促红细胞生成素对干细胞作用的研究进展

刘 燕 李法琦 (重庆医科大学附属第一医院老年病科，重庆 400016)

促红细胞生成素(EPO)是一类唾液酸糖蛋白激素，属于细胞因子家族，主要由肾脏分泌。Bonsdorff和Jalvisto于1948年首次检测出血浆中存在的EPO，并将其由Hemopoietine命名为EPO〔1〕。1950～1955年之间，首次确定EPO与红细胞的生成有关。1977年首次从一个病人的尿中纯化出EPO〔2〕。1985年首次克隆出EPO并于1986年开始用于临床疾病的治疗。以往认为EPO与其受体EPOR特异结合刺激骨髓造血，因而在临床上广泛用于各种贫血的治疗，如:慢性肾衰竭贫血、癌性贫血、艾滋病伴发贫血、遗传性镰刀型细胞贫血、遗传性β-地中海贫血、骨髓异常增生综合征贫血、自身免疫性贫血和早产儿贫血，及手术用血的辅助治疗。近年发现EPOR在全身大多数组织都有分布，自1985年人们应用基因重组技术成功研制出重组人EPO(rhEPO)以来，国内外研究证实rhEPO通过与EPOR结合而发挥促进造血以外的多种生物学作用。

1 EPO及其受体的分子结构及其生物学特性

EPO的分子量约为34 kD，由约165个氨基酸组成，含糖量很高，主要是经唾液酸糖基化。编码EPO的基因主要位于第7号染色体长臂22区，编码193个氨基酸组成的蛋白，是有活性EPO的前体，经剪切掉27个氨基酸和唾液酸糖基化及移除末端氨基酸才能发挥其生物学作用。EPO根据糖基化的程度可以分为两类，一类是α型，含31%的碳水化合物，另一类是β型，含24%的碳水化合物，两类EPO的基本生理作用和抗原性相似。EPOR分布于全身多个组织，目前发现在红细胞、内皮细胞、神经细胞、肿瘤细胞、心肌细胞等细胞均有其受体表达〔3〕。EPOR是造血因子家族成员之一，其编码基因位于19号染色体，分子量约55 kD，由508个氨基酸残基组成，分为胞外区、跨膜区、胞质区三个部分。EPO及EPO受体的结构决定了它们的生物学功能。EPO促进造血的功能与它的其他功能所需剂量不同，用于造血功能所需剂量较小，而其他功能所需剂量较大。大剂量EPO也能作用于造血系统，可引起红细胞增多、血黏滞度增高，导致高血压、血栓形成等并发症。因此临床应用的EPO必须经过修饰使其主要与临床所需保护组织的受体相互作用，而减少并发症。现临床作为药用的EPO是经cDNA克隆翻译而成的，与天然的EPO有相似的氨基酸序列，并具有更符合临床应用的药理学特点。EPOR在不同组织的中的功能区并不一致，但都有信号转导蛋白的作用。胞浆区含有box1和box2区，是促进细胞有丝分裂和诱导酪氨酸磷酸化的必须结构域，跨膜区是酪氨酸激酶家族的结合区，胞外区含有保守的WSXWS氨基酸序列。JAK2与 EPOR组成 EPOR二聚体〔4〕，EPO与其结合通过发生一系列级联反应而发挥作用。

