细胞凋亡因子与肺动脉高压机制的研究进展

徐林

(沈阳医学院沈洲医院心胸外科，辽宁 沈阳 110002)

肺动脉高压(pulmonary arterial hypertension，PAH)是临床较为常见且治疗困难的肺心血管疾病，WHO将PAH定义为持续性的肺动脉高压增高，在静息状态下肺动脉平均压(mPAP)>25 mmHg(1 mmHg=0.133 kPa)，或运动时mPAP>30 mmHg,同时伴平均肺小动脉楔压和左室舒张末压<15 mmHg[1]。PAH分为原发性和继发性2种，原发性极少。继发性PAH较为常见，主要发生于高原低氧环境或因各种慢性阻塞性肺疾病导致的缺氧引起的肺血管反应失调，又称为低氧性PAH；此外，继发性PAH还常见于先天性心脏病患者。该病的主要病理特征为肺动脉血管收缩和肺血管重建并呈闭塞性病变，疾病常呈进行性发展，最终导致严重的心功能障碍而死亡。就其发病机制方面仍无明确定论。

肺血管收缩和(或)血管内皮细胞受损后引起的一系列肺血管重构变化，是启动和维持PAH的重要机制。研究表明，多种因素参与肺血管重构：(1)缺氧、钾离子通道表达减少及功能受损；(2)5羟色胺(5-HT)及5-HT转运体含量升高；(3)骨形成蛋白2型受体基因突变[2]及Suruivin、钾离子通道、AGT-1、Tenascin-c等细胞凋亡因子作用。(4)线粒体和细胞凋亡均与细胞低氧密切相关。因此，如何阻止及逆转肺血管重构是有效防治PAH的关键环节。本文就上述细胞凋亡因子与PAH的研究进展予以综述。

1 缺氧、钾离子通道表达减少及功能受损

由于低氧引起血管内皮细胞损伤后， 血管内皮合成和分泌的各种血管舒缩因子平衡失调导致早期的肺血管收缩 (hypoxic pulmonary vasoconstriction，HPV) 以及后期的肺血管重塑。血管内皮细胞对于维持血管正常发育和生长平衡有重要意义， 作为机体内最大的内分泌器官，它可合成和分泌多种细胞因子、 生长因子， 维持内环境平衡。实验证实， 缺氧可促进内皮细胞的凋亡、 脱落， 细胞功能异常使合成、 分泌的各种血管舒缩因子失调， 导致肺血管痉挛、 重塑、 产生缺氧性肺动脉高压(hypoxic-induced pulmory hypertension，HPH)肺动脉平滑肌改变，肺动脉平滑肌细胞 (pulmonary artery smooth muscle cells，PASMC) 既是肺血管收缩的效应细胞， 也是引起结构改建的细胞基础。缺氧条件下， PASMC出现增殖性改变， 并与缺氧时间相关， 说明PASMC的增殖是导致缺氧性肺血管重塑的直接原因， 其增殖性改变与凋亡指数无直线相关关系， 增殖过程中不伴有凋亡水平的显著变化。

PASMC中电压门控钾通道与HPH发生关系最为密切。研究发现， 缺氧时钾通道受抑制， 导致PASMC去极化、 膜电位降低， Ca2+内流增加， 肺动脉平滑肌收缩， 启动HPV[3]。缺氧性肺血管重建：钾通道还有保持细胞增生和凋亡平衡功能， 当钾通道功能降低时， 细胞凋亡受到抑制， 导致肺血管重构[4]。

2 5-HT及5-HT转运体含量升高

目前研究表明，在肺部5-HT主要与肺血管平滑肌细胞(pulmonary vascular smooth muscle cells，PVSMC)上的5-HT1B/1D及5-HT2A受体结合引起肺血管收缩[5]。另外5-HT还具有促细胞有丝分裂作用，可以通过细胞膜SERT转入PVSMC内，引起PVSMC增殖[6]。而肺中小动脉平滑肌增殖是引起肺血管阻力增加、肺动脉压升高的主要原因。因此，目前认为5-HT参与PAH形成的机制与诱导肺血管收缩和肺血管构型重塑有关。

