内毒素识别、内化及清除相关受体的研究进展＊

余梦辰 综述，李 斌，周 红 审校

（第三军医大学药学院药理学教研室，重庆 400038）

内毒素（lipopolysaccharide／endotoxin，LPS）是革兰阴性菌胞壁外膜主要成分，由3部分组成：O－特异性侧链、核心多糖和脂质A（Lipid A）。LPS进入机体后，免疫细胞可通过相关模式识别分子识别LPS，诱发失控性炎症反应。其中，单核／吞噬细胞系统是LPS的主要效应细胞，其胞膜表面的模式识别受体是识别启动炎症反应的始动因素。肝脏是人体最大的清除外来有毒物质的器官，肝枯否细胞是全身最大的组织巨噬细胞群，是清除降解LPS的重要免疫细胞，肝窦状内皮细胞也可充当清道夫角色，可不依赖枯否细胞独立清除LPS［1］。本文就近年来有关单核／吞噬细胞系统内化清除LPS相关受体的研究进展予以综述。

1 mCD14

mCD14主要以GPI锚状物附在单核／巨噬细胞、中性粒细胞和树突状细胞表面，无跨膜结构和胞浆段，需通过与Toll样受体4（TLR4）相互作用参与LPS的信号转导。LPS进入体循环后以聚合物形式存在，血浆中的脂多糖结合蛋白使LPS聚合物转换为单体，形成LPS－LBP复合物与mCD14结合，再将LPS转移到TLR4／MD－2复合物，激活下游信号转导。LPS能刺激细胞表面LBP／mCD14表达上调，提高细胞对LPS敏感性，LPS的许多生物学效应即通过此增敏效应实现。

2 Toll受体家族

Toll样受体（Toll like receptors，TLRs）家族是天然免疫系统中最重要的一类模式识别受体（PRR），结构高度保守，能识别细菌、真菌、病毒和疟原虫等。TLRs为Ⅰ型跨膜蛋白，胞外区为富含亮氨酸的重复序列，胞内区具有与Toll和白细胞介素1（IL－1）受体家族同源的结构域 TIR［2］。目前已发现的TLRs有13种，分别识别不同的病原相关分子模式（pathogen associated molecular pattern，PAMP），如 TLR2可识别革兰阳性菌的细菌脂蛋白，TLR4则是LPS的识别受体。

2.1 TLR4 TLR4广泛表达在单核／巨噬细胞、中性粒细胞及上皮细胞中。LPS侵入机体后，可通过作用于TLR4下游的MyD88依赖和非MyD88依赖性信号转导途径激活胞内信号转导，启动炎症反应。

（1）MyD88依赖性信号转导途径：在LBP和mCD14参与下LPS被转运至TLR4／MD－2复合物，MyD88招募IL－1受体相关激酶（IL－1receptor－associated kinase，IRAK），使IRAK 磷酸化而激活，而后IRAK－1从复合体上解离，结合于肿瘤坏死因子受体相关因子6（tumor necrosis factor－associated factor 6，TRAF6）并使其活化［3］。TRAF6通过两条途径进行信号转导，一是通过泛素化活化转化生长因子激酶1（transforming growth factor－B－activated kinase－1，TAK1），降 解 I－κB，活 化NF－κB诱导炎症相关基因表达；二是通过（mitogen－activated protein kinases，MAPK）途径，激活p38、JNK、ERK1／2等介导炎性因子表达［4］。

MyD88非依赖性信号转导途径：TLR4胞内段与TRAM（TRIF－related adaptor molecule）作用，进而与 TRIF（Toll／IL－1Rdomain－containing adaptor inducing IFN－β）结合，磷酸化干扰素调节因子3（interferon regulatory factor－3，IRF－3），诱导目的基因的转录。TRIF还可通过TRAF6激活NF－κB，诱导炎症相关基因表达［5］。

TLR4也可介导LPS的内化，TLR4识别游离的LPS后细胞质侧面的网格蛋白牵拉质膜向内凹陷，形成有被小泡。内化的有被小泡形成内体并和溶酶体融合，囊泡酸化后经多种蛋白酶作用降解清除。阻碍LPS受体识别或封闭网格蛋白的表达均会导致LPS内化程度降低。研究表明LPS内化不仅与其降解、代谢有关，也与细胞的活化有关，如内体酸化抑制剂氯喹可通过影响早期体内的成熟抑制LPS诱导的细胞活化［6］，在LPS的内化障碍模型中，LPS诱导的炎症因子的释放水平降低，且NF－κB的活化受到显著抑制［7］。此外，许多负调控分子如IRAK－M，A20等也可对TLR4介导的信号转导通路起抑制作用。TLR4还与其他LPS识别受体相互协同、相互制约，共同参与维持机体平衡。