2 EPO的产生及调节

EPO在胚胎早期由肝脏合成，以后慢慢转移至肾，出生以后90%由肾的间质细胞分泌。此外，也有少量EPO由其他组织细胞产生，例如巨噬细胞、星型胶质细胞等〔5〕。作为药用的EPO早期从尿中提取，目前许多国家已经克隆出EPO基因，并将其cDNA和DNA成功地在猴肾细胞(COS)、中国仓鼠卵巢细胞(CHO)等真核细胞中获得了高效表达〔6〕。EPO的含量在不同物种的个体内并不是一个稳定的值，会随着不同的刺激因素而发生变化，研究发现感应低氧基因的表达对EPO基因的表达至关重要〔7，8〕，缺氧诱导核因子通过蛋白合成结合至人EPO基因增强子，从而促进EPO基因的转录激活〔9〕。Paliege等〔10〕研究发现与EPO的产生相关的缺氧诱导因子 (HIF)可分为HIF-1α和HIF-2α。他们给予大白鼠脯胺酰羟化酶抑制剂FG-4497处理6 h后，肾分析发现，HIF介导的EPO mRNA表达明显上调，且HIF-2α在成纤维细胞，内皮细胞，肾小球上皮细胞均有发现，HIF-1α仅在肾小管上皮细胞被发现。调节EPO产生的HIF90%由HIF-2α介导。Paul等〔11〕研究发现将腺苷灌注到游离的小鼠肾中，可诱导EPO的增加。若是在灌注液中加入腺苷拮抗剂或是腺苷脱氨酶，EPO的合成量显著减少。Nagashima等〔12〕发现腺苷激动剂 5-N-ethylcarboxamideadenosine(NECA)、CHA和KW-3902均能促进鼠的血清EPO水平，并呈剂量依赖性。腺苷A2a的拮抗剂KF17837抑制NECA介导的EPO的产生。Fisher等〔13〕发现即使在常氧条件下培养，腺苷A2a选择性的激动剂CGS-21580，也能显著增加Hep3B细胞的EPO mRNA的表达水平。即使将细胞暴露在缺氧条件下，腺苷A2a的选择性拮抗剂SCH-58261能显著抑制EPO的表达。Bakris等〔14〕报道茶碱是一类腺苷非选择性的拮抗剂，能降低红细胞增多症患者的血浆EPO水平。Batmunkh等〔15〕报道IL-1通过激活NF-kappaB能抑制HepG2细胞的EPO的产生，给细胞培养液中加入cAMP能抑制NF-kappaB的激活进而增加其EPO的产生。而Gleiter等〔16〕报道腺苷A1受体阻滞剂DPCPX和 KW-3902，腺苷 A1、A2 受体激动剂 CHA、CGS 21680，腺苷再摄取抑制剂EHNA都不能改变暴露在一氧化氮(NO)条件下小鼠血清的EPO的水平。有作者报道前列腺素E1能增加EPO的水平。Gross等〔17〕发现PGE2能增加游离的狗的肾灌注液中的EPO水平。Fink等〔18〕发现β2肾上腺受体激动剂能增加红细胞增多症小鼠的EPO水平。Radtke等〔19〕报道在观察游离的狗的肾脏发现沙丁胺醇能增加EPO及前列腺素的释放，这与Fink和Fisher的报道一致，并提示沙丁胺醇增加EPO的释放可能是通过激活β2肾上腺受体。Nelson等〔20〕研究表明PGI2及其代谢产物能显著增加红细胞增多症小鼠血清EPO的水平。Fisher等〔13〕阐述了腺苷和类花生四烯酸增加EPO水平的可能原因。Jelkmann等〔21〕报道在肝细胞培养过程中致裂原下调蛋白激酶C的同工酶，进而EPO水平表达下降。Fandrey等〔22〕在培养HepG2时研究发现白介素-1(IL-1)、肿瘤坏死因子-α(TNF-α)能抑制EPO的表达。后也有学者证实了IL-1、脂多糖能抑制EPO的表达。由此看出EPO的表达水平受多种因素的影响，且因素之间相互作用，共同决定实验对象的EPO的水平。

3 EPO与干细胞

干细胞是一类具有自我更新和多向分化能力的原始未分化细胞，根据干细胞来源的不同可分胚胎干细胞，成体干细胞和羊水干细胞三大类。在机体受损害时，这些干细胞便受多种因素的影响发生增殖、迁移、分化，进而尽可能的恢复机体的功能。国内外研究发现EPO与其他多种因素共同调节各类干细胞的功能，保护组织，使损伤减轻并促进组织功能的恢复。

3.1 EPO与神经干细胞 神经细胞是终末分化细胞，神经的损伤只能由胶质细胞再生修复，严重影响了患者的生活质量。因此神经干细胞的移植治疗成为了近年来的研究热点。目前对影响神经干细胞研究较多的因子有:成纤维细胞生长因子，表皮生长因子，胶质细胞神经源性生长因子，睫状神经营养因子，胰岛素样生长因子-1等。EPO是近年研究较多的又一因素。研究发现，EPOR在成年脑及发育胎脑中均有表达。也有作者发现将EPO注入侧脑室，嗅区的神经细胞会增多。Sadamoto等〔23〕用自发性高血压大鼠制成永久性大脑中动脉梗塞模型，将EPO注射入脑室后，减轻了皮质梗死的程度，并促进丘脑部神经元的细胞的存活。赵舒武等〔24〕研究发现，促红细胞生成素能促进神经干细胞的增殖和分化，对抗其凋亡。