5-HT作为潜在的促进PAH形成的血管活性因子，人们已对其进行了大量的研究。细胞学实验表明，5-HT能在微摩尔的浓度范围内引起PASMC增殖[7]。动物实验表明，给予外源性5-HT可以诱导大鼠PAH的形成[8]；5-HT合成限速酶色胺酸羟化酶(Thl)基因敲除可以抑制肺血管机构重塑[9]；应用SERT抑制剂阻断5-HT转入细胞内可以抑制大鼠PAH的形成[10]。临床研究发现，PAH患者血浆中5-HT浓度比正常人群高30倍[11]。通过对5-HT作用机制研究，目前认为5-HT主要通过激活Ras/Rac-MAPK途径，活化核转录因子，引起细胞的增生肥大[12]。实验表明在5-HT作用下牛PASMC中ERKl/ERK2激酶磷酸化作用在5 min内增强了5～7倍，而用MAPKK阻断剂PD-98059可以阻断5-HT促DNA合成作用[13]。目前对于此信号转导途径的具体过程尚不十分清楚，可能与GTP酶激活蛋白酪氨酸磷酸化、Ras及活性氧簇等有关[14]。

3 骨形成蛋白及其受体

骨形成蛋白(bone morphogenetic protein，BMP)是转化生长因子-β(transforming growth factor-β，TGF-β)超家族内的最大的细胞因子群[15]。BMP调节各种细胞的生长、分化、凋亡[2]。TGF-β超家族Ⅱ型受体特异配体与骨成型蛋白受体-Ⅱ(bone morphogenetic protein receptor-Ⅱ，BMPR-Ⅱ)结合后，启动细胞内信号转导[16]。BMP9通过BMPR-Ⅱ和活化素受体样激酶(activin receptorlike kinase-1，ALK-1)组成的复合物完成信号转导[17]。在配体结合后， Ⅱ型受体磷酸化细胞内Ⅰ型受体。活化的Ⅰ型受体磷酸化胞浆信号蛋白，即Smads，完成TGF-β超家族的信号转导[18]。BMPs信号通过受体介导Smads(R-Smads) 的限制性部位(如：Smads-1，-5，-8)与伴侣Smad(Co-Smad)、Smad-4组成复合物，易位到细胞核。在Smad泛素化调控因子(Smad ubiquitination and regulatory factors，Smurfs)[19]和Smad磷酸酶作用下切断细胞内Smad信号通路[20]。

在肺内，BMPR-Ⅱ在肺动脉血管内皮高度表达，在PASMC和成纤维细胞少量表达。BMPR-Ⅱ在BMPR-Ⅱ基因突变的肺动脉表达减少；BMPR-Ⅱ基因无突变的特发性肺动脉高压(idiopathic pulmonary arterial hypertension，IPAH)患者肺血管BMPR-Ⅱ也是减少的[21]。不论是否有基因突变，BMPR-Ⅱ表达的减少可能对于PAH发病至关重要。BMPR-Ⅱ基因突变的患者和非典型IPAH，Smad1/5的磷酸化程度同样在肺动脉血管内皮降低。实际上，BMPs可能在上述这些细胞诱导凋亡。BMPs的生长抑制作用已被证实具有Smad1依赖性。但是，在从1～2mm直径肺动脉分离的PASMC上，BMPs 2，4却刺激增生[21]。这种BMPs的前增殖效应取决于ERK1/2和p38MAPK的活化。Smad和丝裂原活化蛋白激酶(mitogen-activated protein kinases，MAPK)通路在细胞内被同等程度激活，但是信号整合途径可能不同。整合过程可能发生在重要的转移因子家族水平上，即DNA结合(Id基因)抑制因子水平上[22]。

血管内皮细胞对BMPs的反应取决于特异性BMP配体。内皮细胞增殖、移位，形成管状结构以适应BMP4和BMP6的作用[22]。另外，BMPs保护内皮细胞免于凋亡[23]。研究表明，通过BMPR-Ⅱ和ALK-1的作用，BMP9可能抑制了肺动脉血管内皮细胞增生。siRNA敲除BMPR-Ⅱ，增加肺动脉血管内皮细胞凋亡的易感性。BMPs在肺动脉内皮细胞与内皮细胞下层PASMC作用相反，在此基础上有学者提出一种假设[24]：即，内皮细胞BMPR-Ⅱ功能的减低可能促进增加内皮的凋亡，破坏了内皮屏障，从而使细胞因子进入，激活血管弹性蛋白酶。内皮细胞凋亡高发生率导致内皮细胞凋亡-耐受克隆的发生，下层的PASMC暴露在生长因子下而不断分化增生。

