相似〔7〕。乙酰胆碱诱导的血管舒张在肾血管性〔8〕和DOCA-salt〔9〕高血压小鼠的小肠系膜动脉没有变化。相反，Liu等发现乙酰胆碱诱导的血管舒张在SHR比血压正常小鼠的小肠系膜动脉的作用弱。Kang等发现在注射血管紧张素II诱导的高血压小鼠的小肠系膜中，乙酰胆碱诱导的血管舒张作用更弱。

最近，已经报道乙酰胆碱推动了内皮细胞〔10〕和血管平滑肌〔11〕细胞膜穴样内陷，从而导致了血管舒张。在内皮细胞中含有丰富的细胞膜穴样内陷，与小窝蛋白-1一起调节eNOS和NO的产生〔12〕。由于NO调节的内皮细胞诱导的血管舒张被破坏，因此细胞膜穴样内陷中断的作用与内皮功能失调作用一致。许多研究证明急性NOS抑制促进了实验鼠高血压，部分可以被L-精氨酸(L-NAME)，NOS作用物的急性注入而转变，而D-NAME没有此作用。因此，慢性NOS和NOS作用物类似物L-NAME的阻碍可以诱导形成连续动脉高血压的模型，LNAME是一种非选择性eNOS抑制剂〔13〕。在活体注入L-NAME可以减少动脉压力和外周血管阻力。慢性eNOS的抑制可以导致内皮功能失调。这个模型清楚的证明了NO的缺乏能够促成高血压。某种程度上，减少NO的生物利用度是心血管疾病治疗的一种治疗目标。Bernátová等〔14〕报道注入L-NAME或者各种抗高血压药物可以逆转NO的不足。

4 NO对静脉血管张力的调节作用

相比动脉来说，静脉在血管紧张性调节中的作用关注较少。然而，2/3的循环血量是由静脉供给的。静脉和小静脉作为一种可调节的容量器官，在安静和运动时将血液回心或者离心。静脉系统储存70%的血量，大约四分之三的血量存在于小静脉和微静脉。在心血管调节过程中，这些心血管系统的静脉可以作为一种血液贮存器，维持适当的回心血量。小静脉毋庸置疑在循环系统中是最重要的血液贮存器。相比动脉，静脉管壁薄，顺应性大，并且静脉瓣能够阻止血液倒流。静脉的主要组成是平滑肌、纤维胶原蛋白和弹性蛋白。肌肉纤维主要负责收缩，而胶原蛋白和弹性纤维说明了血管的被动性或者黏弹性质。静脉有大量的胶原蛋白，但是弹性蛋白和平滑肌比动脉要少。静脉系统是身体首要的容量区域，它的容量改变影响静脉回流和心排血量。静脉调节以及静脉血回流的调节还不是十分清楚。身体舒缩的调节由静脉顺应性、静脉阻力和血容量决定的。另一方面，静脉血回流，也受到心脏和血管因素的控制，包括动脉和静脉阻力，动脉和静脉顺应性，心肌收缩力，心率和血容量〔15〕。此外，身体静脉调节很大方面由心排血量决定。尽管静脉系统在一氧化碳(CO)和平均动脉血压的控制方面具有重要性，但是有关静脉系统的报道很少。增强周围静脉舒缩的调节和减少顺应性从而改变了到小动脉的血量，因此降低了动脉血压。高血压患者和实验动物因为顺应性降低，其静脉容量也降低。内皮和NO对动脉循环的重要性已经认识到。在动脉循环中，内皮源性的NO释放受到切应力和激动剂的刺激，像乙酰胆碱、可巴卡和缓激肽〔16〕。NO在静脉中调节的作用机制还不是很清楚，在不同的静脉NO的活性是不一样的。Vedernikov等〔17〕证明了在颈静脉、股静脉和肠系膜静脉明显为内皮依赖性舒张。然而，这样的活性在隐静脉，下腔静脉并没有发现。

最近的研究证明了基础的NO活性可能与调节静脉张力有关。在清醒鼠的研究中，L-NMMA的一定剂量引起了依赖性的平均循环血压升高，该效应可以通过注射L-NAME而改变〔18〕，内皮通过一种相似的方式调节动脉和静脉张力。在牛和绵羊的肺血管床中，NO 优先调节静脉张力〔19〕。Bäck等〔20〕研究表明乙酰胆碱引出的内皮依赖性的舒张在猪的肺静脉要比动脉效应大。动脉和静脉释放的NO通过激活sGC，提高了cGMP含量，已经证明在猪的肺静脉和动脉加入NOS抑制剂L-硝基精氨酸(L-NOARG)之后，其基础张力增加，而吲哚美辛(消炎痛)，通过环氧化酶单独抑制前列腺素类产物，并没有改变血管基础张力。这些结果表明在猪肺血管系统，是NO而不是环氧化酶调节基础张力。猪肺动脉和静脉之间NO调节的不同，是由于静脉相比动脉释放NO量较多，而不是两者对NO或者cGMP的敏感度不同。这个发现被之前的生物学研究所支持，证明了猪肺静脉比动脉基础NO的释放和NO结构蛋白要多。此外，静脉比动脉cGMP的代谢要少〔21〕。

NO是近年生物医学领域研究的热点，它作为世界生物医学领域的“明星分子”备受关注，相信通过研究会为血管疾病的治疗提供新的领域。

1 Oliveira AP，Lunardi CN，Rodrigues GJ，et al.Relaxation induced by calcium ionophore is impaired in carotid arteries from 2K-1C rats due to failed effect of nitric oxide on the smooth muscle cells〔J〕.Vasc Pharmacol，2009;50(5-6)：153-9.