他们发现EPO用量等于或大于5 U/ml时，神经干细胞的集落明显多于对照组，将神经干细胞诱导向神经元细胞分化的效率明显高于对照组，但使用剂量在5，50，500 U/ml之间差别没有统计学意义。目前研究已经证实EPO对神经干细胞有保护及促分化为神经元的作用，但单一应用诱导效率还是低。罗海龙等〔25〕发现胰岛素样生长因子-1(IGF-1)和EPO诱导大鼠海马源性神经干细胞向神经元细胞分化有协同作用，使得诱导分化效率更高，但该作用有剂量相关性。他们发现IGF-1和EPO(100 U/ml)的诱导效率最高，而IGF-1与10 U/ml的EPO诱导效率差别没有统计学意义。脑出血，脑梗死，颅内高压等颅脑损失疾病均会影响脑细胞的氧供，使细胞缺氧。赵保明等〔26〕研究表明神经干细胞在体外缺氧培养条件下能够促进其向神经元细胞分化，而EPO与缺氧具有协同作用。但也有研究表明，缺氧有时间的限制，在短时间可以促进神经干细胞增殖，长时间影响其生长。Kang等〔27〕研究发现EPO与胰岛素样生长因子联合应用能对抗免疫缺陷病毒对大脑的侵犯，改善其引起的神经衰弱，痴呆等症状。Cao等〔28〕发现EPO的作用并不总是有益的。他们的研究表明EPO能促进肿瘤的生长，高表达EPOR是神经胶质瘤干细胞得以维持的重要因素。神经胶质瘤干细胞表达的EPOR是非干细胞类的几倍。如果用阻断剂阻断EPO与其受体的相互作用，肿瘤生长明显减慢，变小。Wang等〔29〕发现EPO也能改变脊髓原神经干细胞的增殖周期，但有趣的是与细胞增殖周期有关的酶在EPO处理组和对照组并没有明显区别，由此可推测，EPO及受体在关于神经干细胞的增殖和分化起生理性的作用。Fu等〔30〕指出EPO不仅对神经细胞有保护作用，而且能调节其免疫抗原性。氨甲酰促红细胞生成素能加强增殖的及分化的神经干细胞的MHC-I的抗原性，而减弱了MHC-II的抗原性。

3.2 EPO与间充质干细胞 间充质干细胞是来源于骨髓的具有多种风化潜能的干细胞，取材方便，免疫原性低，近年来对其诱导分化为各种终末细胞的研究较多，为进一步的临床应用打下基础。间充质干细胞是有别于骨髓中造血干细胞的一类细胞。其表面标志CD44，CD29阳性，而CD34，CD45为阴性。间充质干细胞，原代培养时生长较慢，有文献报道，约14 d才能长满培养皿的80%。张定国等〔31〕研究发现促红细胞生成素能促进MSC增殖，效率呈剂量依赖性。正常组的MSC的G0/G1期比例较高，为90.2%，S期和G2/M期的比例相对较低，分别为6.5%，3%，经10 U/ml的EPO诱导后G0/G1期的比例下降(约73%)，S期和 G2/M期的比例相对增加(分别为约15%，12%)。王文益等〔32〕在体外构建 EPO的真核表达质粒 pEGFP-N1/EPO，然后将质粒转染骨髓间充质干细胞，转染后EPO成功在间充质细胞内表达，将转染后的间充质干细胞移植到动物模型的脑缺血梗死区，MSC部分风化为了神经元细胞，减轻脑的功能损失，改善大脑的学习记忆功能。间充质干细胞在缺氧的条件下能对氧耐受较好，进一步研究表明缺氧后间充质干细胞的EPO受体表达增加。因此，EPO可能通过抗凋亡的作用增加间充质干细胞对缺氧的耐受能力。杨超等〔33〕通过慢病毒将EPO基因转入间充质干细胞中，结果显示EPO能稳定表达，并诱导间充质干细胞转变为类胚胎干细胞，这种诱导的胚胎干细胞通过悬浮条件培养分化为造血系细胞。Danielyan等〔34〕提出EPO能保护间充质干细胞在不利其生长环境(比如缺氧、过量谷氨酸、β淀粉样变性)，存活、神经细胞样分化的功能。他们发现EPO能提高间充质干细胞的胆碱乙酰转移酶及mAchR，使其分化为类胆碱能神经细胞。EPO通过激活Wnt3a保护间充质干细胞抵抗缺氧、高谷氨酸等，保护其功能。陈龙等〔35〕发现间充质干细胞表达EPOR受体，EPO能促进间充质干细胞的迁移，且在一定范围能剂量依赖性。Yokoo等〔36〕用人的间充质干细胞培育出了能分泌EPO的器官，而且其分泌的EPO能改善贫血。Zwezdaryk等〔37〕也发现间充质干细胞表达EPOR，EPO能促进间充质干细胞向缺血区趋化，进而形成血管。EPO增加间充质干细胞的趋药性、迁移性，激活基质金属蛋白酶，有助于局部血管的形成。