此外，有研究表明PAH动物的BMPR-Ⅱ mRNA表达减少[25]。在野百合碱(monocrotaline，MCT)诱导的鼠模型上，通过腺病毒转染BMPR-Ⅱ到气道不能阻止PAH的发生[26]。然而，在慢性低氧性大鼠模型上，BMPR-Ⅱ靶基因转染到肺动脉内皮可明显减少PAH的发生[27]。利用基因敲除鼠证实了BMP通路在早期胚胎发生和血管发育起关键作用[28]。当杂合子BMP+/-小鼠暴露于过度表达的白细胞介素-1β或5-HT时，与同窝出生野生型小鼠相比，更容易发生PAH[29]。因此，当暴露于其他环境刺激因子时，BMPR-Ⅱ功能丧失，增加PAH发生率。由此有学者提出“双击”假设[30]，即由基因蓄积和(或)易感人群环境因素导致血管异常。正常水平的BMPR-Ⅱ转基因小鼠在发育过程中，约有10%存在BMPR-Ⅱ siRNA表达过度。这些小鼠不能发展成PAH，但可发展成遗传性毛细血管扩张症(伴有血管扩张和贫血)[31]。而敲除BMPR-Ⅱ的小鼠则较易出现PAH[32]。

4 血管生成素-1

血管生成素(angiopoietin，Ang)是一类具有强大的促血管生长作用的细胞因子。Ang家族包括4种，Ang-1，Ang-2，Ang-3和Ang-4。Ang-1是一种低聚糖蛋白，Ang-1基因定位于8q22，分子质量约70 ku，全长498氨基酸，含3个结构域。Ang配体通过血管内皮特定的酪氨酸激酶Tie2发挥作用[30]。

Ang-1由血管平滑肌细胞和周细胞分泌。Tie2在内皮细胞上表达，是一种跨膜受体[33]。在正常成人肺内Ang-1表达极少，而Tie2表达较多[34]；然而在大多数非家族性PAH中，Ang-1却过度表达[35]。Ang-1通过在肺血管内皮细胞酪氨酸磷酸化，激活Tie2受体[36]。有研究表明，与对照组相比，人类PAH肺组织内，Tie2磷酸化水平增加了4倍[37]。Ang-1基因过度表达可诱导大鼠形成PAH[38]。Ang-1转基因动物表现出肺血管内皮细胞Tie2磷酸化增高和肺小动脉SMC增生[39]。

另外，Ang-1可通过激活丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶Akt(serine/threonine protein kinase Akt)，上调凋亡抑制因子Survivin，稳定细胞活力抑制凋亡。体外实验证明，常规情况下，内皮细胞在缺乏生长因子的培养基内变圆、皱缩和出泡等变化，Ang-1的存在可阻止上述情况的发生并减少DNA碎片的含量，减少细胞膜外Annexin V阳性的内皮细胞数目等凋亡细胞指标[40]。体内研究表明，可溶性的Ang-1突变体经静脉输入体内后，大部分滞留于小肠绒毛静脉和肺静脉等微静脉网内，而较少在肝内，其滞留可显著减轻放射性所致的内皮细胞凋亡[41]。

这一领域存在争议。Ang-1可以防止MCT和缺氧诱导的大鼠PAH的发展。研究者将Ang-1转染入PASMC后，经右颈静脉注入MCT所诱导的PAH大鼠体内，28 d后转染的Ang-1恒定地表达于接受治疗的大鼠肺组织中并发挥作用，上调了MCT所抑制的Tie2受体水平，明显降低了PAH大鼠第28天的死亡率，右室收缩压也明显下降。MCT还导致了微循环细胞凋亡的增加和内皮型一氧化氮合酶(eNOS)mRNA表达的减少，转染Ang-1后，可明显改善上述改变[42]。