2.2 TLR2 TLR2是革兰阳性菌的主要识别受体，也能识别LPS并介导细胞LPS反应。但TLR2与LPS的亲和力较低，当TLR4存在时细胞对LPS的识别无须TLR2的参与。TLR2与TLR4也存在协同作用和交叉耐受作用，且在LPS诱导的醛固酮分泌过程中，TLR2与TLR4都参与了信号转导间的沟通［8］。LPS刺激可导致TLR2mRNA在脑、肝、肺、肾的表达上调，但在脾脏中的表达下调。另有研究显示，在LPS刺激下TLR2的蛋白水平表现为上调，然而在LPS与腺苷同时存在的情况下，TLR2的蛋白水平则呈下调。

3 清道夫受体

清道夫受体（scavenger receptor，SR）是巨噬细胞膜上带有胶原结构的三聚体膜蛋白，具有结合被修饰低密度脂蛋白等带负电荷配体的活性。可分为8个家族，即SR A～H。近来的研究发现，巨噬细胞表面的SRs具有结合和清除细菌及LPS的作用。其中SR－A、SR－B是单核／吞噬细胞系统参与天然免疫的主要SR。

3.1 SR－A A型SR表达于大多数组织的巨噬细胞、骨髓来源树突状细胞、脾树突状细胞，是1种调控吞噬、降解LPS的防御性受体。SR－A可与LPS的Lipid A结合，通过受体介导的网格蛋白依赖途径介导对LPS的内化后迅速移至溶酶体内，经脱磷酸和脱酰基作用被代谢、降解。与其他LPS受体不同的是，SR－A介导的LPS内化清除不会激活巨噬细胞、诱导炎症介质的释放。SR－A表达的上调可促进RAW264.7细胞结合、内化LPS，并抑制炎症因子释放和NF－κB活化。SR－A的激活还与TLR4诱导的信号转导可相互影响。一方面LPS刺激巨噬细胞后激活的SR－A可抑制TLR4诱导的细胞活化，从而降低炎症因子的释放［9］；另一方面，LPS通过激活的TLR4下游信号转导使巨噬细胞SR－A表达上调［10］。但也有文献报道，LPS刺激对SR－A表达的上调与TLR4信号转导通路无关，而是由p38信号通路调控［11］。

SR－A还可通过识别革兰阴性菌胞壁上的LPS而直接与革兰阴性菌结合，是多种革兰阴性菌内化入胞的识别受体。SR－A基因敲除小鼠更易受到细菌感染，且对革兰阴性菌的吞噬能力会减弱［12］。

3.2 MARCO MARCO仅表达于脾边缘区的巨噬细胞、腹腔巨噬细胞等部分巨噬细胞，因其结构与SR－AⅠ高度相似而被划分为SR－A，但功能和分布与SR－A有明显差异。MARCO缺少SR－AⅠ的绕线式α螺旋结构域，但有较长的胶原结构域，具有结合细菌和被修饰LDL的作用，可通过其C末端的SRCR结构域与细菌结合，参与巨噬细胞对革兰阳性菌和革兰阴性菌的吞噬过程［13］。通常认为LPS是 MARCO参与天然免疫反应的主要配体，有研究显示，MARCO的表达可受Toll受体激活的MyD88y依赖和非MyD88依赖信号转导途径调控。但MARCO和SR－A在LPS诱导巨噬细胞的炎性因子释放进程中的行为不同，SR－A可抑制LPS刺激巨噬细胞诱导的IL－12的释放，但MARCO则可刺激IL－12的释放。

3.3 SR－B B型SR是清道夫受体超基因家族成员，分为SRBⅠ、SR－BⅡ和CD36，参与机体脂类代谢、动脉粥样硬化形成与保护、细胞粘附和凋亡细胞的清除等生命过程。SR－BⅠ和CD36与LPS内化清除有关，有关SR－BⅡ生理意义的研究尚少见。