3.3 EPO与造血干细胞 EPO作为造血调控因子已早有研究，它促进红系祖细胞增殖，分化成熟。当造血干细胞异常时，如发生了骨髓增生异常综合征时，研究发现外周学中的促红细胞生成素显著增加。正常人EPO主要在肾合成，它的释放主要受EPO基因转录活性的调控。而EPO基因受HIF-2的调控。Shiozawa等〔38〕提出一个新的观点:造血干细胞并不只是参与血液细胞的生成，它还与成骨密切相关。他们发现从动物分离来的造血干细胞经急性失血模式的调节后转变成了成骨样细胞。Li等〔39〕发现低氧环境和EPO协同作用使骨髓和脾的巨核红系祖细胞增多，而巨核、粒系祖细胞减少。Perrotta等〔40〕发现造血干细胞EPOR发生突变，即第1251位的碱基由G突变为T之后，EPO的作用大大增加，使造血干细胞的增殖和分化为红系细胞的能力大大提高，引来遗传性红细胞增多症，并观察到使循环中的内皮祖细胞提高了20倍。但Westenbrink等〔41〕发现在心衰病人，即使促红细胞生成素正常，骨髓中造血干细胞分化形成的各系细胞都明显低于正常对照组，由此说明在特定条件下，造血除与EPO有关外，还受很多其他因素的影响。Bullock等〔42〕发现人体内铁的缺乏，会导致造血干细胞对EPO的反应减弱。Aguirre等〔43〕发现EPOR与骨髓造血密切相关，尤其机体受到某些影响骨髓造血功能的药物影响时，EPOR的恢复是造血功能恢复的前提保障。Zakharov等〔44〕发现EPO促进造血干细胞增殖的强度与造血干细胞本身的分化成熟程度有关，他们发现培养有核红细胞第一个24 h血岛的增殖能力明显强于晚期形成的血岛。Huang等〔45〕发现EPOR敲除的小鼠的骨髓中红系细胞、血小板都明显减少，将一有功能的碱基序列变短的EPOR转基因替代EPOR基因，能使小鼠骨髓红系集落明显增加。Klopsch等〔46〕的实验表明给发生心肌梗死的小鼠心内直接注射EPO能募集CD34+、c-kit+干细胞到梗死区，减少梗死面积，增加梗死区的毛细血管密度，提高左心室的功能，降低右心室壁的压力。Kapur等〔47〕发现红系祖细胞表达EPOR，并且与c-kit相互作用。他们构建了GATA-1缺失的模型，发现干细胞因子刺激c-kit，使得EPOR及Stat5表达引起bcx-1的表达上调，维持红系祖细胞的存活，促进红细胞分化、成熟。

3.4 EPO与胚胎干细胞 胚胎干细胞是一类来自囊胚内细胞团的具有多向分化潜能的全能干细胞。在一定条件下，胚胎干细胞可以分化为神经细胞，血管内皮细胞，心肌细胞等，是细胞移植工程的重要“种子”细胞。有研究表明，胚胎干细胞能自分化为心肌样细胞，但效率低下。王治等〔48〕研究表明rhEPO能诱导胚胎干细胞表达心肌细胞早期转录因子Nkx 2.5，GATA-4，1.0 U/ml的rhEPO组在诱导的第8天心肌细胞的分化率较自发分化组显著增加。Glazova等〔49〕提出胚胎干细胞对脊髓损伤的修复在初期并不是依赖于EPO，他们将胚胎干细胞直接注入受伤小鼠的脊髓发现胚胎干细胞在向神经细胞分化的阶段EPO的表达下降，而对照组的EPO表达上调。Boroujeni等〔50〕研究发现，经EPO干预过的胚胎干细胞不影响其归巢能力，而且能增加其在造血器官的血细胞系集落的形成。他们将胚胎干细胞经尾静脉注入小鼠体内，在其肾脏检测到经EPO处理的造血系细胞集落约17.33，而对照组约6.1。Robey等〔51〕发现氨甲酰促红细胞生成素能提高胚胎干细胞在心肌梗死模型的移植存活率，促进心脏功能的恢复。