5 Survivin与PAH

Survivin作为凋亡抑制蛋白家族中的新成员，具有以下功能：(1)抑制凋亡：可以抑制多种刺激因子引起的凋亡。Survivin抑制细胞凋亡的机制十分复杂，可能存在多种途径：①抑制凋亡信号转导的上游通路[43]：将Survivin阴性突变质粒转染细胞后，可观察到诱导线粒体释放细胞色素C、caspase-9的活性增加，细胞凋亡被诱导，进一步证实了Survivin有抑制细胞色素C释放的作用；抑制下游的效应caspase活化：杆状病毒凋亡抑制蛋白重复子功能区能直接抑制下游的效应：caspase-3和caspase-7的活化，含1个BIR功能区的Survivin被证实可能也具有这种功能，它能与caspase-3和caspase-7结合并抑制其活化，从而阻断了多种因子如Fas、化疗药物诱导的细胞凋亡的发生。②促进IAP家族其他成员的功能：Survivin能与IAP分子抑制物次级线粒体衍生caspase活化因子集合，解除SMAC对其他IAP家族成员的抑制作用，从而增强了X染色体连锁的凋亡蛋白剂等其他IAP分子对凋亡的抑制作用，间接发挥抗凋亡作用。③存在非caspase依赖途径：Shankar等[23]在2株来源于神经系统的人成神经细胞瘤和少突胶质细胞瘤中以同等条件转染反义Survivin寡核苷酸，均可下调Survivin表达，诱导细胞凋亡，在细胞株少突胶质细胞瘤此过程中可观察到caspase-3活化，使用caspase广谱拮抗剂亦不能拮抗反义Survivin寡核苷酸诱导细胞凋亡的作用，表明在某些肿瘤细胞株中Survivin对凋亡的抑制作用可能存在着非caspase依赖途径[21]。(2)促进细胞增殖：Survivin在细胞分裂过程中起重要作用，促进细胞增殖。细胞周期依赖性因子和细胞周期同源性区域是特异性存在于G2/M期的表达基因,人类Survivin基因的启动子含有3个CDE和1个CHR,所以Survivin的表达具有细胞周期性,只在G2/M期表达, Survivin mRNA及其蛋白选择性在有丝分裂期间增多。Survivin能对抗G2/M期凋亡的诱导，过度表达可以逃逸凋亡切点，通过有丝分裂促进转化细胞异常增殖。Fortugno等[21]认为，在有丝分裂细胞中，Survivin存在一个亚细胞池，80%的Survivin与有丝分裂中期的中心体和微管结合并发生重要作用。应用反义RNA技术，反义Survivin除了引起自发凋亡外，还引导异常的有丝分裂的出现，其特点是多个中心体、多极有丝分裂纺锤体的形成、胞质移动障碍和多核细胞的形成。

MecMutry等[37]研究发现，所有PAH患者重构的PASMC中均有Survivin表达，而继发于肺栓塞的PAH患者和非PAH患者的肺动脉中则没有发现其表达。Sakao等[38]发现血管高剪切力可以导致内皮细胞表达Survivin。体内试验证实，当血管平滑肌细胞暴露于血管生长因子如血小板衍生因子(plateletderived growth factor，PDGF)时，Survivin表达增加。由野百合碱诱导PAH的大鼠，早期内皮损伤，使肺动脉平滑肌暴露于血管生长因子，从而使Survivin表达增加。MecMutry等[44]对野百合碱诱发PAH大鼠进行研究，发现重构的肺动脉平滑肌中有Survivin表达，而正常肺动脉中则没有。而且，重度PAH大鼠肺动脉平滑肌中可见Survivin过度表达。体内、外试验均显示，抑制肺血管壁细胞Survivin的过度表达可以促使PASMC凋亡、抑制细胞增殖、线粒体去极化导致细胞色素C从胞质中流出、凋亡诱导因子转移到细胞核、增加钾离子通道开放，从而逆转肺血管重构。

Survivin靶向治疗在肿瘤治疗中已取得一些成功经验，但在治疗PAH方面尚处于动物实验研究中。MecMutry等[44]证实PAH的肺血管凋亡像肿瘤组织中的一样同样受到抑制，并且将载有表达磷酸化缺陷Survivin突变体的腺病毒对PAH大鼠进行吸入治疗后，生存率提高25%，同时大鼠的PAH发展过程也呈现逆转的趋势，肺血管阻力、右心室肥大程度均有所减小。抑制Survivin的表达可以减少增殖、促进凋亡，抑制肺血管细胞过度生长，逆转PAH并改善心功能，从而降低PAH，提高生存率。

但是，正常细胞也可能有Survivin激活的途径，特别是在血管平滑肌细胞，血管损伤亦可使Survivin表达增加；而且，Survivin的过度表达在肺血管重构发生之前还是继发于肺血管重构之后尚不明确，Survivin在PAH形成过程中的具体作用机理有待进一步研究。