SR－BⅠ主要在肝脏、肾上腺及脂肪组织中表达，与高密度脂蛋白有高度的亲和性，是抗动脉粥样硬化的关键因子之一。体外实验表明，SR－BⅠ可与LPS直接结合，并促进LPS的摄取与清除［14］。SR－BⅠ缺陷型小鼠对LPS诱导的LPS休克可表现出了更强的免疫炎症反应。SR－BⅠ也参与了肝细胞对血浆中LPS的清除，且这种清除作用在HDL的辅助下效率更高［15］。LPS可通过TLR2、TLR4的PI3K／Akt信号通路影响SR－BⅠ的表达［16］，NF－κB的活化对SR－BⅠ的表达起负调控作用［17］。SR－BⅠ亦可抑制TLR4诱导的 NF－κB的活化。

CD36是一种与SR－BⅠ高度同源的膜糖蛋白，可在血小板、单核／巨噬细胞、树突状细胞等多种细胞中表达。研究表明，CD36可识别革兰阳性菌和革兰阴性菌，并可通过非TLR2／4依赖的JNK信号转导通路调节LPS诱导的信号转导［18］。

4 膜突蛋白

膜突蛋白（membrane－organizing extension spike protein，moesin）属ERM（ezrin，radixin，moesin）家族成员之一，表达于单核／巨噬细胞的表面。早期研究认为moesin主要在结合细胞骨架、维持细胞的形状、黏附及运动中起重要作用，近年来发现还参与LPS诱导的炎症反应。抗moesin抗体能剂量依赖性地抑制LPS刺激巨噬细胞释放TNF－α，皮下注射LPS在moesin－／－型小鼠体内引起的炎症反应程度比对照组低3倍，说明moesin参与了LPS诱导的炎症反应［19］。

moesin在CD14／TLR－4信号转导过程中扮演重要角色。LPS可与moesin的C末端结合，促进moesin的表达和磷酸化。在LPS刺激过程中，moesin始终与CD14直接结合，并可与TLR－4／MD2复合物结合。阻断 moesin后，LPS诱导的MyD88信号通路被阻断，p38、ERK以及NF－κB的活化均被抑制［20］。

5 酰基羧酸水解酶（acyloxyacyl hydrolase，AOAH）

AOAH并非LPS识别受体，而是一种内源性LPS水解酶，与LPS清除和LPS相关受体关系密切，因此将其一同纳入综述。AOAH主要分布于肝KCs、巨噬细胞、树突状细胞等，可选择性水解LPS的脂质A酰氧酰基基团上的次级酰基键，促使LPS的Lipid A结构暴露从而被AOAH降解［21］。小鼠腹腔注射LPS后，肝、肺组织中的AOAH mRNA表达及活性均明显提高。炎症反应时，AOAH可在胞内水解LPS，也可在胞外发挥去酰基化作用，但AOAH胞外水解LPS的活性较胞内缓慢。AOAH还可降解革兰阴性菌胞膜上的LPS，降解后的LPS（deacylated lipopolysaccharide，dLPS）可通过与LPS竞争性结合LBP、CD14或抑制IL－8的释放从而阻碍完整的LPS刺激免疫细胞。研究发现，LPS的酰基链是LPS与MD－2结合的关键部位，因此推断dLPS由于与TLR4／MD－2结合受阻而阻断LPS的刺激作用［22］。

研究显示，Aoah－／－型小鼠和野生型小鼠同时静脉注入LPS，Aoah－／－型小鼠较野生型小鼠更容易表现出不可逆的肝、脾肿大。而高表达AOAH基因的小鼠，LPS攻击后恢复比野生型小鼠快，且可以避免小鼠出现肝、脾肿大［23］。但LPS或革兰阴性菌攻击的Aoah－／－型小鼠和Aoah＋／＋型小鼠存活率及炎症反应并无区别［24］。经LPS预处理的Aoah－／－型小鼠对大肠埃希菌攻击更为敏感，TNF－α和IL－6的释放被延迟，且在细菌感染的最初24h，小鼠体内的细菌大量繁殖［25］。提示AOAH可能是在LPS感染的晚期通过降低免疫细胞活性、抑制过度的炎症反应对机体起到保护作用。

6 展 望

LPS的识别与清除是由多器官、多系统协同参与的复杂的过程。许多种生物大分子参与LPS识别和清除，脓毒症不同时期或／和不同阶段需要不同的生物大分子的参与，发挥不同的生理作用，促使单核／吞噬细胞系统迅速清除、灭活LPS，并启动促炎症和抗炎症反应，使机体免受损害。对参与LPS降解清除的相关模式识别受体和生物大分子之间相互关系做进一步深入的研究，将有助于明确脓毒症的发病机制，为临床脓毒症防治提供新的理论依据。

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