3.5 EPO与内皮祖细胞 内皮祖细胞是一类骨髓来源的具有分化为成熟内皮细胞潜能的祖细胞。它主要参与血管的形成及血管内皮细胞损伤的修复。EPO能提高内皮细胞的增殖能力，并呈剂量依赖性。Ferri等〔52〕用rhEPO成功治愈了一例系统性硬化症伴有皮肤溃疡者，该患者经检查发现骨髓内皮祖细胞明显减少，并且增殖分化功能不足。经过6个月的rhEPO治疗后，患者内皮祖细胞明显增加，并且功能明显恢复。Sautina等〔53〕发现EPO促进心肌细胞分泌血管生长因子，该生长因子促进心肌组织的内皮祖细胞增殖并形成血管，增加心肌血供，改善心肌功能。他们研究发现EPO上调心肌细胞的血管生长因子mRNA(VEGF mRNA)的表达，提高了心肌梗死区的血管密度达37%。若处理组加入VEGF的特异抑制物EPO改善心功能的作用则大大减弱。EPO能增加内皮祖胞的数量及功能，且这一功能是通过EPO与其细胞膜上的受体betaC-R结合，诱导NO的产生来实现的。

4 EPO作用的主要机制

4.1 EPO抗凋亡、促进细胞增殖及促进红细胞成熟的机制EPO具有保护多种细胞抗凋亡的作用。EPO与EPO-R结合后可减少自由基的释放，抑制钙超载，抑制炎症细胞的激活，发挥抗凋亡的作用。其还可通过激活JAK2，而后JAK2使EPO-R及STAT5激活PI3K，PI3K使AKT激活，活化的AKT使死亡相关蛋白(Bad)磷酸化，通过上调抗凋亡基因bcl-2，使bcl-2/bax的比值增大，caspase 3蛋白减少，减少细胞的程序性死亡。EPO调节细胞周期，使D1、D2期的细胞增加，抑制G2期，而且这一过程也通过EPO与EPOR结合后，激活JAK2，再激活STAT5信号通路完成。另外EPO可通过促进NOS的表达，间接调控细胞周期。EPO可通过如下途径调节红细胞的生成:它能与红系祖细胞上的受体结合后刺激使其丝分裂，减缓CFU-E DNA的降解速率，激活红系特异基因。同时EPO与造血干细胞上的相应受体结合后，使STAT5、STAT1磷酸化，激活AKT，MAPK，与GFI1B协同激活bcl，促进造血干细胞向红系分化并促进其成熟，抑制成熟红细胞的凋亡。在造血过程中，EPO受S3G/Spi2a及TRIB3调节。EPO也能通过激活JAK2后，NF-κB抑制因子(IκB)磷酸化，使其与 NF-κB 解离，从而 NF-κB 转入核内调节下游基因的转录，上调凋亡抑制蛋白XIAP和c-CIAP2，阻断caspase的合成发挥抗凋亡的作用。EPO与相应受体结合后可上调STAT1及EKLF转录子，进而上调抗凋亡蛋白，发挥抗凋亡作用。

4.2 EPO的神经保护机制 EPO限制活性氧家族和兴奋性氨基酸的产生，诱导血管生成，保护细胞免受凋亡等机制，也是EPO发挥神经保护的重要的机制。除上述的机制外EPO还能调节突触间传递信息的神经递质。EPO通过调节细胞的钙离子流，膜的去极化，神经递质的合成等使神经干细胞在缺血缺氧的情况下对抗凋亡，有利于神经干细胞增殖并分化为神经元细胞以修复局部损伤。EPO可调节突触的可塑性，激活钙离子通道刺激多巴胺的释放。EPO还可诱导NO的合成，而NO能促进兴奋性神经递质和抑制性神经递质的释放。也有研究报道是通过激活细胞膜上的T型Ca2+通道，使Ca2+内流增加，细胞内钙的增加促进神经递质的释放。Sims等〔54〕研究发现EPO发挥神经细胞的保护作用时通过上调细胞谷胱甘肽的产生，进而发挥抗氧化损伤。

4.3 抗氧化的机制 EPO能抑制NO介导的氧化氧自由基的产生。EPO还能降低脂质过氧化反应，增强谷胱甘肽过氧化酶的活性。

4.4 促瘤生长的机制 虽然EPO促进肿瘤如神经胶质瘤生长的机制还不是很清楚，但有研究表明rhEPO与其受体相互作用后激活转录因子STAT3后肿瘤干细胞维持自我更新及不断的增殖与分化。有研究发现，STAT3的激活能促进血管生长因子的释放，促进血管的形成，也为肿瘤的生长创造了条件。