6 Tenascin-C与PAH

Tenascin-C是存在于细胞外基质的一种糖蛋白。在高压型动物和人类中，表达于损伤和重构的PASMC间层[45]，随着PASMC增生而增加[46]。其次，Tenascin-C促进PASMC增生和存活。通过群集和酪氨酸激酶受体(例如，内皮生长因子受体)的活化，外源性的Tenascin-C由可溶性的生长因子(包括内皮生长因子和基质成纤维因子)激活，加快PASMC的增生[47]。另外，研究表明，在分离于野百合碱诱导PAH小鼠的PASMC和肺动脉上，通过反义过程抑制Tenascin-C，诱导了PASMC凋亡和受损肺血管的退化[48]。

7 线粒体和细胞凋亡与细胞低氧

低氧刺激后，肺循环发生HPV，这有利于血液进入灌注良好的肺血管，维持通气血流比例平衡，然而持续HPV会导致肺泡长期缺氧从而引起肺血管重构、PAH。

近年来研究发现，线粒体与细胞凋亡以及细胞低氧感受密切相关，并在PAH发病机制中起到非常重要的作用。研究发现，单个PASMC在低氧刺激下可以发生收缩反应，表明PASMC可以直接感受缺氧并引起HPV。研究认为，HPV反应是双相的，在短暂的收缩反应(第一期)后紧随者缓慢而持续的收缩(第二期)。第一期发生在缺氧刺激后几秒钟内，被认为是急性反应，不依赖于内皮组织的存在。相反，第二期发生在缺氧刺激几分钟后，但在慢性缺氧过程中可以持续几个小时到几天。此期的发生有赖于完整内皮组织的存在，与内皮源性缩血管因子(内皮素-1)有关。

线粒体膜间隙存在多种促凋亡因子，如细胞色素C、凋亡诱导因子、Ca2+。而位于内膜的腺苷酸转位因子和位于外膜的电压依赖性阴离子通道等蛋白组成线粒体通透性转换孔(PT孔)。细胞应激反应或凋亡信号引起线粒体PT孔开放，线粒体跨膜电位下降，膜间隙促凋亡因子cytc、AIF、Ca2+等释放入胞质。其中cytc与凋亡活化因子、caspsae-9、dATP形成凋亡体，激活caspase-3，引发caspases级联反应，导致细胞凋亡。

总之，多种途径引起PASMC增殖增多，凋亡受到抑制，导致肺血管中膜增厚和重构。凋亡在PAH形成过程中起重要作用。在上述机制研究中，有关骨形成蛋白及其受体的机制的研究较为充分；Tenascin-C相应的研究则较少。在Ang-1研究出现争论的同时，针对钾通道的药物已经进入临床应用。越来越多的研究表明，Survivin在PAH中表达较特异，因此，Survivin靶向治疗可能成为PAH的治疗的新方法。

参考文献：

[1]Farber HW, Loscalzo J. Pulmonary arterial hypertension [J].N Eng J Med, 2004,351(16):1655-1665.

[2]Dipp M,Evans AM.Cyclic ADP-ribose is the primary trigger for hypoxic pulmonary vasoconstriction in the rat lung in situ[J].Cire Res，2001,89(1):77-83.

[3]Mandegar M， Yuan JX. Role of K+channels in pulmonary hypertension[J]. Vasc Pharmacol， 2002， 38： 25-33.

[4]Zuo XR,Xie WP,Wang H.K+channels and pulmonary artery smooth muscle cell apoptosis [J].International Journal of Respiration,2009 ， (18)：1137-1140.

[5]Kaumann AJ，Levy FO．5-hydroxytryptamine receptors in the human cardiovascular system [J]．Pharmacol Ther，2006，111：674-706.

[6] Weir EK,Hong Z,Varghese A.The serotonin transporter:a vehicle to elucidate pulmonary hypertension?[J].Circ Res,2004,94:1152-1154.

[7] Benmansour S,Owens WA,Cecchi M,et al.Serotonin clearance in vivo is alrered to a greater extent by antidepressant-induced downregulation of the serotonin transporter than by acute blockade of this transporter [J].J Neurocsi,2002,22:6766-6772.

[8]Eddahibi S,Raffestin B,Pham I,et al.Treatment with 5-HT porentiates development of pulmonary hypertension in chronically hypoxic rats [J].Am J Physiol，1997,272:H1173-H1181.