2 Moncada S，Higgs EA.The discovery of nitric oxide and its role in vascular biology〔J〕.Br J Pharmacol，2006;147(1)：193-201.

3 Furchgott RF，Zawadzki JV.The obligatory role of endothelial cells in the relaxation of arterial smooth muscle by acetylcholine〔J〕.Nature，1980;288(5789)：373-6.

4 Mittal CK，Murad F.Activation of guanylate cyclase by superoxide dismutase and hydroxyl radical：a physiological regulator of guanosine 3'，5'-monophosphate formation〔J〕.Proc Natl Acad Sci U S A，1977;74(8-9)：4360-4.

5 Christensen KL，Mulvany MJ.Location of resistance arteries〔J〕.J Vasc Res，2001;38(1)：1-12.

6 Kang KT，Sullivan JC，Sasser JM，et al.Novel nitric oxide synthase-dependent mechanism of vasorelaxation in small arteries from hypertensive rats〔J〕.Hypertension 2007;49(4)：893-901.

7 Liu H，Ledingham JM，Mullaney I，et al.Endothelial function in mesenteric resistance arteries from the genetically hypertensive rat〔J〕.Clin Exp Pharmacol Physiol，2002;29(5-6)：405-11.

8 Christensen FH，Stankevicius E，Hansen T，et al.Flow-and acetylcholineinduced dilatation in small arteries from rats with renovascular hypertension-effect of tempol treatment〔J〕.Eur J Pharmacol，2007;566(1-3)：160-6.

9 White RM，Rivera CO，Davison CB.Differential contribution of endothelial function to vascular reactivity in conduit and resistance arteries from deoxycorticosterone-salt hypertensive rats〔J〕.Hypertension，1996;27(6)：1245-53.

10 Rodrigues GJ，Restini CB，Lunardi CN，et al.Decreased number of caveolae in endothelial cells impairs the relaxation induced by acetylcholine in hypertensive rat aortas〔J〕.Eur J Pharmacol，2010;627：251-7.

11 Rodrigues GJ，Restini CB，Lunardi CN，et al.Caveolae dysfunction contributes to impaired relaxation induced by nitric oxide donor in aorta from renal hypertensive rats〔J〕.J Pharmacol Exp Ther，2007;323(3)：831-7.

12 Voldstedlund M，Vinten J，Tranum-Jensen J.cav-p60 expression in rat muscle tissues.Distribution of caveolar proteins〔J〕.Cell Tissue Res，2001;306(2)：265-76.

13 Ribeiro MO，Antunes E，de Nucci G，et al.Chronic inhibition of nitric oxide synthesis.A new model of arterial hypertension〔J〕.Hypertension，1992;20(3)：298-303.

14 Bernátová I，Pechanova O，Babal P，et al.Wine polyphenols improve cardiovascular remodeling and vascular function in NO-deficient hypertension〔J〕.Am J Physiol Heart Circ Physiol，2002;282：942-8.

15 Greenway CV，Lautt WW.Blood volume，the venous system，preload，and cardiac output〔J〕.Can J Physiol Pharmacol，1986;64(4)：383-7.

16 Szasz T，Thompson JM，Watts SW.A comparison of reactive oxygen species metabolism in the rat aorta and vena cava：focus on xanthine oxidase〔J〕.Am J Physiol Heart Circ Physiol，2008;295(3)：1341-50.

17 Vedernikov YP，Graser T，Tiedt N，et al.Heterogeneity of the response of venous smooth muscle to arterial endothelium-derived relaxing factor(EDRF)in respect of the role of nitric oxide〔J〕.Basic Res Cardiol，1988;83(2)：122-7.

18 Glick MR，Gehman JD，Gascho JA.Endothelium-derived nitric oxide reduces baseline venous tone in awake instrumented rats〔J〕.Am J Physiol，1993;265(1-2)：47-51.

19 Ignarro LJ，Byrns RE，Wood KS.Endothelium-dependent modulation of cGMP levels and intrinsic smooth muscle tone in isolated bovine intrapulmonary artery and vein〔J〕.Circ Res，1987;60(1)：82-92.

20 Bäck M，Norel X，Walch L，et al.Antagonist resistant contractions of the porcine pulmonary artery by cysteinyl-leukotrienes〔J〕.Eur J Pharmacol，2000;401(3)：381-8.

21 Bina S，Hart JL，Sei Y，et al.Factors contributing to differences in the regulation of cGMP in isolated porcine pulmonary vessels〔J〕.Eur J Pharmacol，1998;351(2)：253-60.