4.5 EPO促进成骨机制 EPO与造血干细胞上的EPOR结合后，激活JAK-SATA信号通路，使其表达BMP，促进成骨细胞的转变。EPO也能直接刺激间充质细胞分化为成骨细胞。在成骨过程中，EPO可以直接先激活破骨细胞，然后再通过直接或间接刺激造血干细胞或是间充质细胞表达BMP，促进成骨。

5 总结和展望

目前的研究表明EPO不仅促进红细胞的分化成熟，而且它作用于多种组织细胞，发挥促进其增殖，抗凋亡、抗氧化、抗炎的作用，以保持组织器官的结构和功能的完整性。除此EPO还调节干细胞，促进干细胞的增殖、分化，促进其向受损伤部位迁徙，在局部修复损伤组织。尽管目前EPO在临床大量应用仍有导致血栓、高血压等风险，但干细胞移植仍是心血管系统、神经系统损伤等修复最根本的治疗，而目前干细胞在局部的移植组织处的存活及分化仍是研究的热点。鉴于上述EPO的作用及将EPO氨甲酰化、小剂量应用，心血管系统的并发症发生率低，EPO有望成为与干细胞协同治疗损伤组织器官。但EPO与干细胞相互作用的机制还有待进一步研究，以及还需大量的动物实验和临床实验。EPO在疾病治疗方面将有广阔的应用前景。

1 Bonsdorff E，Jalavisto E.A humoral mechanism in anoxic erythrocytosis〔J〕.Acta Physiol Scand，1948;16(2-3):150-70.

2 Miyake T，Kung CK，Goldwasser E，et al.Purification of human erythropoietin〔J〕.J Biol Chem，1977;252(15):5558-64.

3 Siren AL，Knerlich F，Poser W，et al.Erythropoietin and erythropoietin receptor in human ischemic/hypoxic brain〔J〕.Acta Neuropathol(Ber1)，2001;101(3):271-6.

4 刘晓明，徐建国.促红细胞生成素预处理对缺血-再灌注心脏保护作用的研究进展〔J〕.临床麻醉学杂志，2009;25(10):913-5.

5 Zanjani ED，Poster J，Burlington H，et al.Liver as the primary site of erythropoietin formation in the liver〔J〕.J Lab Clin Med，1977;89(3):640-4.

6 Lin FK，Suggs S，Lin CH，et al.Cloning and expression of the human erythropoietin gene〔J〕.Proc Natl Acad Sci USA，1985;82(22):7580-4.

7 Semenza GL，Nejfelt MKL，Chi SM，et al.Hypoxia-inducible factors bind to an enhancer element located 3，to the human erythropoietin gene〔J〕.Proc Natl Acad Sci USA，1991;88(13):5680-4.

8 Beck I，Ramirez S，Weinmann R，et al.Enhancer element at the 3，flanking region controls transcriptional response to hypoxia in the human erythropoietin gene〔J〕.J Biol Chem，1991;266(24):15563-6.

9 Semenza GL，Wang GL.A nuclear factor induced by hypoxia via de novo protein synthesis binds to the human erythropoietin gene enhancer at a site required for transcriptional activation〔J〕.Mol Cell Biol，1992;12(12):5447-54.

10 Paliege A，Rosenberger C，Bondke A，et al.Hypoxia-inducible factor-2alpha-expressing interstitial fibroblasts are the only renal cells that express erythropoietin under hypoxia-inducible factor stabilization〔J〕.Kidney Int，2010;77(4):269-71.

11 Paul P，Rohman SA，Meagher RC.Modulation of erythropoietin production by adenosine〔J〕.J Lab Clin Med，1988;112(2):166-73.

12 Nagashima K，Karasawa A.Modulation of erythropoietin production by selective adenosine agonists and antagonists in normal and anemic rats〔J〕.Life Sci，1996;59(9):761-71.

13 Fisher JW，Brookins J.Adenosine A2a and A2b receptor activation of erythropoietin production〔J〕.Am J Physiol，2001;281(5):826-32.

14 Bakris GR，Sauter ER，Hussey JI，et al.Effects of theophylline on erythropoietin production in normal subject and in patients with erythrocytosis after renal transplantation〔J〕.N Eng J Med，1990;323(2):86-90.

15 Batmunkh C，Krajewski J，Jelkmann W，et al.Erythropoietin production:molecular mechanisms of the antagonistic actions of cyclic adenosine monophosphate and interleukin-1〔J〕.FEBS Lett，2006;580(13):3153-60.