[9]Izikki M,Hanoun N,Marcos E,et al.Tryptophan hydroxylase 1 knockout and tryptophan hydroxylase 2 polymorphism:effects on hypoxic pulmonary hypertension in mice [J].Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,2007,293:L1045-L1052.

[10]Song D,Wang S,et al.5-Hydroxytryptamine induced proliferation of pulmonary artery smooth muscle cells are extracellular signal-regulated kinase pathway dependent [J].Acta Pharmacol Sin,2005,26:563-567.

[11]Marcos E,Fadel E,Sanchez O,et al.Serotonin-induced smooth muscle hyperplasia in various forms of human pulmonary hypertension [J].Cire Res,2004,94:1263-1270.

[12]Welsh DJ，Harnett M，MacLean M,et al．Proliferation and signaling in fibroblasts：role of 5-hydroxytryptamine2Areceptor and transporter [J]．Am J Respir Crit Care Med，2004,170：252-259．

[13]Li M，Liu Y，Dutt P,et al．Inhibition of serotonin-inducedmitogenesis． migration， and ERK MAPK nucleartranslocation in vascular smooth muscle cells by atorvastatin [J]．Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol，2007,293：L463-L471．

[14]Liu Y，Suzuki YJ，Day RM，et al．Rho kinase-induced nuclcartransloeation of ERK l/ERK2 in smooth muscle cell mitogenesis caused serotonin [J]．Circ Res，2004，95：579-586．

[15]Miyazono K,Kusanagi K,Inoue H. Divergence and convergence of TGF-beta/BMP signaling [J]. J Cell Physiol，2001，187:265-276.

[16]Rosenzweig BL,Imamura T,Okadome T,et al. Cloning and characterization of a human type II receptor for bone morphogenetic proteins [J]. Proc Natl Acad Sci USA，1995，92:7632-7636.

[17]David L,Mallet C,Trembath RC,et al. Identification of BMP9 and BMP10 as functional activators of the orphan activin receptor-like kinase 1 (ALK1) in endothelial cells [J].Blood，2007，109:1953-1961.

[18]Massague J,Seoane J,Wotton D.Smad transcription factors [J]. Genes Dev，2005，19:2783-2810.

[19]Yang X, Long L, Southwood M, et al. Dysfunctional Smad signaling contributes to abnormal smooth muscle cell proliferation in familial pulmonary arterial hypertension [J]. Circ Res，2005，96:1053-1063.

[20] Chen HB, Shen J, Ip YT,et al. Identification of phosphatases for Smad in the BMP/DPP pathway [J]. Genes Dev,2006，20:648-653.

[21] Atkinson C, Stewart S, Upton PD, et al. Primary pulmonary hypertension is associated with reduced pulmonary vascular expression of type II bone morphogenetic protein receptor [J]. Circulation，2002，105:1672-1678.

[22]Yang J, Davies RJ, Southwood M, et al. Mutations in bone morphogenetic protein type II receptor cause dysregulation of Id gene expression in pulmonary artery smooth muscle cells: implications for familial pulmonary arterial hypertension [J]. Circ Res，2008，102:1212-1221.

[23]Teichert-Kuliszewska K, Kutryk MJ, Kuliszewski MA, et al. Bone morphogenetic protein receptor-2 signaling promotes pulmonary arterial endothelial cell survival: implications for loss-of-function mutations in the pathogenesis of pulmonary hypertension [J]. Circ Res，2006，98:209-217.

[24]Morrell NW,Adnot S,Archer SL, et al.Cellular and molecular basis of PAH [J]. J Am Coll Cardiol，2009，54:S20-S31.

[25]Takahashi H, Goto N, Kojima Y, et al. Down regulation of type II bone morphogenetic protein receptor in hypoxic pulmonary hypertension [J].Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol，2006，290:L450-L458.

[26] McMurtry MS, Moudgil R, Hashimoto K,et al. Overexpression of human bone morphogenetic protein receptor 2 does not ameliorate monocrotaline pulmonary arterial hypertension [J]. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol，2007，292:L872-L878.

[27] Reynolds AM, Xia W, Holmes MD, et al. Bone morphogenetic protein type 2 receptor gene therapy attenuates hypoxic pulmonary hypertension [J]. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol，2007，292:L1182-L1192.

[28] Beppu H, Kawabata M, Hamamoto T, et al. BMP type Ⅱ receptor is required for gastrulation and early development of mouse embryos [J].Dev Biol，2000，221:249-258.