16 Gleiter CH，Brause M，Delabar U，et al.Evidence against a major role of adenosine in oxygen dependent regulation of erythropoietin in rats〔J〕.Kid Int，1997;52(2):338-44.

17 Gross DM，Brookins J，Fink GD，et al.Effects of prostaglandins A2，E2 and F2 alpha on erythropoietin production〔J〕.J Pharmacol Exp Ther，1976;198(2):489-96.

18 Fink GD，Fisher JW.Stimulation of erythropoiesis by beta adrenergic agonists I.Characterization of activity in polycythemic mice〔J〕.J Pharmacol Exp Ther，1977;202(1):192-8.

19 Radtke HW，Jubiz W，Smith JB，et al.Albuterol-induced erythropoietin production and prostaglandins release in the isolated perfused dog kidney〔J〕.J Pharmacol Exp Ther，1980;214(3):467-71.

20 Nelson PK，Brookins JW，Fisher JW.Erythropoietic effects of prostacyclin(PGI-2)and its metabolite 6-ketoPGE-1〔J〕.J Exp Biol Med，1983;226(2):493-9.

21 Jelkmann W，Huwiler A，Fandrey J，et al.Inhibition of erythropoietin production by phorbol ester is associated with down-regulation of protein kinase C isoenzyme in hepatoma cells〔J〕.Biochem Biophys Res Commun，1991;179(3):1441-8.

22 Fandrey J，Jelkmann WE.Interleukin-1 and tumor necrosis factor-alpha inhibit erythropoietin production in vitro〔J〕.Ann NY Acad Sci，1991;628:250-5.

23 Sadamoto Y，lgase K，Sakanaka M，et al.Erythropoietin prevents place navigation disability and cortical infarction in rats with permanent occlu-sion of the middle cerebral artery〔J〕.Biochem Biophys Res Commun，1998;253(1):26-32.

24 赵舒武，高英茂，张晓丽，等.EPO对体外培养的神经干细胞增殖、分化和凋亡的影响〔J〕.神经解剖学杂志，2007;23(5):549-53.

25 罗海龙，金玉玲.IGF-1和EPO对新生大鼠海马源性神经干细胞分化的实验研究〔J〕.齐齐哈尔医学院学报，2008;29(1):530-31.

26 赵保明，赵 莉，耿慧慧.促红细胞生成素对低氧状态下神经干细胞增殖、分化的影响〔J〕.蚌埠医学院学报，2010;135(1):4-6.

27 Kang YJ，Digicaylioglu M，Russo R，et al.Erythropoietin plus insulinlike growth factor-I protects against neuronal damage in a murine model of human immunodeficiency virus-associated neurocognitive disorders〔J〕.Ann Neurol，2010;68(3):342-52.

28 Cao Y，Lathia JD，Eyler CE.Erythropoietin receptor signaling through STAT3 is required for glioma stem cell maintenance〔J〕.Genes Cancer，2010;1(1):50-61.

29 Wang Y，Yao M，Zhou C，et al.Erythropoietin promotes spinal cord-derived neural progenitor cell proliferation by regulating cell cycle〔J〕.Neuroscience，2010;167(3):750-7.

30 Fu ZQ，Shao QL，Shen JL.Effect of carbamylated erythropoietin on major histocompatibility complex expression and neural differentiation of human neural stem cells〔J〕.J Neuroimmunol，2010;221(2):15-24.

31 张定国，张馥敏，张郁青，等.促红细胞生成素对大鼠骨髓间充质干细胞增殖和细胞周期的影响〔J〕.南京医科大学学报(自然科学版)，2007;27(2):142-4.

32 王文益，赵聪敏，廖 伟，等.EPO基因修饰MSCs对新生大鼠缺氧缺血性脑损伤的治疗作用〔J〕.重庆医学，2009;38(22):2787-92.

33 杨 超，吉 蕾，岳 文，等.红细胞生成素基因修饰的间充质干细胞条件培养基促进人胚胎干细胞向造血细胞分化〔J〕.中国实验血液学杂志，2010;18(4):976-80.

34 Danielyan L，Schäfer R，Schulz A，et al.Neuron-like differentiation and functionality of mesenchymal stem cells in neurotoxic environment:the critical role of erythropoietin〔J〕.Cell Death Differ，2009;16(12):1599-614.

35 陈 龙，程范军，唐俊明，等.红细胞生成素对骨髓源间充质干细胞迁移的影响〔J〕.中华血液学杂志，2008;29(12):811-4.