[29] Long L, MacLean MR, Jeffery TK, et al. Serotonin increases susceptibility to pulmonary hypertension in BMPR2-deficient mice [J].Circ Res，2006，98:818-827.

[30] Kim KT, Choi HH, Steinmetz MO, et al. Oligomerization and multimerization are critical for angiopoietin-1 to bind and phosphorylate Tie2 [J]. J Biol Chem，2005，280:20126-20131.

[31] Liu D, Wang J, Kinzel B, et al.Dosage-dependent requirement of BMP type Ⅱ receptor for maintenance of vascular integrity [J]. Blood，2007，110:1502-1510.

[32] Hong KH, Lee YJ, Lee E, et al. Genetic ablation of the BMPR2 gene in pulmonary endothelium is sufficient to predispose to pulmonary arterial hypertension [J]. Circulation，2008，118:722-730.

[33] Thistlethwaite PA, Lee SH, Du LL, et al. Human angiopoietin gene expression is a marker for severity of pulmonary hypertension in patients undergoing pulmonary thromboendarterectomy [J].J Thorac Cardiovasc Surg，2001，122:65-73.

[34] Wong AL, Haroon ZA, Werner S, et al. Tie2 expression and phosphorylation in angiogenic and quiescent adult tissues [J]. Circ Res，1997，81:567-574.

[35] Du L, Sullivan CC, Chu D, et al. Signaling molecules in nonfamilial pulmonary hypertension [J].N Engl J Med,2003，348:500-509.

[36] Sullivan CC, Du L, Chu D, et al.Induction of pulmonary hypertension by an angiopoietin 1/Tie2/serotonin pathway [J]. Proc Natl Acad Sci USA,2003,100:12331-12336.

[37] Dewachter L, Adnot S, Fadel E, et al. Angiopoietin/Tie2 pathway influences smooth muscle hyperplasia in idiopathic pulmonary hypertension [J].Am J Respir Crit Care Med,2006,174:1025-1033.

[38] Chu D, Sullivan CC, Du L, et al. A new animal model for pulmonary hypertension based on the overexpression of a single gene,angiopoietin-1 [J].Ann Thorac Surg,2004,77:449-456.

[39] Kido M, Du L, Sullivan CC, et al. Gene transfer of a Tie2 receptor antagonist prevents pulmonary hypertension in rodents [J].J Thorac Cardiovasc Surg,2005,129:268-276.

[40] Kim I,Kim HG,So JN,et al.Angiopoietin-1 regulates endothelial cell survival through the phosphatidylinositol 3-kinase/Akt signal transduction pathway [J].Circ Res,2000,86(1):24-29.

[41] Cho CH, Kammerer RA, Lee HJ, et al.Designed angiopoietin-1 variant, COMP-Ang1,protects against radiation-induced endothelial cell apoptosis [J]. PNAS,2004,101(15):5553-5558.

[42] Zhao YD,Campbell AI,Robb M,et al.Protective role of angiopoietin-1 in experimental pulmonary hypertension [J].Circ Res,2003，92:984-991.

[43] Remillard CV,Yuan JX．Activation of K+channels：an essential pathway in programmed cell death [J]．Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,2004,286:L49-L67.

[44] McMurtry MS, Archer SL, Altieri DC, et al. Gene therapy targeting survivin selectively induces pulmonary vascular apoptosis and reverses pulmonary arterial hypertension [J].J Clin Invest,2005,115:1479-1491.

[45] Jones PL,Rabinovitch M.Tenascin-C is induced with progressive pulmonary vascular disease in rats and is functionally related to increased smooth muscle cell proliferation [J].Circ Res,1996,79:1131-1142.

[46] Ihida-Stansbury K, McKean DM, Lane KB, et al. Tenascin-C is induced by mutated BMP type Ⅱ receptors in familial forms of pulmonary arterial hypertension [J]. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,2006,291:L694-L702.

[47] Jones PL, Crack J, Rabinovitch M. Regulation of tenascin-C, a vascular smooth muscle cell survival factor that interacts with the alpha beta3 integrin to promote epidermal growth factor receptor phosphorylation and growth [J].J Cell Biol，1997，139:279-293.

[48] Cowan KN, Jones PL, Rabinovitch M. Regression of hypertrophied rat pulmonary arteries in organ culture is associated with suppression of proteolytic activity, inhibition of tenascin-C, and smooth muscle cell apoptosis [J]. Circ Res，1999，84:1223-1233.