36 Yokoo T，Fukui A，Matsumoto K，et al.Generation of a transplantable erythropoietin-producer derived from human mesenchymal stem cells〔J〕.Transplantation，2008;85(11):1654-8.

37 Zwezdaryk KJ，Coffelt SB，Figueroa YG.Erythropoietin，a hypoxia-regulated factor，elicits a pro-angiogenic program in human mesenchymal stem cells〔J〕.Exp Hematol，2007;35(4):640-52.

38 Shiozawa Y，Jung Y，Ziegler AM，et al.Erythropoietin couples hematopoiesis with bone formation〔J〕.PLoS One，2010;5(5):e10853.

39 Li P，Huang J，Tian HJ，et al.Regulation of bone marrow hematopoietic stem cell is involved in high-altitude erythrocytosis〔J〕.Exp Hematol，2011;39(1):37-46.

40 Perrotta S，Cucciolla V，Ferraro M，et al.EPO receptor gain-of-function causes hereditary polycythemia，alters CD34 cell differentiation and increases circulating endothelial precursors〔J〕.PLoS One，2010;5(8):e12015.

41 Westenbrink BD，Voors AA，de Boer RA，et al.Bone marrow dysfunction in chronic heart failure patients〔J〕.Eur J Heart Fail，2010;12(7):676-84.

42 Bullock GC，Delehanty LL，Talbot AL，et al.Iron control of erythroid development by a novel aconitase-associated regulatory pathway〔J〕.Blood，2010;116(1):97-108.

43 Aguirre MV，Todaro JS，Juaristi JA，et al.Murine erythropoietic impairment induced by paclitaxel:interactions of GATA-1 and erythroid Krüppel-like transcription factors，apoptotic related proteins and erythropoietin receptor〔J〕.Eur J Pharmacol，2010;636(3):42-51.

44 Zakharov IM，Feklicheva IV.On the erythropoietin effect on the cell proliferative activity in the culture of th erythroblastic islands of the rat bone marrow in transfusion polycytemia〔J〕.Ross Fiziol Zh Im I M Sechenova，2009;95(9):955-60.

45 Huang X，Pierce LJ，Chen GL，et al.Erythropoietin receptor signaling regulates both erythropoiesis and megakaryopoiesis in vivo〔J〕.Blood Cells Mol Dis，2010;44(1):1-6.

46 Klopsch C，Furlani D，Gäbel R，et al.Intracardiac injection of erythropoietin induces stem cell recruitment and improves cardiac functions in a rat myocardial infarction model〔J〕.J Cell Mol Med，2009;13(4):664-79.

47 Kapur R，Zhang L.A novel mechanism of cooperation between c-Kit and erythropoietin receptor:stem cell factor induces the expression of Stat5 and erythropoietin receptor，resulting in efficient proliferation and survival by erythropoietin〔J〕.J Biol Chem，2001;276(2):1099-106.

48 王 治，戴秋艳，刘少稳.重组人促红细胞生成素对小鼠胚胎干细胞向心肌细胞分化的影响〔J〕.生物医学工程与临床，2008;12(6):499-502.

49 Glazova M，Hollis S，Pak ES.Embryonic stem cells inhibit expression of erythropoietin in the injured spinal cord〔J〕.Neurosci Lett，2011;488(1):55-9.

50 Boroujeni MB，Salehnia M，Valojerdi MR，et al.Transplantation and homing of mouse embryonic stem cells treated with erythropoietin in spleen and liver of irradiated mice〔J〕.Iran Biomed J，2009;13(2):87-94.

51 Robey TE，Saiget MK，Reinecke H，et al.Systems approaches to preventing transplanted cell death in cardiac repair〔J〕.J Mol Cell Cardiol，2008;45(4):567-81.

52 Ferri C，Giuggioli D，Manfredi A，et al.Recombinant human erythropoietin stimulates vasculogenesis and wound healing in a patient with systemic sclerosis complicated by severe skin ulcers〔J〕.Clin Exp Dermatol，2010;35(8):885-7.

53 Sautina L，Sautin Y，Beem E，et al.Induction of nitric oxide by erythropoietin is mediated by the{beta}common receptor and requires interaction with VEGF receptor 2〔J〕.Blood，2010;115(4):896-905.

54 Sims B，Clarke M，Njah W，et al.Erythropoietin-induced neuroprotection requires cystine glutamate exchanger activity〔J〕.Brain Res，2010;1321:88-95.